Summary

ひと臍帯血由来の血管内皮前駆細胞の分離

Published: September 14, 2017
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Summary

このプロトコルの目的は、臍帯血由来の血管内皮前駆細胞を分離することです。一部のアプリケーションは虚血性疾患の治療、心血管のリスクを持つ患者を識別するためのバイオ マーカーとしてこれらの細胞を使用して、作成組織設計の血管や心臓の弁を構築あります。

Abstract

末梢血血管内皮前駆細胞 (Epc) の存在とその血管関与 Ashara と同僚1によって報告されました。後で、他の人は骨髄2,3から発信された Epc の類似の種類の存在を記載されています。最近では、ヨーダとイングラム臍帯血由来の Epc を示した可能性があった、高い増殖大人周辺から分離されたものと比較して血の4,5,6。生後の発生に関与しているから離れて Epc また組織設計血管や心臓弁構造78を作成するための細胞源として約束を示しています。様々 な隔離のプロトコルが存在、内皮細胞および造血のマーカーの助けを借りて、上記のソースから派生した単核細胞 (多国籍企業) のセルの並べ替えや養殖専門内皮増殖とこれらの多国籍企業を含むいくつか媒体、またはこれらの技術9の組み合わせ。ここでは、隔離のためのプロトコルを提案する、Epc を使用しての文化専門血管内皮成長因子、西部にしみが付くことを使用して隔離されたセルの特性評価に続いて immunosorting を使用せず培と免疫染色。

Introduction

いくつかの調査官は、特性と人間 Epc5,1011,12,13の可能性を勉強しています。Epc は、循環血管内皮組織低酸素、虚血、外傷、あるいは腫瘍形成のサイトに従うし、新しい血管構造4,14の形成に貢献する能力を持っている細胞として記述することができます。観測へ生後発生の形での血管新生の関与は、これらの細胞とその治療への応用4,15,の病態生理の理解につながっている16. 心血管の病理学9,15,16,17,18,19 相関する個々 の Epc の数が示されています。 ,20。他の研究も Epc を弁線維芽細胞のような表現型に分化して組織工学心臓弁721のこれらの細胞を使用できることを提案しました。

調査4間の不一致のための Epc を分離するために必要な特定の細胞表面分子が明確に識別されていません。いくつかグループ1,17,22,23, Epc の推定される可能性があることを示唆によって実行された多国籍企業のさまざまな培養条件への露出で、特定のマトリックスへの接着異なる表現型プロパティを表示します。これらのプロパティには、貪食能力、マトリゲル、管形成と Dil アセチル化低密度リポタンパク質の摂取量の不足が含まれます。高いクローンと増殖能は、どの Epc と階層化された5をすることができます 2 つのプロパティです。Epc はまた4ひと胎児肺線維芽細胞の遊走と、体外に尿細管を形成できます。これらの細胞は、血管内皮細胞表面マーカーを表現して造血マーカー13,24,25のいくつかを共有するために知られています。フェノタイピング Epc の広く受け入れられている積極的に表現されたマーカーは CD31 CD34、血管内皮増殖因子受容体 2 (VEGFR2)、フォン ・ ヴィレブランド因子 (vWF)、CD133、c キットと血管内皮細胞のカドヘリン (VE カドヘリン)4,18. 共同 CD90、CD45、CD14、CD115、または α-平滑筋アクチン (α SMA) を発現する細胞が貪食、細菌およびde novo人間を形成することができない限られた増殖、潜在的な能力のため Epc をするとは見なされません船生体内で4,7。この資料では、プロトコルをソートの任意のセルを必要とせず人間の臍帯血から血管内皮前駆細胞の分離のための修正されたプロトコルについて説明します。この記事の負のインジケーターとして α SMA との肯定的なマーカーとして VEGFR2、CD34、CD31 を使いました。

この記事での分離及び細胞を使用して選別することがなく臍帯血由来の血管内皮前駆細胞を培養法特化成長因子 (EGM) と内皮増殖培を提案する.この EGM には、血管内皮増殖因子 (VEGF) と線維芽細胞成長因子 (FGF)、生存、増殖、および内皮細胞26の移行を強化が含まれています。セルの石畳の形態を維持するために責任があるアスコルビン酸も含まれていますインスリン様成長因子-1 (IGF-1 の)、血管新生と渡り鳥関数を提供します。成長因子の長期的な安定性の向上は、中型26ヘパリン。血管内皮細胞の培養液に追加他の成長因子には EGF26 に細胞の感受性を高める、ヒドロコルチゾンと分化、細胞増殖を刺激するのに役立ちます表皮の成長因子 (EGF) の補充が含まれています.この特定の成長媒体の使用の Epc 内皮細胞基本培地 (EBM) またはダルベッコ変更イーグル培地 (DMEM) と比較して高い数値を生成することを示す.

