Summary

Tillverkning och implementering av en referens fri dragkrafts mikroskopi plattform

Published: October 06, 2019
doi:

Summary

Detta protokoll innehåller instruktioner för att genomföra multiphoton litografi att tillverka tredimensionella matriser av fluorescerande relaterat markörer inbäddade i poly (etylenglykol)-baserade hydrogeler för användning som referens-fri, dragkraft mikroskopi Plattformar. Med hjälp av dessa instruktioner, är mätning av 3D-materialstam och beräkning av cellulära Tractions förenklad för att främja hög genomströmning dragkraft mätningar.

Abstract

Kvantifiering av cellinducerad material deformation ger användbar information om hur celler känner och reagerar på de fysikaliska egenskaperna hos deras mikromiljö. Medan många metoder finns för att mäta cell-inducerad material stam, här erbjuder vi en metod för övervakning stam med sub-micron upplösning på ett referensfritt sätt. Med hjälp av en två-Photon aktiverat photolithographic mönstra process, visar vi hur man genererar mekaniskt och biologiskt aktivt avstämbara syntetiska substrat som innehåller inbäddade arrayer av fluorescerande relaterat markörer för att enkelt mäta tredimensionell ( 3D) material deformationsprofiler som svar på yttractions. Med hjälp av dessa substrat kan cell spännings profiler mappas med en enda 3D-bildstapel i en cell av intresse. Vårt mål med denna metod är att göra dragkraft mikroskopi en mer tillgänglig och lättare att implementera verktyg för forskare som studerar cellulära mechanotransduction processer, särskilt nykomlingar på området.

Introduction

Traction Force mikroskopi (TFM) är processen att approximera cellulära Tractions med interpolerade förskjutnings fält av relaterat markörer som genereras av en anhängare och kontraktila cell. Med hjälp av TFM, påverkan av mekaniska signaler i den extracellulära miljön på viktiga cellulära processer såsom spridning, differentiering, och migration kan undersökas1,2,3,4 ,5,6,7,8,9,10,11,12. Tyvärr, många befintliga metoder kan vara svårt att genomföra eller kräva förtrogenhet med mycket specialiserade analytiska och Computational verktyg gör TFM svårt för oerfarna forskare att använda. Vi beskriver en metod för att skapa en TFM-plattform som eliminerar några av svårigheterna i analysen samtidigt som datainsamling med högt dataflöde.

Av de befintliga TFM-metoderna innebär den mest använda för kvantifiering av materialets belastning att små fluorescerande markörer (typiskt nano-eller mikrometerfluorescerande pärlor) införlivas i en deformerbar hydrogel, såsom polyakrylamid (PAA) eller Poly (etylenglykol) diakrylat (pegda)13,14,15. Dessa pärla-baserade metoder ger möjlighet att tätt kluster relaterat markörer runt en cell av intresse för att maximera förskjutning provtagning. Tyvärr kan fördelningen av pärlorna i hela hydrogel inte direkt kontrolleras så att den rumsliga organisationen är slumpmässig. Denna slumpmässiga placering leder till problem som pärlor som är för nära varandra för att korrekt lösa, eller så sprids att fläckar av substratet ger låg kvalitet data. Oförmågan att förutsäga var relaterat markörer ligger i avsaknad av celler skapar också en begränsning som, för varje insamlade uppsättning av cell Traction data, en ytterligare referensbild av de underliggande markörer i ett avslappnat tillstånd måste också fångas. Referensbilden krävs så att förskjutningen i den stressade bilden kan approximeras som skillnaden mellan de stressade och ostressade bilderna. För att uppnå ett avslappnat tillstånd är de celler som mäts antingen kemiskt avslappnade eller helt borttagna. Denna process förhindrar ofta förvärv av ytterligare experimentella mätningar, hämmar långsiktiga cellstudier, och begränsar genomströmningen. En referensbild kräver också bild registrering tekniker för att rymma för drift som kan ha inträffat under experimenterande, ofta leder till besvärlig manuell matchning av stresstillstånd bilder till referensbilder.

