Summary

在支撑脂双层配体纳米簇阵列

Published: April 23, 2017
doi:

Summary

我们提出了一个协议官能玻璃与由流体脂质双层包围的纳米蛋白贴剂。这些基材与先进的光学显微镜兼容,并有望作为细胞黏附和迁移的研究平台。

Abstract

目前,处于钝化表面的细胞生物学研究的海洋产生黏附蛋白岛的有序阵列相当大的兴趣。在过去几年里,它已成为越来越清楚地看到活细胞反应,不仅能呈现给他们的分子的生化性质,而且这些分子的显示方式。创建蛋白微图案因此现在在许多生物学实验室的标准;纳米图案也更方便。然而,在细胞间相互作用的背景下,有必要图案不仅蛋白质,而且脂质双层。这种双PROTEO脂质的图案至今没有得到方便。我们提供了一个浅显的技术来创建支持玻璃蛋白质纳米点,提出了一种方法,用支撑脂双层(SLB)回填点间的空间。从示踪剂的光漂白包括在SLB荧光脂质,我们证明了双层的-PL表现出相当大的ANE流动性。用荧光基团功能化的蛋白点,使我们能够像他们,并表明他们在规则六边形网格排列。典型的点尺寸是大约800nm和这里展示的间距为2微米。这些基板有望成为用于细胞粘附,迁移和机械 – 感测研究,作为有用的平台。

Introduction

细胞粘附通过专门的细胞粘附分子(凸轮),蛋白质存在于细胞膜,其能够在细胞外基质或在另一细胞结合到其对应的发生。上粘附的细胞,最粘附分子包括整联无处不和钙粘蛋白,在簇1中的形式存在。 T淋巴细胞(T细胞)与抗原呈递细胞(的APCs)的相互作用提供的在两个小区之间的界面形成受体簇的重要性特别引人注目插图 – 通常被称为免疫突触。在形成与充当信令的平台2,3,4,并最终集中的T细胞形式微米尺度簇的表面上的APC,T细胞受体(TCR)的第一接触,以形成一个较大的中心超分子簇(CSMAC )小姑娘= “外部参照”> 5,6,7。最近,已表明在APC上侧,所述TCR的配体也聚集8。

在T细胞的APC相互作用,混合动力系统的部署,其中APC通过与相关蛋白官能化的人造表面模仿的上下文中,已大大提高了我们突触接口2,3,4,5,6,7的理解。在这种情况下,它是设计APC模拟表面可捕捉到目标小区的一个或多个方面密切相关。例如,如果配体是在支持的脂质双层接枝,它们可以以双层的平面扩散,模仿APC表面上的情况,并在同一时间允许的形成CSMAC 6,7。类似地,APC上的簇已经通过在聚合物9,10,11,12,13,14的海创建配体的岛屿模仿。然而,这两个功能迄今尚未合并。

在这里,我们描述了一种新技术,以创建由脂质双层与扩散脂质包围抗CD3(靶向TCR复合物的抗体)的纳米点。双层使用朗缪尔-布罗杰特/朗缪尔-谢弗技术7,15,16沉积并如果需要的话,可以用一个特定的蛋白质被官能化-例如,T细胞整联配体(称为ICAM1)。此外,抗CD3蛋白点腠LD与另一种抗体或CAM来代替。虽然我们选择的蛋白质如T细胞黏附的研究平台将来使用,这里详细的策略可以适用于任何的蛋白质和DNA,甚至。

Protocol

1.清洗玻璃盖,幻灯片和观察室安排在诸如聚四氟乙烯(PTFE)由惰性材料制成的多滑动托盘玻璃盖滑动。 浸入表面活性剂溶液与滑动托盘和观察室(推荐用于清洁石英比色杯中是合适的任何产物)。 使用在室温下30分钟的表面活性剂溶液的超声波浴,超声处理(20和30℃之间)。 漂洗用超纯水5倍(18.2MΩ.cm,0.059μS/ cm)的。 超声处理中,在室温下30分钟表面活性…