Protocol

アーカンソー制度検討委員会 (承認番号 16-04-722) の大学の承認を得て本研究を行った。クエン酸リン酸ブドウ糖 (CPD) ソリューション アーカンソー臍帯血バンクでの臍帯血の単位が採集し、ストレージの要件を満たしていないユニット研究寄付しました。臍帯血の単位が周囲温度でコレクションの 24 h 内のラボに取った。 1 臍帯血から血管内皮前駆細胞の分離 <str…

Representative Results

分離と血管内皮前駆細胞の拡張:総合的なプロトコルを描いた模式図 (図 1) を提供します。次の密度勾配媒体でひと臍帯血の密度勾配遠心法別の血コンポーネント レイヤーが観察されました。コラーゲン治療プレートに多国籍企業を播種時にコロニーの副産物が最初日 5 と 7 (図 2A) の間観察され…

Discussion

前述したように、付着性の Epc は、石畳の形態を所有しています。私たちの孤立した多国籍企業から進歩した紡錘形細胞コロニー (図 2A 2 D) 初期段階で石畳の植民地 (図 2E 2 階) に 10 日間の培養期間。Epc ラベル付けされている異なる研究グループによって異なる後期の血管内皮前駆細胞の10、としてすなわ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この材料はグラント号下の国立科学財団によってサポートされる作業に基づいてください。CMMI 1452943、アーカンソー大学の名誉の大学によって。我々 はまたアーカンソーの臍帯血バンク臍帯血の単位を提供する私たちを認識したいと思います。

Materials

A) For isolation and culturing
EGM-2 BulletKit Lonza CC-3162 This product comes with all the growth factors needed to make the Endothelial Growth Medium
Fetal Bovine Serum Thermofisher Scientific 26140079
Pencillin-Streptomycin-Glutamine (100X) Thermofisher Scientific 10378016
Ficoll-Paque GE Heatlhcare 17-1440-02
Hank's Balanced Salt Solution Thermofisher Scientific 14170-112
Ammonium Chloride Stem Cell Technologies 7850
1X Phosphate Buffer Saline Thermofisher Scientific 14190250
Rat Tail I Collagen Corning 354236
Glacial Acetic Acid Amresco 0714-500ML
0.05% Trypsin-EDTA Thermofisher Scientific 25300054
HEPES buffer Thermofisher Scientific 15630080
Dulbecco's Modified Eagle's Medium Thermofisher Scientific 10566-016
B) Antibodies and cell lysates
CD31  Abcam ab28364 1:250 dilution  for Western blotting
CD34 Santa Cruz Biotechnology sc-7045 1:100 dilution for Western blotting
α-SMA abcam ab5694 1:100 dilution for Western blotting
α-tubulin abcam ab7291 1:2500 dilution for Western blotting
VEGFR2 abcam sc504 1:100 dilution for Western blotting
Human umbilical vein endothelial cell lysate Santa Cruz Biotechnology sc24709 
Valve interstitial cell lysate Primary cell line cultured from own lab and lysed with RIPA buffer
C) Western blotting and immunostaining
10X Tris/Glycine/SDS buffer Biorad 161-0772 Used as running buffer
10X Tris/Glycine buffer Biorad 161-0771 Used as transfer buffer
Immobilon-FL transfer membrane Merck Millipore IPFL0010 This is a PVDF transfer membrane that has 45 µm pore size and is mentioned in the protocol as western blot membrane
4X Laemmli sample buffer Biorad 161-0747
2-mercaptoethanol Biorad 161-0710
10% Criterion TGX precast gel Biorad 5671033
Prolong Gold antifade Thermofisher Scientific P36930 Used for mounting immunostained coverslips for long term storage
Methanol VWR Analytical BDH1135-4LP

