JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

Характеристика индивидуальных белковых агрегатов с помощью инфракрасной наноспектроскопии и микроскопии атомной силы

Published: September 12, 2019
doi:
10.3791/60108
, , , ,
1Centre for Misfolding Diseases, Department of Chemistry,University of Cambridge, 2Institute of Biotechnology, Life Sciences Center,Vilnius University, 3Cavendish Laboratory, Department of Physics,University of Cambridge

Summary

Мы описываем применение инфракрасной наноспектроскопии и атомной микроскопии высокого разрешения для визуализации процесса самосборки белка в олигомерные агрегаты и амилоидные фибрилты, которые тесно связаны с началом и развитием широкого спектра нейродегенеративных расстройств человека.

Abstract

Феномен неправильного сворачивания и агрегации белка приводит к образованию высокоразногенных белковых агрегатов, которые связаны с нейродегенеративными состояниями, такими как болезни Альцгеймера и Паркинсона. В частности, низкий молекулярный вес агрегатов, амилоидных олигомеров, было показано, обладают общими цитотоксическими свойствами и причастны как нейротоксины во многих формах слабоумия. Мы иллюстрируем использование методов, основанных на атомной микроскопии силы (AFM) для решения сложной задачи характеристики морфологических, структурных и химических свойств этих агрегатов, которые трудно изучить с помощью обычных структурных методы или объемные биофизические методы из-за их неоднородности и преходящей природы. Подходы к микроскопии сканирования теперь способны исследовать морфологию амилоидных агрегатов с субнанометровым разрешением. Мы показываем здесь, что инфракрасная (ИК) наноспектрокопия (AFM-IR), которая одновременно использует высокое разрешение AFM и химическую силу распознавания ИК-спектроскопии, может пойти дальше и позволить характеристику структурных свойств отдельных белок агрегатирует, и таким образом предлагает проницательность в механизмы агрегации. Поскольку подход, который мы описываем, может быть применен также к исследованиям взаимодействий белковых сборок с небольшими молекулами и антителами, он может предоставить фундаментальную информацию для разработки новых терапевтических соединений для диагностики или лечения нейродегенеративных расстройств.

Introduction

Более 40 миллионов человек во всем мире в настоящее время страдают от нейродегенеративных расстройств, таких как болезнь Альцгеймера (AD)1 и Паркинсона (PD)2 заболеваний. В более общем плане, более пятидесяти патологий связаны на молекулярном уровне с протеином misfolding и агрегации, процесс, который приводит к распространению нерастворимых фибриллярных белковых агрегатов, известных как амилоидные отложения3, 4. Молекулярное происхождение нейродегенерации и ее связи с белковыми конформанформашническими изменениями белков, приводящими к образованию амилоидов, однако, остаются неясными, в значительной степени из-за высокого уровня неоднородности, преходящей природы и наномасштаба размеры патологических агрегатов4,5.

Высоко успешные исследования белковых структур в последние несколько десятилетий были широко основаны на использовании массовых методов, включая рентгеновскую кристаллографию, криоэлектронную микроскопию и ядерную магнитно-резонансную спектроскопию5, 6 , 7 (г. , 8 , 9. В рамках этого класса методов, инфракрасная (ИК) спектроскопия стала чувствительным аналитическим инструментом, чтобы разгадать химические свойства биологических систем, таких как белки8. Методы ИК позволяют количественно освящать вторичные и четырехнорные структурные изменения во время их неправильного сворачивания и агрегации. Кроме того, для дальнейшей расшифровки на микроскопическом уровне механистических деталей, участвующих в сложных ландшафтах свободной энергии белка во время их агрегации, важным достижением стала разработка инструментов химической кинетики, которые будут распространяться на сложные самосборки пути, включая амилоидные фибрилиды формирования5,6,7,10,11,12. Однако массовые спектроскопические методы обеспечивают только среднюю информацию о неоднородном ансамбле видов, присутствующих в растворе или участвующих в конкретных микроскопических шагах, тем самым делая исследование биофизических свойств человека агрегированные виды, бросающие вызов на наноуровне13,14.