Andra TFM metoder som anses vara referens fria, genomföra någon form av kontroll över fördelningen av relaterat markörer, antingen genom högupplöst litografi, microcontact utskrift, eller micromolding16,17,18 ,19,20. Referens fria TFM uppnås genom antagandet att den avslappnade tillstånd för varje relaterat markör kan förutses baserat på hur markör positioner ordinerades under tillverkningsprocessen. Dessa metoder möjliggör fullständig avskiljning av en cells spänningstillstånd inom en enda bildfångst där relaterat markör förskjutningar mäts i jämförelse med en antydd referens än vad som kan härledas från den relaterat markör geometri. Medan konsistens i markör placering vanligtvis uppnås med hjälp av dessa plattformar, de i allmänhet lider av sina egna brister i förhållande till de allmänt använda pärla-baserade metoder inklusive: 1) minskad dragkraft upplösning; 2) minskad noggrannhet av out-of-Plane förskjutningar (i vissa fall en fullständig oförmåga att mäta); och 3) minskad anpassningsbarhet av plattforms substrat och material (t. ex. ligand-presentation, mekaniska egenskaper).

För att åtgärda dessa brister har vi utformat en ny referens fri TFM-plattform. Plattformen använder multiphoton aktiverad kemi för att korslänka en liten volym av en fluorophore till specifika 3D-platser inom hydrogel som fungerar som relaterat markörer för att mäta material stam. På detta sätt har vi utformat en plattform som fungerar på liknande sätt som pärlbaserade metoder men med den betydande fördelen att relaterat markörer är organiserade i inrutade matriser möjliggör referens-fri material stam spårning. Denna referens fria egenskap ger många fördelar. Först och främst gör det möjligt för icke-störande övervakning av cellulära Traction stater (dvs kringgår behovet av att slappna av eller ta bort celler för att förvärva referens positioner förskjutna relaterat markörer). Detta var vårt främsta mål i utformningen av detta system, som vi avsåg att införliva andra nedströms analytiska metoder i tandem med TFM, vilket kan vara svårt med destruktiva slutpunkt TFM metoder. För det andra, med hjälp av en implicit referens baserad på inrutade matriser möjliggör nästan komplett automatisering av förskjutnings analys. Regelbundenhet av matriser skapar ett förutsägbart arbetsflöde där förekomsten av exceptionella fall (dvs. exempel celldata som innehåller oförutsedda artefakter som suboptimala markör avstånd eller registrering missmatchningar) kan upprätthållas på ett minimum. För det tredje, att avstå från behovet av att förvärva en referensbild ger frihet att övervaka många celler på ett enda prov under längre tidsperioder. Detta kontrasterar mot traditionella pärlbaserade metoder, där, beroende på trohet av mikroskopet automatiserade steg rörelser, kan fel i positionering ackumuleras och öka svårigheten att korrekt registrera referensbilder till cellspänningar Bilder. Sammantaget underlättar denna plattform högre genomströmning för att samla in cellulära spännings data.

Med detta protokoll, vi hoppas att bekanta läsarna med två-Photon, laserskanning litografi teknik som vi genomfört för att generera denna referens-fri TFM plattform för att mäta in-plane och out-of-Plane dragkraft komponenter som genereras av celler seedade på ytan. Inte omfattas av detta protokoll är syntesen av några av de monomeriska komponenterna. I allmänhet, dessa reaktioner inkluderar nästan identiska “One-Pot” syntes reaktionsscheman beskrivs tidigare21, och alternativ till dessa produkter kan också köpas. Vi strävar också efter att bekanta läsarna med mjukvarubaserade verktyg vi genererade för att främja användningen av kommersiellt tillgängliga laser-scanning Mikroskop som 3D-utskriftsverktyg och för att underlätta analys av relaterat markör förskjutningar.