Representative Results

的荧光图像进行分析,以测量点的间距和尺寸。典型间隔被发现是1900±80 nm和典型点大小为600±100纳米( 图1G)。的间距用的用于掩模珠的大小设置。的点尺寸是由珠尺寸以及沉积条件设定。 SLB被唯一地围绕蛋白质点和不淀积在它们( 图2),在SLB成像通道看到的孔,并在NAV成像通道看到的点之间的完美的互补性。连续光漂白数据的分析表明,在?…

Discussion

上述方案中的关键步骤是通过一个支撑脂双层相关的蛋白质纳米点或这些点周围的空间的回填的形成。相对于蛋白质纳米点的第一个关键步骤是胎圈掩模的制备方法。盖滑动的清洁是至关重要的。将载玻片需要与被推荐用于清洗石英比色杯中,或用氧等离子体的洗涤剂溶液中或者清洗。其它清洁技术,如浸渍在乙醇或异丙醇处理不会使玻璃充分亲水,并因此不支持大覆盖珠单层的形成。与此同时?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我们感谢洛朗Limozin,皮尔·迪拉德和阿斯特丽德·瓦赫勒继续有关手机应用富有成效的讨论。我们也从PLANETE洁净室设备感谢弗雷德里克·贝杜他与SEM观察的帮助。这项工作是部分由欧洲研究委员会通过批准号307104 FP / 2007-2013 / ERC资助。

Materials

Glass coverslips Assistent, Karl Hecht KG 
Observation chamber Home made
Alkaline surfactant concentrate (Hellmanex) Hella Analytics 9-307-011-4-507
Ultra-sonicator ThermoFisher
Desiccator Labbox
Crystallizer  Shott
Neutravidine Thermo Fischer Scientifique 84607
PBS  Sigma-aldrich P3813
Water MQ  ELGA, Veolia France
Silica beads Corpuscular Inc 147114-10
APTES Sigma-aldrich A3648
BSA-Biotin Sigma-aldrich A8549
DOPC Avanti Polar Lipids 850375C
Dansyl-PE Avanti Polar Lipids 810330C
Chloroform Sigma-aldrich 650471
Gastight syringe  Dominique Dustcher , France 74453
Film balance NIMA Medium
Microscope Zeiss, Germany TIRF-III system
Aluminium Target  Kurt J. Lesker Compagny, USA
Radio Frequency Magnetron sputtering Système  modified SMC 600 tool by ALCATEL , France