За последние десятилетия появилось несколько методов микроскопии, способных работать на масштабах меньше, чем предел дифракции света. Этот класс методов включает электронную микроскопию (EM) и атомную силовую микроскопию (AFM). В то время как сканирование электронной микроскопии (SEM) и трансмиссионная электронная микроскопия (TEM) обеспечивают двумерные (2D) изображения образца, AFM появился в последние десятилетия как мощный и универсальный метод для изучения трехмерных (3D) морфологий, как а также наномеханические свойства образца с субнанометровымразрешением13,14,15,16,18,19, 20 , 21 год , 22 Г. , 23 , 24 , 25 , 26 , 27. Обоснование изучения агрегации белка через AFM является то, что этот подход позволяет исследования морфологии отдельных видов, присутствующих в решении13,14,16, 17,19,20,21,25,27,28,29,30, 31,32,33,34,35,36,37. В частности, путем мониторинга образца в качестве функции времени, AFM позволяет иссмотреть эволюцию морфологии видов в образце, что позволяет следить и визуализировать пути формирования амилоидов23, 25,38,39,40,41,42. Кроме того, AFM позволяет количественно определить структурные параметры, такие как поперечные высоты и длины отдельных видов, присутствующих в растворе13,19,30,31 ,32,33,34,35,36,37,40,43, 44 , 45 г. , 46 , 47 год , 48. Однако, изучение одного биофизического свойства, такого как морфология, часто недостаточно при изучении неоднородных и сложных биологических систем. AFM, SEM или TEM методы визуализации сами по себе не легко выявить химические свойства неоднородных видов амилоидных агрегатов на наноуровне.

Основной прогресс в анализе неоднородных биологических образцов такого масштаба был сделан недавно с развитием и применением в области агрегации белка инфракрасной наноспектроскопии (AFM-IR)24,26, 38,42,49,50,51,52. Этот инновационный метод использует сочетание пространственного разрешения AFM (1–10 нм) с химическим анализом ИК. Техника AFM-IR основана на измерении фототермального индуцированного резонансного эффекта, управляемого ИК-лазером, и на измерении теплового расширения образца, исследуемого по наконечнику AFM. Образец может быть освещен ИК-лазером непосредственно сверху или снизу в общем внутреннем отражении, так же, как и в обычной инфракрасной спектроскопии24,42,52,53 . ИК-лазер может пульсировать с типичными частотами в порядке сотен килогерц (1-1000 кГц) и настроен на широкий спектральный диапазон, как правило, между 1000-3300 см-1. Хотя лазерный источник охватывает область диаметром 30 мкм, пространственное разрешение метода AFM-IR номинально определяется диаметром наконечника AFM, который обнаруживает локальное тепловое расширение системы. AFM-IR хорошо подходит для изучения биологических образцов, потому что ИК-сигнал пропорционален их толщине до 1,1,5 мкм, и полученные спектры ИК, как правило, в согласии с соответствующими спектрами передачи FTIR13,54 ,55. По этой причине, установленные методы анализа в спектроскопии могут быть легко применены, такие как изучение химических сдвигов, изменение формы полосы и де-свертывания второй анализ производных52. В целом, сочетая пространственное разрешение AFM с химической силой распознавания ИК-спектроскопии, AFM-IR позволяет одновременно приобрести широкий спектр морфологических, механических и химических свойств образца на наноуровне.

Здесь мы иллюстрируем протокол для характеристики процесса агрегации белка, который использует сочетание in vitro флуоресценции анализы, с высоким разрешением AFM изображений и наномасштабных AFM-ИК. Этот комбинированный подход уже преуспел в предоставлении подробных результатов в изучении химических и структурных свойств отдельных микрокапель, образованных белковыми агрегатами, в изучении разделения фаз жидко-жидкого белка, а также в изучение неоднородности и биофизических свойств отдельных агрегированных видов на наномасштабе23,26,38,45,50,53, 56,57.

