Summary

Isolering av levedyktige adipocytter og stromalvaskulær fraksjon fra humant visceralt fettvev egnet for RNA-analyse og makrofagfenotyping

Published: October 27, 2020
doi:

Summary

Denne protokollen gir en effektiv kollagenasefordøyelsesmetode for isolering av levedyktige adipocytter og stromale vaskulære fraksjon-SVF-celler fra humant visceralt fett i en enkelt prosess, inkludert metodikk for å oppnå høyverdig RNA fra adipocytter og fenotypifisering av SVF-makrofager gjennom farging av flere membranbundne markører for analyse ved flowcytometri.

Abstract

Visceralt fettvev (VAT) er et aktivt metabolsk organ som hovedsakelig består av modne adipocytter og stromale vaskulære fraksjonsceller (SVF), som frigjør forskjellige bioaktive molekyler som styrer metabolske, hormonelle og immunprosesser; Foreløpig er det uklart hvordan disse prosessene reguleres i fettvevet. Derfor er utviklingen av metoder som evaluerer bidraget fra hver cellepopulasjon til patofysiologien til fettvev avgjørende. Denne protokollen beskriver isolasjonstrinnene og gir de nødvendige feilsøkingsretningslinjene for effektiv isolering av levedyktige modne adipocytter og SVF fra humane VAT-biopsier i en enkelt prosess, ved hjelp av en enzymatisk fordøyelsesteknikk for kollagenase. Videre er protokollen også optimalisert for å identifisere makrofagundergrupper og utføre moden adipocyt-RNA-isolasjon for genuttrykksstudier, noe som gjør det mulig å utføre studier som dissekerer samspillet mellom disse cellepopulasjonene. Kort fortalt vaskes momsbiopsier, hakkes mekanisk og fordøyes for å generere en enkeltcellesuspensjon. Etter sentrifugering isoleres modne adipocytter ved flotasjon fra SVF-pelleten. RNA-ekstraksjonsprotokollen sikrer et høyt utbytte av totalt RNA (inkludert miRNA) fra adipocytter for nedstrøms ekspresjonsanalyser. Samtidig brukes SVF-celler til å karakterisere makrofagundergrupper (pro- og antiinflammatorisk fenotype) gjennom flowcytometrianalyse.

Introduction

Hvitt fettvev består ikke bare av fettceller eller adipocytter, men også av en ikke-fettcellefraksjon kjent som stromal vaskulær fraksjon (SVF), som inneholder en heterogen cellepopulasjon bestående av makrofager, andre immunceller som regulatoriske T-celler (Tregs), og eosinofiler, preadipocytter og fibroblaster, omgitt av vaskulært og bindevev 1,2. Fettvev (AT) regnes nå som et organ som regulerer fysiologiske prosesser relatert til metabolisme og betennelse gjennom adipokiner, cytokiner og mikroRNA produsert og frigjort av forskjellige celler i vevet, med autokrine, parakrine og endokrine effekter 3,4. Hos mennesker omfatter hvitt fettvev det subkutane fettvevet (SAT) og det viscerale fettvevet (MVA), med viktige anatomiske, molekylære, cellulære og fysiologiske forskjeller mellom dem 2,5. SAT representerer opptil 80% av human AT, mens moms ligger i bukhulen, hovedsakelig i mesenteri og omentum, og er metabolsk mer aktiv6. Videre er moms et endokrint organ som utskiller mediatorer med betydelig innvirkning på kroppsvekt, insulinfølsomhet, lipidmetabolisme og betennelse. Følgelig fører momsakkumulering til abdominal fedme og fedmerelaterte sykdommer som type-2 diabetes, metabolsk syndrom, hypertensjon og kardiovaskulær sykdomsrisiko, noe som representerer en bedre prediktor for fedmeassosiert dødelighet 6,7,8,9.

Under homeostatiske forhold samarbeider adipocytter, makrofager og de andre immuncellene for å opprettholde momsmetabolismen gjennom utskillelse av antiinflammatoriske mediatorer10. Imidlertid fremmer overdreven momsutvidelse rekrutteringen av aktiverte T-celler, NK-celler og makrofager. Faktisk, i magert moms, er forholdet mellom makrofagene 5%, mens dette forholdet stiger opp til 50% i fedme, med makrofagpolarisering fra antiinflammatorisk til proinflammatorisk fenotype, og genererer et kronisk inflammatorisk miljø10,11.