References

  1. Asahara, T., et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science. 275 (5302), 964-967 (1997).
  2. Lin, Y., Weisdorf, D. J., Solovey, A., Hebbel, R. P. Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood. J Clin Invest. 105 (1), 71-77 (2000).
  3. Shi, Q., et al. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells. Blood. 92 (2), 362-367 (1998).
  4. Hirschi, K. K., Ingram, D. A., Yoder, M. C. Assessing identity, phenotype, and fate of endothelial progenitor cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (9), 1584-1595 (2008).
  5. Ingram, D. A., et al. Identification of a novel hierarchy of endothelial progenitor cells using human peripheral and umbilical cord blood. Blood. 104 (9), 2752-2760 (2004).
  6. Yoder, M. C., et al. Redefining endothelial progenitor cells via clonal analysis and hematopoietic stem/progenitor cell principals. Blood. 109 (5), 1801-1809 (2007).
  7. Sales, V. L., et al. Transforming growth factor-beta1 modulates extracellular matrix production, proliferation, and apoptosis of endothelial progenitor cells in tissue-engineering scaffolds. Circulation. 114, 193-199 (2006).
  8. Sales, V. L., et al. Endothelial Progenitor Cells as a Sole Source for Ex Vivo Seeding of Tissue-Engineered Heart Valves. Tissue Eng Pt A. 16 (1), 257-267 (2010).
  9. Liew, A., Barry, F., O’Brien, T. Endothelial progenitor cells: diagnostic and therapeutic considerations. Bioessays. 28 (3), 261-270 (2006).
  10. Hur, J., et al. Characterization of two types of endothelial progenitor cells and their different contributions to neovasculogenesis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (2), 288-293 (2004).
  11. Ingram, D. A., Caplice, N. M., Yoder, M. C. Unresolved questions, changing definitions, and novel paradigms for defining endothelial progenitor cells. Blood. 106 (5), 1525-1531 (2005).
  12. Melero-Martin, J. M., et al. In vivo vasculogenic potential of human blood-derived endothelial progenitor cells. Blood. 109 (11), 4761-4768 (2007).
  13. Melero-Martin, J. M., Bischoff, J. Chapter 13. An in vivo experimental model for postnatal vasculogenesis. Methods Enzymol. 445, 303-329 (2008).
  14. Yoder, M. C. Human endothelial progenitor cells. Cold Spring Harb Perspect Med. 2 (7), 006692 (2012).
  15. Siddique, A., Shantsila, E., Lip, G. Y. H., Varma, C. Endothelial progenitor cells: what use for the cardiologist. J Angiogenes Res. 2 (6), (2010).
  16. Camci-Unal, G., et al. Surface-modified hyaluronic acid hydrogels to capture endothelial progenitor cells. Soft Matter. 6 (20), 5120-5126 (2010).
  17. Hill, J. M., et al. Circulating endothelial progenitor cells, vascular function, and cardiovascular risk. N Engl J Med. 348 (7), 593-600 (2003).
  18. Young, P. P., Vaughan, D. E., Hatzopoulos, A. K. Biologic properties of endothelial progenitor cells and their potential for cell therapy. Prog Cardiovasc Dis. 49 (6), 421-429 (2007).
  19. Mehta, J. L., Szwedo, J. Circulating endothelial progenitor cells, microparticles and vascular disease. J Hypertens. 28 (8), 1611-1613 (2010).
  20. Nevskaya, T., et al. Circulating endothelial progenitor cells in systemic sclerosis are related to impaired angiogenesis and vascular disease manifestations. Ann Rheum Dis. 66, 67-67 (2007).
  21. Cebotari, S., et al. Clinical application of tissue engineered human heart valves using autologous progenitor cells. Circulation. 114, 132-137 (2006).
  22. Ito, H., et al. Endothelial progenitor cells as putative targets for angiostatin. Cancer Res. 59 (23), 5875-5877 (1999).
  23. Vasa, M., et al. Increase in circulating endothelial progenitor cells by statin therapy in patients with stable coronary artery disease. Circulation. 103 (24), 2885-2890 (2001).
  24. Wu, X., et al. Tissue-engineered microvessels on three-dimensional biodegradable scaffolds using human endothelial progenitor cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (2), 480-487 (2004).
  25. Boyer, M., et al. Isolation of endothelial cells and their progenitor cells from human peripheral blood. J Vasc Surg. 31 (1), 181-189 (2000).
  26. Huber, B., Czaja, A. M., Kluger, P. J. Influence of epidermal growth factor (EGF) and hydrocortisone on the co-culture of mature adipocytes and endothelial cells for vascularized adipose tissue engineering. Cell Biol Int. 40 (5), 569-578 (2016).
  27. Sturdivant, N. M., Smith, S. G., Ali, S. F., Wolchok, J. C., Balachandran, K. Acetazolamide Mitigates Astrocyte Cellular Edema Following Mild Traumatic Brain Injury. Sci Rep. 6, 33330 (2016).
  28. Lam, N. T., Muldoon, T. J., Quinn, K. P., Rajaram, N., Balachandran, K. Valve interstitial cell contractile strength and metabolic state are dependent on its shape. Integr Biol (Camb). 8 (10), 1079-1089 (2016).
  29. Tandon, I., et al. Valve interstitial cell shape modulates cell contractility independent of cell phenotype. J Biomech. 49 (14), 3289-3297 (2016).
  30. Cockshell, M. P., Bonder, C. S. Isolation and Culture of Human CD133+ Non-adherent Endothelial Forming Cells. Bio-Protocol. 6 (7), (2016).

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Cite This Article
Ravishankar, P., Zeballos, M. A., Balachandran, K. Isolation of Endothelial Progenitor Cells from Human Umbilical Cord Blood. J. Vis. Exp. (127), e56021, doi:10.3791/56021 (2017).

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