Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen
Summary
Das Ziel dieses Artikels ist es, eine verfeinerte Methode der Intubation der Labormaus zu beschreiben. Die Methode ist nichtinvasiv und daher ideal für Studien, die eine serielle Überwachung der Atemfunktion und/oder die Instillation von Behandlungen in die Lunge erfordern.
Abstract
Die Literatur beschreibt mehrere Methoden zur Mausintubation, die entweder eine Visualisierung der Glottis durch die Mundhöhle oder einen Schnitt im Ventralhals zur direkten Bestätigung der Kanülenplatzierung in der Luftröhre erfordern. Die relative Schwierigkeit oder das Gewebetrauma, das durch solche Verfahren zum Thema induziert wird, kann ein Hindernis für die Fähigkeit eines Prüfers sein, Längsschnittstudien durchzuführen. Dieser Artikel veranschaulicht eine Technik, bei der die physische Manipulation der Maus nach der Verwendung eines Enthaarungsmittels, um Haare aus dem ventralen Hals zu entfernen, eine transkutane Visualisierung der Luftröhre für orotracheale Intubation unabhängig vom Grad der Haut ermöglicht Pigmentierung. Diese Methode ist harmlos für das Thema und leicht mit einem begrenzten Verständnis der murinen Anatomie erreicht. Dieser verfeinerte Ansatz erleichtert die wiederholte Intubation, die für die Überwachung des Fortschreitens der Krankheit oder die Instillation von Behandlungen erforderlich sein kann. Die Verwendung dieser Methode kann zu einer Verringerung der Anzahl der Tiere und der technischen Fähigkeiten führen, die erforderlich sind, um die Lungenfunktion in Mausmodellen von Atemwegserkrankungen zu messen.
Introduction
Die Labormaus ist ein gängiges Tiermodell für menschliche Atemwegserkrankungen. So gibt es mehrere veröffentlichte Methoden für die Mausintubation zum Zwecke der Instillation von Behandlungen und Messung der Atemmechanik. Die meisten der beschriebenen Verfahren erfordern die Visualisierung der Glottis durch die Mundhöhle mit speziellen Geräten wie einem Laryngoskop oder einer lichtoptischen Lichtquelle1,2,3,4,5,6,7., Dies kann jedoch schwierig sein, wenn eine relativ große Kanüle benötigt wird, da sie die Sicht des Forschers verschleiern kann. Limjunyawong et al.8 haben dieses Anliegen mit einer Intubationsmethode angesprochen, bei der ein kleiner hautförmiger Schnitt entlang der Mittellinie des ventralen Halses gemacht wird, der eine Visualisierung der Luftröhre ermöglicht. Nach dem Eingriff wird der Schnitt mit Gewebekleber geschlossen.
Für Studien, die häufige wiederholte Intubationen erfordern, erfordert das sukzessive Einschneiden und Schließen dieser Stelle eine Debridementierung der Hautränder und gewebetrauma am ventralen Hals. Der Zweck des transkutanen Trachealvisualisierungsansatzes zur oralen Intubation ist es, eine raffinierte, nichtinvasive Technik zu liefern, die speziell für wiederholte Intubationsstudien sowie einzelne Intubationsereignisse bei Mäusen geeignet ist.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die Intubation mit der transkutanen Trachealvisualisierungstechnik bietet einen raffinierten Ansatz zur Standardmethode des Hautschnitts. Mit besonderer Aufmerksamkeit auf mehrere wichtige Schritte kann die Intubation einfach und schnell erreicht werden. Das Tier muss direkt in dorsaler Regung auf der Intubationsplattform platziert werden, wobei die Maus in sanftem Rückzug gesichert ist. Dadurch wird das Tier in vertikale Ausrichtung und richtige Positionierung für die Intubation erweitert. Darüber hinaus sollte die E…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autoren danken Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph und Lindsey Ferguson für ihre technische Unterstützung und den University Laboratory Animal Resources für ihre Tierpflegeunterstützung. Diese Arbeit wird von NIH T35OD010977 und R01-HL102469 finanziert.
Materials
| 18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Cannula for intubation |
| 70% ethanol, 10L | Fisher Scientific | 25467025 | Cleaning cannula |
| Abrasive paper (sandpaper) | Porter-Cable | 74001201 | Cannula preparation |
| AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Anesthesia |
| Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) | Fisher Scientific | 15966 | Restraint on intubation platform |
| Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | Intubation platform |
| Deltaphase Isothermal Pad | Braintree Scientific | 39DP | Mouse thermoregulation and recovery |
| Deltaphase Operating Board | Braintree Scientific | 39OP | Mouse recovery (prior to extubation) |
| Distilled water | ThermoFisher | 15230253 | Cleaning mouse following depilation |
| Eye Scissors, angled, sharp/sharp | Harvard Apparatus | 72-8437 | Cannula preparation |
| FlexiVent (FX Module 2) | Scireq | N/A | Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure) |
| Gauze sponges | Fisher scientific | 13-761-52 | Hair removal |
| Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders | Staples | 24690CT | Intubation platform |
| Instat Software | Graphpad | N/A | Statistical analysis software |
| Insulin syringe (0.5 cc, U100) | Fisher Scientific | 329461 | Anesthesia administration |
| Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml) | Llyod Laoratories | List No. 4871 | Anesthesia |
| Lung inflation bulb | Harvard Apparatus | 72-9083 | Confirm cannula placement |
| Micro Forceps, Curved, Smooth | Harvard Apparatus | 72-0445 | Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization |
| Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle | Church & Dwight | 42010440 | Hair removal |
| Sterile saline (0.9%), 10 ml | Fisher Scientific | NC9054335 | Anesthesia, cleaning skin following hair removal |
References
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