Som en konsekvens av fedmepandemien har det oppstått et forbløffende antall rapporter som omhandler ulike momsforskningsemner, inkludert adipocytbiologi, epigenetikk, betennelse, endokrine egenskaper og nye områder som ekstracellulære vesikler, blant annet 8,10,12,13. Men selv om merverdiavgiftsmiljøet er definert av krysssnakk mellom adipocytter og de fastboende eller ankommende makrofagene, har de fleste studier fokusert på bare én cellepopulasjon, og det er lite informasjon om samspillet mellom disse cellene i merverdiavgift og deres patofysiologiske konsekvenser 11,14. Videre ble verdifulle studier som adresserte adipocytt-makrofag-samspillet i AT utført ved bruk av cellelinjer, uten in vivo primingbetingelser 11,14,15. En egnet strategi for å dissekere samspillet eller det spesielle bidraget fra disse cellene i merverdiavgift krever isolering av begge celletyper fra samme fettbiopsi for å utføre in vitro-analyser som speiler så like in vivo-egenskapene som regulerer momsmetabolismen.

Selv om de ikke-enzymatiske dissosiasjonsmetodene basert på mekaniske krefter for å bryte AT, sikrer minimal manipulasjon, kan disse metodene ikke brukes hvis målet er å studere SVF-celler, da de har lavere effektivitet i celleutvinning og lav celle levedyktighet sammenlignet med enzymatiske metoder, og et større volum vev er nødvendig16,17. Enzymatisk fordøyelse ved bruk av kollagenase er en mild metode som tillater tilstrekkelig fordøyelse av kollagen og ekstracellulære matriksproteiner av fibrøst vev som WAT18 og brukes ofte når trypsin er ineffektivt eller skadelig19. Protokollen gir grunnleggende feilsøkingsretningslinjer for effektiv isolering av levedyktige modne adipocytter og SVF-celler fra humane VAT-biopsier i en enkelt prosess, ved hjelp av en kollagenase-enzymatisk fordøyelsesteknikk, og gir informasjon for å sikre høye utbytter (mengde, renhet og integritet) av totalt RNA fra modne adipocytter, inkludert mikroRNA, for nedstrøms ekspresjonsapplikasjoner. Samtidig er protokollen optimalisert for å identifisere makrofagundergrupper fra SVF-celler gjennom farging av flere membranbundne markører for videre analyse ved flowcytometri20.

Protocol

Denne protokollen ble godkjent av IRB ved Instituto Nacional de Perinatologia (212250-3210-21002-06-15). Det var frivillig å delta, og alle de påmeldte kvinnene signerte informert samtykke. 1. Visceral fettvevssamling Få momsbiopsier gjennom delvis omentektomi under keisersnitt fra friske voksne kvinner med singleton svangerskap på sikt uten arbeidskraft. Etter livmorlukking og hemostase, fortsett å identifisere større omentum og utvide det på en våt komprimering. A…

Representative Results

Denne protokollen beskriver en enzymatisk metode ved bruk av kollagenasefordøyelse etterfulgt av differensiell sentrifugering for å isolere, i en enkelt prosess, levedyktige modne adipocytter og SVF-celler fra momsbiopsier oppnådd fra friske gravide kvinner etter delvis omentektomi. I dette tilfellet bruker vi adipocytter for RNA-ekstraksjon og SVF for makrofagfenotyping. RNA-ekstraksjonsprotokollen gjorde det mulig å oppnå RNA med tilstrekkelig renhet, høy integritet og mikroRNA fra mod…

Discussion

Moms spiller en avgjørende rolle i metabolsk regulering og betennelse. Økende interesse for rollen som adipocytter og immunceller i kronisk betennelse forbundet med fedme har ført til utvikling av ulike teknikker for å skille SVF og fettceller tilstede i AT. Imidlertid tillater de fleste teknikker ikke å oppnå disse to forskjellige settene av celler som er levedyktige for nedstrøms applikasjoner fra samme momsbiopsi i en enkelt prosedyre, noe som kan være avgjørende for studier angående interaksjoner mellom adi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne studien ble støttet fra Instituto Nacional de Perinatologia (tilskuddsnummer: 3300-11402-01-575-17 og 212250-3210-21002-06-15) og CONACyT, Fondo Sectorial de Investigación en Salud y Seguridad Social (FOSISS) (stipendnummer 2015-3-2-61661).