Protocol

1. Агрегация анализы на флуоресценции пластины читателей ПРИМЕЧАНИЕ: Описанный здесь протокол является примером того, как изучать агрегацию любого белка или пептида химической кинетикой. В частности, он описывает оптимизированный протокол для изучения агрегации пептида…

Representative Results

Репрезентативный временной курс агрегации АЗ42, измеряемый по оценке флуоресценции ThT, показан на рисунке 1. Процесс агрегации обычно характеризуется сигмоидальной кривой, где фаза запаздывания первоначально наблюдается, и сопровождается крутой фазой роста, прежде чем …

Discussion

Первым важным шагом в этом протоколе является подготовка мономерных белков, например, в случае решения АЗ42, описанного в шагах 1.1 и 1.2. Важно инициировать процесс агрегации из высоко чистого, мономерного раствора, так как наличие олигомерных или агрегированных видов может привести к пло…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы благодарят Швейцарский национальный фонд науки (SNF) за финансовую поддержку (грант номер P2ELP2-162116 и P300P2-171219), Дарвинколледж, программа Erasmus для финансовой поддержки (грант номер 2018-1-LT01-KA103-046719-1540-P3) исследования, приведёвшие к этим результатам, получили финансирование от Европейского исследовательского совета в рамках Седьмой Рамочной программы Европейского союза (FP7/2007-2013) через грант ERC PhysProt (соглашение No 337969), Фонд Ньюмана (T.P.J.K.) и The Кембриджский центр по неиспужным заболеваниям (C.G., M.V., и T.P.J.K.).