References

  1. Alberts, B., Johnson, A., Lewis, J., et al. . Molecular Biology of the Cell. , (2002).
  2. Varma, R., Campi, G., Yokosuka, T., Saito, T., Dustin, M. L. T Cell Receptor-Proximal Signals Are Sustained in Peripheral Microclusters and Terminated in the Central Supramolecular Activation Cluster. Immunity. 25 (1), 117-127 (2006).
  3. Kaizuka, Y., et al. Mechanisms for segregating T cell receptor and adhesion molecules during immunological synapse formation in Jurkat T cells. Proc Natl Acad Sci USA. 104 (51), 20296-20301 (2007).
  4. Dustin, M. L., Groves, J. T. Receptor signaling clusters in the immune synapse. Annu Rev Biophys. 41, 543-556 (2012).
  5. Huppa, J. B., Davis, M. M. T-cell-antigen recognition and the immunological synapse. Nat Rev Immunol. 3 (12), 973-983 (2003).
  6. Grakoui, A., et al. The Immunological Synapse: A Molecular Machine Controlling T Cell Activation. Science. 285, 221-228 (1999).
  7. Dillard, P., Varma, R., Sengupta, K., Limozin, L. Ligand-mediated friction determines morphodynamics of spreading T cells. Biophys J. 107 (11), 2629-2638 (2014).
  8. Lu, X., et al. Endogenous viral antigen processing generates peptide-specific MHC class I cell-surface clusters. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (38), 15407-15412 (2012).
  9. Pi, F., Dillard, P., et al. Size-Tunable Organic Nanodot Arrays: A Versatile Platform for Manipulating and Imaging Cells. Nano Lett. 15 (8), 5178-5184 (2015).
  10. Deeg, J., et al. T cell activation is determined by the number of presented antigens. Nano Lett. 13 (11), 5619-5626 (2013).
  11. Delcassian, D., et al. Nanoscale ligand spacing influences receptor triggering in T cells and NK cells. Nano Lett. 13 (11), 5608-5614 (2013).
  12. Matic, J., Deeg, J., Scheffold, A., Goldstein, I., Spatz, J. P. Fine tuning and efficient T cell activation with stimulatory aCD3 nanoarrays. Nano Lett. 13 (11), 5090-5097 (2013).
  13. Dillard, P., Pi, F., Lellouch, A. C., Limozin, L., Sengupta, K. Nano-clustering of ligands on surrogate antigen presenting cells modulates T cell membrane adhesion and organization. Integr Biol. 8 (3), 287-301 (2016).
  14. Pi, F., Dillard, P., Limozin, L., Charrier, A., Sengupta, K. Nanometric protein-patch arrays on glass and polydimethylsiloxane for cell adhesion studies. Nano lett. 13 (7), 3372-3378 (2013).
  15. Fenz, S. F., Merkel, R., Sengupta, K. Diffusion and intermembrane distance: case study of avidin and E-cadherin mediated adhesion. Langmuir. 25 (2), 1074-1085 (2009).
  16. Sengupta, K., et al. Mimicking tissue surfaces by supported membrane coupled ultra-thin layer of hyaluronic acid. Langmuir. 19 (5), 1775-1781 (2003).
  17. Taylor, Z. R., Keay, J. C., Sanchez, E. S., Johnson, M. B., Schmidtke, D. W. Independently controlling protein dot size and spacing in particle lithography. Langmuir. 28 (25), 9656-9663 (2012).
  18. Massou, S., et al. Large scale ordered topographical and chemical nano-features from anodic alumina templates. Appl. Surf Sci. 256 (2), 395-398 (2009).
  19. Selhuber-Unkel, C., Lopez-Garcia, M., Kessler, H., Spatz, J. P. Cooperativity in adhesion cluster formation during initial cell adhesion. Biophys J. 95 (11), 5424-5431 (2008).
  20. Arnold, M., et al. Induction of cell polarization and migration by a gradient of nanoscale variations in adhesive ligand spacing. Nano Lett. 8 (7), 2063-2069 (2008).
  21. Cavalcanti-Adam, E. A., et al. Cell spreading and focal adhesion dynamics are regulated by spacing of integrin ligands. Biophys J. 92 (8), 2964-2974 (2007).
  22. Schvartzman, M., et al. Nanolithographic Control of the Spatial Organization of Cellular Adhesion Receptors at the Single-Molecule Level. Nano Lett. 11 (3), 1306-1312 (2011).
  23. Mossman, K., Groves, J. Micropatterned supported membranes as tools for quantitative studies of the immunological synapse. Chem.Soc.Rev. 36 (1), 46-54 (2007).
  24. Furlan, G., et al. Phosphatase CD45 both positively and negatively regulates T cell receptor phosphorylation in reconstituted membrane protein clusters. J Biol Chem. 289 (41), 28514-28525 (2014).
  25. Hsu, C. J., et al. Ligand mobility modulates immunological synapse formation and T cell activation. PloS One. 7 (2), e32398 (2012).
  26. Yu, C., et al. Early integrin binding to Arg-Gly-Asp peptide activates actin polymerization and contractile movement that stimulates outward translocation. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (51), 20585-20590 (2011).
check_url/55060?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Benard, E., Pi, F., Ozerov, I., Charrier, A., Sengupta, K. Ligand Nano-cluster Arrays in a Supported Lipid Bilayer. J. Vis. Exp. (122), e55060, doi:10.3791/55060 (2017).

View Video