Materials

0.2 mL PCR tubes Axygen PCR-02-C RNase, DNase free and nonpyrogenic
1.5 mL microcentrifuge tubes Axygen MCT-150-C RNase, DNase free and nonpyrogenic
10 mL serological pipettes Corning CLS4101-50EA Individually plastic wrapped
10 µL universal pipet tip Axygen T-300-L-R RNase, DNase free and nonpyrogenic
10 µL universal pipet tip Axygen T-300-R-S RNase, DNase free and nonpyrogenic
1000 µL universal pipet tip Axygen T-1000-B-R RNase, DNase free and nonpyrogenic
2.0 mL microcentrifuge tube Axygen MCT-200-C RNase, DNase free and nonpyrogenic
200 µL universal pipet tip Axygen T-200-Y-R RNase, DNase free and nonpyrogenic
2100 Bioanalyzer Instrument Agilent G2939BA
2101 Bioanalyzer PC Agilent G2953CA 2100 Expert Software pre-installed in PC
5 ml Round Bottom Polystyrene Test Tube Corning 352003  Snap cap, sterile
50 mL centrifuge tubes Corning CLS430828-100EA Polipropilene, conical bottom and sterile
Acid-guanidinium-phenol based reagent Zymo Research R2050-1-200 TRI Reagent or similar
Agilent RNA 6000 Nano Kit Agilent 5067-1511
Agilent Small RNA Kit Agilent 5067-1548
APC/Cy7 anti-human CD14 Antibody BioLegend 325620 0.4 mg/106 cells, present on monocytes/macrophages, clone HCD14
Baker 250 ml, non sterile
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A3912-100G Heat shock fraction, pH 5.2, ≥96%
Chip priming station Agilent 5065-9951
Collagenase type II Gibco 17101-015 Powder
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270-100G Powder
Direct-zol RNA Miniprep Zymo Research R2051 Supplied with 50 mL TRI reagen
Dissecting forceps Steel, serrated jaws and round ends
Dissection tray Stainless steel
Ethyl alcohol Sigma-Aldrich E7023-500ML 200 proof, for molecular biology
FACS Flow Sheath Fluid BD Biosciences 342003
FACS Lysing Solution BD Biosciences 349202
FACSAria III Flow Cytometer/Cell Sorter BD Biosciences 648282
FASCDiva Software BD Biosciences 642868 Software v6.0 pre-installed
Hemacytometer Sigma Z359629-1EA
Manual cell counter
Mayo dissecting scisors Stainless steel
Microcentrifuge Adjustable temperature
Nanodrop spectrophotometer Thermo Scientific ND2000LAPTOP
Orbital shaker Adjustable temperature and speed
P10 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642040 1 to 10 μL
P1000 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642090 100 to 1000 μL
P2 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642010 0.2 to 2 μL
P200 variable volume micropipette  Thermo Scientific-Finnpipette 4642080 20 to 200 μL
PCR tube storage rack Axygen R96PCRFSP
PE/Cy5 anti-human HLA-DR Antibody BioLegend 307608 0.0625 mg/106 cells, present on macrophages, clone L243
PE/Cy7 anti-human CD45 Antibody BioLegend 304016 0.1 mg/106 cells, present on leukocytes, clone H130
Phosphate buffered saline Sigma-Aldrich P3813-10PAK Powder, pH 7.4, for preparing 1 L solutions
Pipette controller
Red Blood Cells Lysis Buffer Roche 11 814 389 001 For preferential lysis of red blood cells from human whole blood
Refrigerated centrifuge Whit adapter for 50 mL conical tubes
Sterile Specimen container
Transfer pipette Thermo Scientific-Samco 204-1S Sterile
Trypan Blue Gibco 15250-061 0.4% Solution
Tube racks For different tube sizes
Vortex Mini Shaker Cientifica SENNA BV101