Materials

AFM-IR system Anasys Instruments nanoIR 2 or 3 Systems to measure thermal expansion in contact and resonance mode
Corning 96-well Half Area Black/Clear Bottom Polystyrene NBS Microplate Corning 3881
Corning Microplate Aluminium Sealing Tape Corning 6570
Double Sided Adhesive Discs AGAR Scientific AGG3347N
FLUOstar Omega BMG Labtech 415-101 Platereader
Mica Disc 10mm V1 AGAR Scientific AGF7013
Park NX10 AFM system Park Systems N/A Atomic Force Microscope
Platypus Ultra-Flat Gold Chips Platypus Technologies AU.1000.SWTSG
PPP-NCHR-10 cantilevers Park Systems PPP-NCHR-10
Protein LowBind Tubes, 2.0mL Eppendorf 30108132
Silicon gold coated cantilevers Anasys Instruments PR-EX-nIR2
SPM Specimen Discs 12mm AGAR Scientific AGF7001
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Selkoe, D. J., Hardy, J. The amyloid hypothesis of Alzheimer’s disease at 25 years. EMBO Molecular Medicine. 8, 595-608 (2016).
  2. Poewe, W., et al. Parkinson disease. Nature Reviews Disease Primers. 3, 1-21 (2017).
  3. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, functional amyloid, and human disease. Annual Review of Biochemistry. 75, 333-366 (2006).
  4. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, amyloid formation, and human disease: A summary of progress over the last decade. Annual Review of Biochemistry. 86, 27-68 (2017).
  5. Knowles, T. P. J., Vendruscolo, M., Dobson, C. M. The amyloid state and its association with protein misfolding diseases. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15, 384-396 (2014).
  6. Meisl, G., et al. Molecular mechanisms of protein aggregation from global fitting of kinetic models. Nature Protocols. 11, 252-272 (2016).
  7. Knowles, T. P. J., et al. An analytical solution to the kinetics of breakable filament assembly. Science. 326, 1533-1537 (2009).
  8. Barth, A. Infrared spectroscopy of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767, 1073-1101 (2007).
  9. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Atomic structure and hierarchical assembly of a cross- amyloid fibril. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 5468-5473 (2013).
  10. Cohen, S. I. A., et al. Proliferation of amyloid-β42 aggregates occurs through a secondary nucleation mechanism. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9758-9763 (2013).
  11. Michaels, T. C. T., Lazell, H. W., Arosio, P., Knowles, T. P. J. Dynamics of protein aggregation and oligomer formation governed by secondary nucleation. Journal of Chemical Physics. 143, (2015).
  12. Šarić, A., Michaels, T. C. T., Zaccone, A., Knowles, T. P. J., Frenkel, D. Kinetics of spontaneous filament nucleation via oligomers: Insights from theory and simulation. The Journal of Chemical Physics. 145, 211926 (2016).
  13. Ruggeri, F. S., Habchi, J., Cerreta, A., Dietler, G. AFM-based single molecule techniques: Unraveling the amyloid pathogenic species. Current Pharmaceutical Design. 22, 3950-3970 (2016).
  14. Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Atomic force microscopy for single molecule characterisation of protein aggregation. Archives of Biochemistry and Biophysics. 664, 134-138 (2019).
  15. Iljina, M., et al. Nanobodies raised against monomeric α-synuclein inhibit fibril formation and destabilize toxic oligomeric species. BMC Biology. 15, 1-14 (2017).
  16. Schilling, C., et al. Sequence-Optimized Peptide Nanofibers as Growth Stimulators for Regeneration of Peripheral Neurons. Advanced Functional Materials. 1809112, 1-15 (2019).
  17. Chiki, A., et al. Mutant exon1 huntingtin aggregation is regulated by T3 phosphorylation-induced structural changes and crosstalk between T3 phosphorylation and acetylation at K6. Angewandte Chemie – International Edition. 56, 5202-5207 (2017).
  18. Sieste, S., et al. Water-dispersible polydopamine-coated nanofibers for stimulation of neuronal growth and adhesion. Advanced Healthcare Materials. 7, 1-11 (2018).
  19. De, S., et al. Different soluble aggregates of Aβ42 can give rise to cellular toxicity through different mechanisms. Nature Communications. 10, 1541 (2019).
  20. Chang, K. C., Chiang, Y. W., Yang, C. H., Liou, J. W. Atomic force microscopy in biology and biomedicine. Tzu Chi Medical Journal. 24, 162-169 (2012).
  21. Variola, F. Atomic force microscopy in biomaterials surface science. Physical Chemistry Chemical Physics. 17, 2950-2959 (2015).
  22. Drolle, E., Hane, F., Lee, B., Leonenko, Z. Atomic force microscopy to study molecular mechanisms of amyloid fibril formation and toxicity in Alzheimer’s disease. Drug Metabolism Reviews. 46, 207-223 (2014).
  23. Ruggeri, F. S., et al. Identification and nanomechanical characterization of the fundamental single-strand protofilaments of amyloid α-synuclein fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 7230-7235 (2018).
