小鼠重复的奥内切管插管
Summary
本文的目的是描述实验室小鼠插管的精细方法。该方法是非侵入性的，因此非常适合需要对呼吸功能进行连续监测和/或将治疗灌输到肺部的研究。
Abstract
文献描述了几种小鼠插管方法，这些方法要么需要通过口腔对glottis进行可视化，要么要求在腹腔颈部进行切口的可视化，以便直接确认气管中的切口位置。此类程序对受试者引起的相对困难或组织创伤可能妨碍调查员进行纵向研究的能力。本文演示了一种技术，即使用脱毛器从腹腔颈部去除毛发后对小鼠进行物理操作，无论皮肤程度如何，气管的截皮可视化都可用于排泄管。色素 沉着。这种方法对主体无害，对鼠解剖结构的理解有限，很容易实现。这种精细的方法有助于反复插管，这可能是监测疾病进展或灌输治疗的所必需的。使用这种方法可能会减少在呼吸疾病小鼠模型中测量肺功能所需的动物数量和技术技能。
Introduction
实验鼠是人类呼吸道疾病的常见动物模型。因此，有几种已公布的小鼠插管方法，用于灌输治疗和测量呼吸力学。大部分所述程序要求透过口腔对牙洞进行化形，并配备专用设备，例如喉镜或光纤光源121、2、3、4、5、6、7。5,6,73,4,,,然而，当需要相对较大的管条时，这可能很困难，因为它会模糊研究人员的观点。Limjunyawong等人8日用插管的方法解决了这个问题，在插管方法中，沿着腹腔颈的中线进行小切口，以便对气管进行可视化。手术后，切口用组织胶粘剂封闭。
对于需要频繁重复插管的研究，该部位的连续切口和关闭需要使皮肤边缘和腹腔颈的组织创伤被除污。口服插管的跨皮气管可视化方法的目的是提供一种精细的非侵入性技术，专门适用于小鼠的重复插管研究以及单插管事件。
Protocol
此处描述的所有动物活动均已获得俄亥俄州立大学机构动物护理和使用委员会 （IACUC） 的批准，并在 AAALAC 认可的设施中进行。 1. 程序准备 构建插管平台。要达到适当的平台斜率，请使用三英寸（7.6 厘米）3 环活页夹。将 15⁄20 厘米长的 3-0 丝或其他螺纹材料折成两半，用胶带将螺纹的末端粘附到倾斜平台的顶部，以创建悬架环（图 1）。 <…
Representative Results
基线肺功能的串行监测18周大的雌性BALB/c和10周大的C57BL/6小鼠（每株中的3只）在第0天、3日、10日和17日使用所述方法插管。每天插管后，受试者连接到一个机械呼吸机，提供100%氧气（材料表）。呼吸阻力 （Rrs） 在深膨胀到 25 厘米 H2O 保持 5 s 后，使用强制振荡技术测量了 60 s。与这种持续呼吸保持和生理范围内的Rrs值相关的软件错误为正确放置导管提供了额?…
Discussion
采用横皮气管可视化技术的插管技术为标准皮肤切口方法提供了一种精细的方法。特别注意几个关键步骤，可以轻松快速地实现插管。动物必须被放置在插管平台上的背底中，用轻柔的回缩固定。这将延长动物到垂直对齐和适当的定位插管。此外，脱毛霜不应与动物的皮肤接触超过30~45s，并应彻底冲洗以清除所有残留物。延长皮肤接触脱毛霜会造成不必要的疼痛的动物和溃疡可以阻碍气管<sup class…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
作者感谢露西娅·罗莎斯、劳伦·杜利特尔、丽莎·约瑟夫和林赛·弗格森的技术援助，感谢大学实验室动物资源组织对动物保护的支持。这项工作由NIH T35OD010977和R01-HL102469资助。
Materials
| 18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Cannula for intubation |
| 70% ethanol, 10L | Fisher Scientific | 25467025 | Cleaning cannula |
| Abrasive paper (sandpaper) | Porter-Cable | 74001201 | Cannula preparation |
| AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Anesthesia |
| Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) | Fisher Scientific | 15966 | Restraint on intubation platform |
| Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | Intubation platform |
| Deltaphase Isothermal Pad | Braintree Scientific | 39DP | Mouse thermoregulation and recovery |
| Deltaphase Operating Board | Braintree Scientific | 39OP | Mouse recovery (prior to extubation) |
| Distilled water | ThermoFisher | 15230253 | Cleaning mouse following depilation |
| Eye Scissors, angled, sharp/sharp | Harvard Apparatus | 72-8437 | Cannula preparation |
| FlexiVent (FX Module 2) | Scireq | N/A | Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure) |
| Gauze sponges | Fisher scientific | 13-761-52 | Hair removal |
| Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders | Staples | 24690CT | Intubation platform |
| Instat Software | Graphpad | N/A | Statistical analysis software |
| Insulin syringe (0.5 cc, U100) | Fisher Scientific | 329461 | Anesthesia administration |
| Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml) | Llyod Laoratories | List No. 4871 | Anesthesia |
| Lung inflation bulb | Harvard Apparatus | 72-9083 | Confirm cannula placement |
| Micro Forceps, Curved, Smooth | Harvard Apparatus | 72-0445 | Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization |
| Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle | Church & Dwight | 42010440 | Hair removal |
| Sterile saline (0.9%), 10 ml | Fisher Scientific | NC9054335 | Anesthesia, cleaning skin following hair removal |
References
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Cite This Article
Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J. Vis. Exp. (157), e60844, doi:10.3791/60844 (2020).