References

  1. Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. Adipose-derived stromal vascular fraction cells: update on clinical utility and efficacy. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression. 25 (2), 145-152 (2015).
  2. Ibrahim, M. M. Subcutaneous and visceral adipose tissue: structural and functional differences. Obesity Reviews. 11 (1), 11-18 (2010).
  3. Barchetta, I., Cimini, F. A., Ciccarelli, G., Baroni, M. G., Cavallo, M. G. Sick fat: the good and the bad of old and new circulating markers of adipose tissue inflammation. Journal of Endocrinological Investigation. 42 (11), 1257-1272 (2019).
  4. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nature Reviews Endocrinology. 15 (9), 507-524 (2019).
  5. Ronquillo, M. D., et al. Different gene expression profiles in subcutaneous and visceral adipose tissues from Mexican patients with obesity. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 616-626 (2019).
  6. Mittal, B. Subcutaneous adipose tissue and visceral adipose tissue. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 571-573 (2019).
  7. West-Eberhard, M. J. Nutrition, the visceral immune system, and the evolutionary origins of pathogenic obesity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (3), 723-731 (2019).
  8. Kaminski, D. A., Randall, T. D. Adaptive immunity and adipose tissue biology. Trends in Immunology. 31 (10), 384-390 (2010).
  9. Elffers, T. W., et al. Body fat distribution, in particular visceral fat, is associated with cardiometabolic risk factors in obese women. PLoS One. 12 (9), 0185403 (2017).
  10. Macdougall, C. E., et al. Visceral adipose tissue immune homeostasis is regulated by the crosstalk between adipocytes and dendritic cell subsets. Cell Metabolism. 27 (3), 588-601 (2018).
  11. Sarvari, A. K., et al. Interaction of differentiated human adipocytes with macrophages leads to trogocytosis and selective IL-6 secretion. Cell Death & Disease. 6 (1), 1613 (2015).
  12. Gao, X., Salomon, C., Freeman, D. J. Extracellular vesicles from adipose tissue-A potential role in obesity and type 2 diabetes. Frontiers in Endocrinology. 8 (1), 202 (2017).
  13. Crujeiras, A. B., et al. Genome-wide DNA methylation pattern in visceral adipose tissue differentiates insulin-resistant from insulin-sensitive obese subjects. Translational Research. 178 (1), 13-24 (2016).
  14. Surmi, B. K., Hasty, A. H. Macrophage infiltration into adipose tissue: initiation, propagation and remodeling. Future Lipidology. 3 (5), 545-556 (2008).
  15. Suganami, T., Nishida, J., Ogawa, Y. A paracrine loop between adipocytes and macrophages aggravates inflammatory changes: role of free fatty acids and tumor necrosis factor alpha. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 25 (10), 2062-2068 (2005).
  16. Bellei, B., Migliano, E., Tedesco, M., Caputo, S., Picardo, M. Maximizing non-enzymatic methods for harvesting adipose-derived stem from lipoaspirate: technical considerations and clinical implications for regenerative surgery. Scientific Reports. 7 (1), 10015 (2017).
  17. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7 (1), 88 (2019).
  18. Seaman, S. A., Tannan, S. C., Cao, Y., Peirce, S. M., Lin, K. Y. Differential effects of processing time and duration of collagenase digestion on human and murine fat grafts. Plastic and Reconstructive Surgery. 136 (2), 189-199 (2015).
  19. Duarte, A. S., Correia, A., Esteves, A. C. Bacterial collagenases – A review. Critical Reviews in Microbiology. 42 (1), 106-126 (2016).
  20. Bravo-Flores, E., et al. Macrophage populations in visceral adipose tissue from pregnant women: potential role of obesity in maternal inflammation. International Journal of Molecular Sciences. 19 (4), 1074 (2018).
  21. Conde-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: review of upcoming techniques. Plastic and Reconstructive Surgery – Global Open. 4 (9), 1017 (2016).
  22. Oberbauer, E., et al. Enzymatic and non-enzymatic isolation systems for adipose tissue-derived cells: current state of the art. Cell Regeneration. 4 (7), 1-14 (2015).