  24. Ruggeri, F. S., et al. Infrared nanospectroscopy characterization of oligomeric and fibrillar aggregates during amyloid formation. Nature Communications. 6, 1-9 (2015).
  25. Ruggeri, F. S., et al. Microfluidic deposition for resolving single-molecule protein architecture and heterogeneity. Nature Communications. 9, (2018).
  26. Qamar, S., et al. FUS phase peparation is modulated by a molecular chaperone and methylation of arginine cation-π interactions. Cell. 173, 720-734 (2018).
  27. Habchi, J., et al. Cholesterol catalyses Aβ42 aggregation through a heterogeneous nucleation pathway in the presence of lipid membranes. Nature Chemistry. 10, 673-683 (2018).
  28. Sweers, K. K. M., Stöckl, M., Bennink, M. L., Subramaniam, V., Uversky, V. N., Lyubchenko, Y. L. Characterizing nanoscale morphologic and mechanical properties of α-Synuclein amyloid fibrils with atomic force microscopy. Bio-nanoimaging: Protein Misfolding & Aggregation. , 309-322 (2014).
  29. Goldsbury, C., et al. Amyloid structure and assembly Insights from scanning transmission electron microscopy. Journal of Structural Biology. 173, 1-13 (2011).
  30. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Devlin, G. L., Dobson, C. M., Welland, M. E. Analysis of structural order in amyloid fibrils. Nanotechnology. 18, (2007).
  31. Knowles, T. P. J., Mezzenga, R. Amyloid fibrils as building blocks for natural and artificial functional materials. Advanced Materials. , 6546-6561 (2016).
  32. Knowles, T. P. J., Oppenheim, T. W., Buell, A. K., Chirgadze, D. Y., Welland, M. E. Nanostructured films from hierarchical self-assembly of amyloidogenic proteins. Nature Nanotechnology. 5, 204-207 (2010).
  33. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Craig, A., Dobson, C. M., Welland, M. E. Spatial persistence of angular correlations in amyloid fibrils. Physical Review Letters. 96, 1-4 (2006).
  34. Knowles, T. P. J., et al. Twisting transition between crystalline and fibrillar phases of aggregated peptides. Physical Review Letters. 109, 158101 (2012).
  35. Knowles, T. P., et al. Role of intermolecular forces in defining material properties of protein nanofibrils. Science. 318, 1900-1903 (2007).
  36. Smith, J. F., Knowles, T. P. J., Dobson, C. M., MacPhee, C. E., Welland, M. E. Characterization of the nanoscale properties of individual amyloid fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 15806-15811 (2006).
  37. Sokolov, D. V. Atomic force microscopy for protein nanotechnology. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 300, 323-367 (2013).
  38. Ruggeri, F. S., et al. Influence of the β-sheet content on the mechanical properties of aggregates during amyloid fibrillization. Angewandte Chemie – International Edition. 54, 2462-2466 (2015).
  39. Jeong, J. S., Ansaloni, A., Mezzenga, R., Lashuel, H. A., Dietler, G. Novel mechanistic insight into the molecular basis of amyloid polymorphism and secondary nucleation during amyloid formation. Journal of Molecular Biology. 425, 1765-1781 (2013).
  40. Adamcik, J., Mezzenga, R. Study of amyloid fibrils via atomic force microscopy. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 17, 369-376 (2012).
  41. Deguire, S. M., et al. N-terminal huntingtin (Htt) phosphorylation is a molecular switch regulating Htt aggregation, helical conformation, internalization, and nuclear targeting. Journal of Biological Chemistry. , (2018).
  42. Ruggeri, F. S., et al. Nanoscale studies link amyloid maturity with polyglutamine diseases onset. Scientific Reports. 6, 1-11 (2016).
  43. Adamcik, J., et al. Understanding amyloid aggregation by statistical analysis of atomic force microscopy images. Nature Nanotechnology. 5, 423-428 (2010).
  44. Lin, Y. C., Komatsu, H., Ma, J., Axelsen, P. H., Fakhraai, Z. Quantitative analysis of amyloid polymorphism using height histograms to correct for tip convolution effects in atomic force microscopy imaging. RSC Advances. 6, 114286-114295 (2016).
  45. Mannini, B., et al. Stabilization and characterization of cytotoxic Aβ40 oligomers isolated from an aggregation reaction in the presence of zinc ions. ACS Chemical Neuroscience. , (2018).
  46. Medalsy, I., Hensen, U., Muller, D. J. Imaging and quantifying chemical and physical properties of native proteins at molecular resolution by force-volume AFM. Angewandte Chemie – International Edition. 50, 12103-12108 (2011).
  47. Dufrêne, Y. F., Martínez-Martín, D., Medalsy, I., Alsteens, D., Müller, D. J. Multiparametric imaging of biological systems by force-distance curve–based AFM. Nature Methods. 10, 847-854 (2013).
  48. Takai, E., et al. Scanning electron microscope imaging of amyloid fibrils. American Journal of Biochemistry and Biotechnology. 10, 31-39 (2014).