Protocol

1. photopolymerizing en PEGDA bas hydrogel Samla reagenser Samla in litiumfenyl-2, 4, 6-trimetylbensoylfoshinat (varv), 3,4 kDa poly (etylen) glykoldiakrylat (PEGDA), n-vinyl pyrrolidon (NVP), AlexaFluor 488 märkt PEGDA (PEG-488), AlexaFluor 633 märkta PEGDA (PEG-633) och pegylerat RGDS peptid ( PEG-RGDS) från sina respektive frysar och ta varje till rumstemperatur. I separata Amber microcentrifug rör, åtgärd 3 mg varv, 10 mg PEGDA, 5 mg PEG-488, 20 mg PEG-633, och 6…

Representative Results

Under hela protokollet finns det ett antal kontrollpunkter som ger återkoppling för att bedöma kvaliteten på mönster förfarandet. För att ge viss insikt om hur man bedömer framstegen vid var och en av dessa kontrollpunkter, ger vi representativa resultat av ett faktiskt experiment. Resultaten belyser tillämpningen av detta protokoll som utförs på en fotomönstrad hydrogel beredd för TFM analys av mänskliga navel ven endotelceller (HUVECs). Resultaten inkluderar RAW-bilddata samt bearbetade data utdata vid va…

Discussion

Målet med detta protokoll är att tillhandahålla ett arbetsflöde som lindrar en stor del av svårigheten i samband med generering och analys av TFM-data. När beredd, de fotomönstrade hydrogeler är enkla att använda, kräver endast kunskap om standard vävnad kultur praxis och fluorescens mikroskopi. Den referens fria aspekten möjliggör bekymmersfri navigering på celllastade hydrogeler och eliminerar besvärliga bild bearbetningssteg som bild registrering mellan referens och deformerade bilder. Den resulterande …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O. A. Banda stöddes av finansiering från en NSF IGERT SBE2 Fellowship (1144726), start fonder som tillhandahålls av University of Delaware, och National Institutes of Health/National Cancer Institute IMAT program (R21CA214299). JHS stöds av finansiering från National Institutes of Health/National Cancer Institute IMAT program (R21CA214299) och National Science Foundation CAREER Award program (1751797). Mikroskopi tillgång stöddes av bidrag från NIH-NIGMS (P20 GM103446), NSF (IIA-1301765) och delstaten Delaware. Det strukturerade belysnings mikroskopet förvärvades med medel från delstaten Delaware Federal Research and Development Grant program (16A00471). Den LSM880 konfokalmikroskopi Mikroskop som används för två-Photon laserscanning litografi förvärvades med en delad instrumentering Grant (S10 OD016361).

Materials

Acrodisc Syringe Filter, 0.2 μm Supor Membrane, Low Protein Binding Pall PN 4602 Allows for filtering of macromer solutions prior to base gel synthesis and subsequent lithography steps.
Acrylate-Silane Functionalized #1.5 Coverslips in-house in-house Acrylates allow binding of base hydrogel to the glass surface to immobilize the hydrogels. See reference: 21-24
Axio-Observer Z1 w/Apotome Zeiss Widefield microscope with structured illumination module used to capture images for TFM.
Chameleon Vision ii Coherent Inc. Equipped on laser-scanning microscope used for multiphoton Lithography.
Double Coated Tape, 9500PC, 6.0 mil 3M Binds acrylate-silane functionalized coverslips to Petri dishes.
Flexmark90 PFW Liner FLEXcon FLX000620 Allows lining of double coated tape enabling feeding of tape into plotter.
LSM-880 Zeiss Laser-Scanning microscope used for Multiphoton Lithography.
MATLAB Mathworks R2018a Runs custom scripts to generate lithography instructions for microscope and for analysis of TFM data.
Model SC Plotter USCutter SC631E Cuts double coated tape into rings to bind coverslips to petri dishes.
Objective C-Apochromat 40x/1.20 W Corr M27 Zeiss Equipped on both widefield microscope and laser-scanning microscope to be used for both lithography and TFM.
PEG-AF633 in-house in-house Fluorophore-labeled acrylate PEG variant for creating fiducial markers. See reference: 21
PEG-DA in-house in-house Base material for hydrogels. See reference: 21
PEG-RGDS in-house in-house RGDS peptide-labeled mono-acrylate PEG variant for promoting cell-adhesion. See reference: 21
Petri Dishes CELLTREAT 229638 8mm holes are cut into the center of each dish using a coring bit to fit base hydrogels.
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning 3097358-1004 For creating spacers to control base hydrogel thickness (aka PDMS).
Syringe, Leur-Lok, 1 mL BD 309628 Allows for filtering of macromer solutions prior to base gel synthesis and subsequent lithography steps.
UV Lamp UVP Blak-Ray® B-100AP Polymerizes base hydrogel.
1-vinyl-2-pyrrolidinone (NVP) Sigma-Aldrich V3409-5G Radical accelerant and co-monomer. Improves pegylated fluorophore incorporation during lithography.