  23. van Dongen, J. A., et al. Comparison of intraoperative procedures for isolation of clinical grade stromal vascular fraction for regenerative purposes: a systematic review. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 261-274 (2018).
  24. Winnier, G. E., et al. Isolation of adipose tissue derived regenerative cells from human subcutaneous tissue with or without the use of an enzymatic reagent. PLoS One. 14 (9), 0221457 (2019).
  25. Gentile, P., Piccinno, M. S., Calabrese, C. Characteristics and potentiality of human adipose-derived stem cells (hASCs) obtained from enzymatic digestion of fat graft. Cells. 8 (3), 282 (2019).
  26. Hagman, D. K., et al. Characterizing and quantifying leukocyte populations in human adipose tissue: impact of enzymatic tissue processing. Journal of Immunological Methods. 386 (1-2), 50-59 (2012).
  27. Lockhart, R., Hakakian, C., Aronowitz, J. Tissue dissociation enzymes for adipose stromal vascular fraction cell isolation: a review. Journal of Stem Cell Research & Therapy. 5 (12), 1000321 (2015).
  28. Condé-Green, A., et al. Comparison between stromal vascular cells’ isolation with enzymatic digestion and mechanical processing of aspirated adipose tissue. Plastic and Reconstructive Surgery. 134 (4), 54 (2014).
  29. Markarian, C. F., et al. Isolation of adipose-derived stem cells: a comparison among different methods. Biotechnology Letters. 36 (4), 693-702 (2014).
  30. Aguena, M., et al. Optimization of parameters for a more efficient use of adipose-derived stem cells in regenerative medicine therapies. Stem cells international. 2012 (1), 303610 (2012).
  31. Yang, X. F., et al. High efficient isolation and systematic identification of human adipose-derived mesenchymal stem cells. Journal of Biomedical Science. 18 (1), 59 (2011).
  32. Conde-Green, A., et al. Effects of centrifugation on cell composition and viability of aspirated adipose tissue processed for transplantation. Aesthetic Surgery Journal. 30 (2), 249-255 (2010).
  33. Hoareau, L., et al. Effect of centrifugation and washing on adipose graft viability: a new method to improve graft efficiency. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 66 (5), 712-719 (2013).
  34. Xie, Y., et al. The effect of centrifugation on viability of fat grafts: an evaluation with the glucose transport test. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (3), 482-487 (2010).
  35. Bourin, P., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherapy. 15 (6), 641-648 (2013).
  36. Kanneganti, T. D., Dixit, V. D. Immunological complications of obesity. Nature Immunology. 13 (8), 707-712 (2012).
  37. Lee, M. J., Wu, Y., Fried, S. K. Adipose tissue heterogeneity: implication of depot differences in adipose tissue for obesity complications. Molecular Aspects of Medicine. 34 (1), 1-11 (2013).
  38. Raajendiran, A., Tsiloulis, T., Watt, M. J. Adipose tissue development and the molecular regulation of lipid metabolism. Essays in Biochemistry. 60 (5), 437-450 (2016).
  39. Rostam, H. M., et al. The impact of surface chemistry modification on macrophage polarisation. Immunobiology. 221 (11), 1237-1246 (2016).
  40. Chamberlain, L. M., Holt-Casper, D., Gonzalez-Juarrero, M., Grainger, D. W. Extended culture of macrophages from different sources and maturation results in a common M2 phenotype. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (9), 2864-2874 (2015).
  41. Williams, M. R., Cauvi, D. M., Rivera, I., Hawisher, D., De Maio, A. Changes in macrophage function modulated by the lipid environment. Innate Immunity. 22 (3), 141-151 (2016).
  42. Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. 2012 (1), 812693 (2012).
  43. Bajek, A., et al. Does the liposuction method influence the phenotypic characteristic of human adipose-derived stem cells. Bioscience Reports. 35 (3), 00212 (2015).
  44. van Harmelen, V., et al. Effect of BMI and age on adipose tissue cellularity and differentiation capacity in women. International Journal of Obesity and Related Metabolic Disorders. 27 (8), 889-895 (2003).
  45. Hemmrich, K., Denecke, B., Paul, N. E., Hoffmeister, D., Pallua, N. RNA isolation from adipose tissue: an optimized procedure for high RNA yield and integrity. Laboratory Medicine. 41 (2), 104-106 (2010).