  49. Dazzi, A., et al. AFM-IR: Combining atomic force microscopy and infrared spectroscopy for nanoscale chemical characterization. Applied Spectroscopy. 66, 1365-1384 (2012).
  50. Volpatti, L. R., et al. Micro- and nanoscale hierarchical structure of core-shell protein microgels. Journal of Materials Chemistry B. 4, 7989-7999 (2016).
  51. Galante, D., et al. A critical concentration of N-terminal pyroglutamylated amyloid beta drives the misfolding of Ab1-42 into more toxic aggregates. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 79, 261-270 (2016).
  52. Ruggeri, F. S., et al. Identification of oxidative stress in red blood cells with nanoscale chemical resolution by infrared nanospectroscopy. International Journal of Molecular Sciences. 19, 1-14 (2018).
  53. Ramer, G., Ruggeri, F. S., Levin, A., Knowles, T. P. J., Centrone, A. Determination of polypeptide conformation with nanoscale resolution in water. ACS Nano. 12 (7), 6612-6619 (2018).
  54. Dazzi, A., Prater, C. B. AFM-IR: Technology and applications in nanoscale infrared spectroscopy and chemical imaging. Chemical Reviews. 117, 5146-5173 (2017).
  55. Lahiri, B., Holland, G., Centrone, A. Chemical imaging beyond the diffraction limit: experimental validation of the PTIR technique. Small. 9 (3), 439-445 (2013).
  56. Ansaloni, A., et al. One-pot semisynthesis of exon 1 of the huntingtin protein: New tools for elucidating the role of posttranslational modifications in the pathogenesis of Huntington’s disease. Angewandte Chemie – International Edition. 53 (7), 1928-1933 (2014).
  57. Khalaf, O., et al. The H50Q mutation enhances α-synuclein aggregation, secretion, and toxicity. Journal of Biological Chemistry. 289, 21856-21876 (2014).
  58. Hellstrand, E., Boland, B., Walsh, D. M., Linse, S. Amyloid β-protein aggregation produces highly reproducible kinetic data and occurs by a two-phase process. ACS Chemical Neuroscience. 1, 13-18 (2010).
  59. Limbocker, R., et al. Trodusquemine enhances Aβ42 aggregation but suppresses its toxicity by displacing oligomers from cell membranes. Nature Communications. 10 (1), 225 (2019).
  60. Lu, F., Belkin, M. A. Infrared absorption nano-spectroscopy using sample photoexpansion induced by tunable quantum cascade lasers. Optics Express. 19, 1902-1904 (2011).
  61. Jiao, Y., Schäffer, T. E. Accurate height and volume measurements on soft samples with the atomic force microscope. Langmuir. 20, 10038-10045 (2004).
  62. Müller, D. J., Engel, A. The height of biomolecules measured with the atomic force microscope depends on electrostatic interactions. Biophysical Journal. 73, 1633-1644 (1997).
  63. Heymann, J. B., Moller, C., Muller, D. J. Sampling effects influence heights measured with atomic force microscopy. Journal Of Microscopy-Oxford. 207, 43-51 (2002).
  64. Marinello, F., Balcon, M., Schiavuta, P., Carmignato, S., Savio, E. Thermal drift study on different commercial scanning probe microscopes during the initial warming-up phase. Measurement Science and Technology. 22, 9 (2011).
  65. Marinello, F., Bariani, P., De Chiffre, L., Savio, E. Fast technique for AFM vertical drift compensation. Measurement Science and Technology. 18, 689-696 (2007).
  66. Ricci, D., Braga, P. C. Recognizing and avoiding artifacts in AFM imaging (Clifton, N.J.). Methods in Molecular Biology. 242, 25-27 (2004).
  67. Canale, C., Torre, B., Ricci, D., Braga, P. C., Braga, P. C., Ricci, D. Recognizing and avoiding artifacts in atomic force microscopy imaging. Atomic Force Microscopy in Biomedical Research. 736, 31-43 (2011).
  68. Marinello, F., Carmignato, S., Voltan, A., Savio, E., De Chiffre, L. Error Sources in Atomic Force Microscopy for Dimensional Measurements: Taxonomy and Modeling. Journal of Manufacturing Science and Engineering. 132, 030903 (2010).
  69. Ukraintsev, E., Kromka, A., Kozak, H., Reme, Z., Rezek, B., Frewin, C. L. Artifacts in Atomic Force Microscopy of Biological Samples. Atomic Force Microscopy Investigations into Biology – From Cell to Protein. , (2012).
  70. Tsukruk, V. V., Singamaneni, S. . Scanning Probe Microscopy of Soft Matter: Fundamentals and Practices. , (2011).

Tags

Protein AggregatesInfrared NanospectroscopyAtomic Force MicroscopySingle Molecule MethodsBiomolecular ProcessesNano ScaleHeterogeneous SystemsProtein AggregationBiomaterialsDrug DeliveryAFM ParametersAFM ImagingAFM CantileverAFM Laser BeamAFM Deflected BeamAFM OscillationAFM Resonance
check_url/60108?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Chia, S., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy. J. Vis. Exp. (151), e60108, doi:10.3791/60108 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image