References

  1. Rauskolb, C., Sun, S., Sun, G., Pan, Y., Irvine, K. D. Cytoskeletal tension inhibits Hippo signaling through an Ajuba-Warts complex. Cell. 158 (1), 143-156 (2014).
  2. Huang, S., Chen, C. S., Ingber, D. E. Control of Cyclin D1, p27Kip1, and Cell Cycle Progression in Human Capillary Endothelial Cells by Cell Shape and Cytoskeletal Tension. Molecular Biology of the Cell. 9 (11), 3179-3193 (1998).
  3. Plotnikov, S. V., Pasapera, A. M., Sabass, B., Waterman, C. M. Force Fluctuations within Focal Adhesions Mediate ECM-Rigidity Sensing to Guide Directed Cell Migration. Cell. 151 (7), 1513-1527 (2012).
  4. Álvarez-González, B., Meili, R., Bastounis, E., Firtel, R. A., Lasheras, J. C., Del Álamo, J. C. Three-dimensional balance of cortical tension and axial contractility enables fast amoeboid migration. Biophysical Journal. 108 (4), 821-832 (2015).
  5. Provenzano, P. P., Keely, P. J. Mechanical signaling through the cytoskeleton regulates cell proliferation by coordinated focal adhesion and Rho GTPase signaling. Journal of Cell Science. 124 (8), 1195-1205 (2011).
  6. Reilly, G. C., Engler, A. J. Intrinsic extracellular matrix properties regulate stem cell differentiation. Journal of Biomechanics. 43 (1), 55-62 (2010).
  7. Wen, J. H., et al. Interplay of matrix stiffness and protein tethering in stem cell differentiation. Nature Materials. 13 (10), 979-987 (2014).
  8. Lee, J., Abdeen, A. A., Tang, X., Saif, T. A., Kilian, K. A. Geometric guidance of integrin mediated traction stress during stem cell differentiation. Biomaterials. 69, 174-183 (2015).
  9. Steward, A. J., Kelly, D. J. Mechanical regulation of mesenchymal stem cell differentiation. Journal of Anatomy. 227 (6), 717-731 (2015).
  10. Lv, H., et al. Mechanism of regulation of stem cell differentiation by matrix stiffness. Stem Cell Research & Therapy. 6 (1), 103 (2015).
  11. Tijore, A., et al. Role of Cytoskeletal Tension in the Induction of Cardiomyogenic Differentiation in Micropatterned Human Mesenchymal Stem Cell. Advanced Healthcare Materials. 4 (9), 1399-1407 (2015).
  12. Lombardi, M. L., Knecht, D. A., Dembo, M., Lee, J. Traction force microscopy in Dictyostelium reveals distinct roles for myosin II motor and actin-crosslinking activity in polarized cell movement. Journal of Cell Science. 120 (9), 1624-1634 (2007).
  13. Legant, W. R., et al. Multidimensional traction force microscopy reveals out-of-plane rotational moments about focal adhesions. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (3), 881-886 (2013).
  14. Sabass, B., Gardel, M. L., Waterman, C. M., Schwarz, U. S. High resolution traction force microscopy based on experimental and computational advances. Biophysical Journal. 94 (1), 207-220 (2008).
  15. Munevar, S., Wang, Y., Dembo, M. Traction Force Microscopy of Migrating Normal and H-ras Transformed 3T3 Fibroblasts. Biophysical Journal. 80 (4), 1744-1757 (2001).
  16. Pushkarsky, I., et al. Elastomeric sensor surfaces for high-Throughput single-cell force cytometry. Nature Biomedical Engineering. 2 (2), 124-137 (2018).
  17. Bergert, M., et al. Confocal reference free traction force microscopy. Nature Communications. 7, (2016).
  18. Schwarz, U. S., et al. Measurement of cellular forces at focal adhesions using elastic micro-patterned substrates. Materials Science and Engineering: C. 23 (3), 387-394 (2003).