  46. Mendez, V., et al. A rapid protocol for purification of total RNA for tissues collected from pigs at a slaughterhouse. Genetics and Molecular Research. 10 (4), 3251-3255 (2011).
  47. Pena, R. N., Canovas, A., Estany, J. Technical note: Efficient protocol for isolation of total ribonucleic acid from lyophilized fat and muscle pig samples. Journal of Animal Science. 88 (2), 442-445 (2010).
  48. Pratt, S. L., Burns, T. A., Owens, M. D., Duckett, S. K. Isolation of total RNA and detection procedures for miRNA present in bovine-cultured adipocytes and adipose tissues. Methods in Molecular Biology. 936 (1), 181-194 (2013).
  49. Cirera, S. Highly efficient method for isolation of total RNA from adipose tissue. BMC Research Notes. 6 (1), 472 (2013).
  50. Rio, D. C., Ares, M., Hannon, G. J., Nilsen, T. W. Purification of RNA using TRIzol (TRI reagent). Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (6), (2010).
  51. Cho, K. W., Morris, D. L., Lumeng, C. N. Flow cytometry analyses of adipose tissue macrophages. Methods in Enzymology. 537 (1), 297-314 (2014).
  52. Berry, R., Rodeheffer, M. S. Characterization of the adipocyte cellular lineage in vivo. Nature Cell Biology. 15 (3), 302-308 (2013).
  53. Jang, Y., et al. Characterization of adipose tissue-derived stromal vascular fraction for clinical application to cartilage regeneration. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Animal. 51 (2), 142-150 (2015).
  54. Nicoletti, G. F., De Francesco, F., D’Andrea, F., Ferraro, G. A. Methods and procedures in adipose stem cells: state of the art and perspective for translation medicine. Journal of Cellular Physiology. 230 (3), 489-495 (2015).
  55. Palumbo, P., et al. Methods of isolation, characterization and expansion of human adipose-derived stem cells (ASCs): an overview. International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), 1897 (2018).
  56. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  57. Silva, K. R., et al. Characterization of stromal vascular fraction and adipose stem cells from subcutaneous, preperitoneal and visceral morbidly obese human adipose tissue depots. PLoS One. 12 (3), 0174115 (2017).
  58. Wankhade, U. D., Shen, M., Kolhe, R., Fulzele, S. Advances in adipose-derived stem cells isolation, characterization, and application in regenerative tissue engineering. Stem Cells International. 2016 (1), 3206807 (2016).
  59. Zavan, B., et al. Persistence of CD34 stem marker in human lipoma: searching for cancer stem cells. International Journal of Biological Sciences. 11 (10), 1127-1139 (2015).
  60. Dey, A., Allen, J., Hankey-Giblin, P. A. Ontogeny and polarization of macrophages in inflammation: blood monocytes versus tissue macrophages. Frontiers in Immunology. 5 (1), 683 (2014).
  61. Liddiard, K., Taylor, P. R. Understanding local macrophage phenotypes in disease: shape-shifting macrophages. Nature Medicine. 21 (2), 119-120 (2015).
  62. Prieur, X., et al. Differential lipid partitioning between adipocytes and tissue macrophages modulates macrophage lipotoxicity and M2/M1 polarization in obese mice. Diabetes. 60 (3), 797-809 (2011).
  63. Wang, H., et al. CD68(+)HLA-DR(+) M1-like macrophages promote motility of HCC cells via NF-kappaB/FAK pathway. Cancer Letters. 345 (1), 91-99 (2014).
  64. Yamamoto, Y., et al. Decreased human leukocyte antigen-DR expression in the lipid raft by peritoneal macrophages from women with endometriosis. Fertility and Sterility. 89 (1), 52-59 (2008).
  65. Italiani, P., Boraschi, D. From monocytes to M1/M2 macrophages: phenotypical vs. functional differentiation. Frontiers in Immunology. 5 (1), 514 (2014).
  66. Perdiguero, E. G., Geissmann, F. The development and maintenance of resident macrophages. Nature Immunology. 17 (1), 2-8 (2016).
check_url/61884?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Estrada-Gutierrez, G., Bravo-Flores, E., Ortega-Castillo, V., Flores-Rueda, V., Mancilla-Herrera, I., Espino Y Sosa, S., Sánchez-Martínez, M., Perichart-Perera, O., Solis-Paredes, M. Isolation of Viable Adipocytes and Stromal Vascular Fraction from Human Visceral Adipose Tissue Suitable for RNA Analysis and Macrophage Phenotyping. J. Vis. Exp. (164), e61884, doi:10.3791/61884 (2020).

View Video