  19. Tan, J. L., Tien, J., Pirone, D. M., Gray, D. S., Bhadriraju, K., Chen, C. S. Cells lying on a bed of microneedles: An approach to isolate mechanical force. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (4), 1484-1489 (2003).
  20. Desai, R. a., Yang, M. T., Sniadecki, N. J., Legant, W. R., Chen, C. S. Microfabricated Post-Array-Detectors (mPADs): an Approach to Isolate Mechanical Forces. Journal of Visualized Experiments. , 1-5 (2007).
  21. Banda, O. A., Sabanayagam, C. R., Slater, J. H. Reference-Free Traction Force Microscopy Platform Fabricated via Two-Photon Laser Scanning Lithography Enables Facile Measurement of Cell-Generated Forces. ACS Applied Materials & Interfaces. 11 (20), 18233-18241 (2019).
  22. Guo, J., Keller, K. A., Govyadinov, P., Ruchhoeft, P., Slater, J. H., Mayerich, D. Accurate flow in augmented networks (AFAN): an approach to generating three-dimensional biomimetic microfluidic networks with controlled flow. Analytical Methods. 11 (1), 8-16 (2019).
  23. Heintz, K. A., Mayerich, D., Slater, J. H. Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks. Journal of Visualized Experiments. (119), 1-10 (2017).
  24. Heintz, K. A., Bregenzer, M. E., Mantle, J. L., Lee, K. H., West, J. L., Slater, J. H. Fabrication of 3D Biomimetic Microfluidic Networks in Hydrogels. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2153-2160 (2016).
  25. Slater, J. H., Miller, J. S., Yu, S. S., West, J. L. Fabrication of Multifaceted Micropatterned Surfaces with Laser Scanning Lithography. Advanced Functional Materials. 21 (15), 2876-2888 (2011).
  26. Slater, J. H., et al. Recapitulation and Modulation of the Cellular Architecture of a User-Chosen Cell of Interest Using Cell-Derived, Biomimetic Patterning. ACS Nano. 9 (6), 6128-6138 (2015).
  27. Shukla, A., Slater, J. H., Culver, J. C., Dickinson, M. E., West, J. L. Biomimetic Surface Patterning Promotes Mesenchymal Stem Cell Differentiation. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (34), 21883-21892 (2016).
  28. Slater, H. J., Banda, A. O., Heintz, A. K., Nie, T. H. Biomimetic Surfaces for Cell Engineering. Carbon Nanomaterials for Biomedical Applications. , 543-569 (2016).
  29. . Slater Lab Code Repositories Available from: https://github.com/SlaterLab (2019)
  30. Culver, J. C., Hoffmann, J. C., Poché, R. A., Slater, J. H., West, J. L., Dickinson, M. E. Three-dimensional biomimetic patterning in hydrogels to guide cellular organization. Advanced Materials. 24 (17), 2344-2348 (2012).
  31. Toyjanova, J., Bar-Kochba, E., López-Fagundo, C., Reichner, J., Hoffman-Kim, D., Franck, C. High resolution, large deformation 3D traction force microscopy. PLoS ONE. 9 (4), 1-12 (2014).
  32. Pradhan, S., Keller, K. A., Sperduto, J. L., Slater, J. H. Fundamentals of Laser-Based Hydrogel Degradation and Applications in Cell and Tissue Engineering. Advanced Healthcare Materials. 6 (24), 1-28 (2017).
  33. Tibbitt, M. W., Shadish, J. A., DeForest, C. A. Photopolymers for Multiphoton Lithography in Biomaterials and Hydrogels. Multiphoton Lithography. , 183-220 (2016).

Play Video

Cite This Article
Banda, O. A., Slater, J. H. Fabrication and Implementation of a Reference-Free Traction Force Microscopy Platform. J. Vis. Exp. (152), e60383, doi:10.3791/60383 (2019).

View Video