Summary
Этот протокол неинвазивно вызывает гипергликемию у рыбок данио на срок до 8 недель. Используя этот протокол, можно провести углубленное исследование побочных эффектов гипергликемии.
Abstract
Рыбки данио (Danio rerio) являются отличной моделью для исследования последствий хронической гипергликемии, отличительной черты сахарного диабета II типа (СД2). Этот альтернативный протокол погружения представляет собой неинвазивный, ступенчатый метод индуцирования гипергликемии на срок до восьми недель. Взрослые рыбки данио поочередно подвергаются воздействию сахара (глюкозы) и воды в течение 24 часов каждая. Рыбки данио начинают лечение в 1% растворе глюкозы в течение 2 недель, затем 2% раствором в течение 2 недель и, наконец, 3% раствором в течение оставшихся 4 недель. По сравнению с обработанными водой (стресс) и маннитолами (осмотическими) контрольными органами, рыбки данио, обработанные глюкозой, имеют значительно более высокий уровень сахара в крови. Рыбки данио, обработанные глюкозой, показывают уровень сахара в крови в 3 раза больше, чем в контрольной, предполагая, что через четыре и восемь недель может быть достигнута гипергликемия. Устойчивая гипергликемия была связана с увеличением глиального фибриллярного кислого белка (GFAP) и повышенным уровнем ядерного фактора Kappa B (NF-kB) в сетчатке и снижением физиологических реакций, а также когнитивным дефицитом, предполагающим, что этот протокол может быть использован для моделирования осложнений заболевания.
Introduction
Рыбки данио (Danio rerio) быстро становятся широко используемой животной моделью для изучения как болезней, так и познания1. Легкость генетических манипуляций и эмбриональная прозрачность на ранних стадиях развития делают их главным кандидатом на изучение заболеваний человека с известной генетической основой. Например, рыбки данио использовались для изучения синдрома Холта-Орама, кардиомиопатий, гломерулоцистических заболеваний почек, мышечной дистрофии и сахарного диабета (СД) среди других заболеваний1. Кроме того, модель рыбок данио идеально подходит из-за небольшого размера вида, простоты в обслуживании и высокой плодовитости2,3.
Поджелудочная железа рыбок данио анатомически и функционально похожа на поджелудочную железу млекопитающих4. Таким образом, уникальные характеристики размера, высокая плодовитость и подобные эндокринные структуры делают рыбок данио подходящим кандидатом для изучения осложнений, связанных с СД. У рыбок данио существуют два экспериментальных метода, используемых для индуцирования длительной гипергликемии, характерной для СД: приток глюкозы (моделирование типа 2) и прекращение секреции инсулина (моделирование типа 1)5,6. Экспериментально, чтобы остановить секрецию инсулина, клетки β поджелудочной железы могут быть химически уничтожены с помощью инъекций стрептозотоцина (СТЗ) или аллоксана. STZ успешно используется у грызунов и рыбок данио, что приводит к осложнениям, связанным с ретинопатией7,8,9,когнитивными нарушениями10и регенерацией конечностей11. Однако у рыбок данио β-клетки регенерируют после лечения, в результате чего «бустерные инъекции» СТЗ необходимы для поддержания диабетических состояний12. Альтернативно, поджелудочная железа рыбки данио может быть удалена6. Это как высокоинвазивные процедуры, из-за многократных инъекций, так и обширного времени восстановления.
И наоборот, гипергликемия может быть вызвана неинвазивно через воздействие экзогенной глюкозы. В этом протоколе рыб погружают в высококонцентрированный раствор глюкозы на 24 часа5,13 или непрерывно в течение 2-х недель14,15,16. Экзогенная глюкоза поглощается трансдермально, путем приема внутрь и / или через жабры, что приводит к повышению уровня сахара в крови. Поскольку этот неинвазивный метод напрямую не манипулирует уровнями инсулина, он не может претендовать на индуцировать СД 2 типа. Тем не менее, он может быть использован для изучения осложнений, вызванных гипергликемией, которая является одним из основных симптомов СД 2 типа.
Недавно мутантный pdx1-/- рыбки данио был разработан путем манипулирования геном гомеобокса 1 поджелудочной железы и двенадцатиперстной кишки, геном, связанным с генетической причиной СД типа 2 у людей. Используя этот мутант, исследователи смогли воспроизвести нарушение развития поджелудочной железы, высокий уровень сахара в крови и изучить гипергликемию-индуцированную диабетическую ретинопатию17,18.
В этой статье мы описываем неинвазивный метод индукции гипергликемии, который использует протокол переменного погружения. Этот протокол поддерживает гипергликемические состояния до 8 недель с последующими осложнениями. Короче говоря, взрослых рыбок данио помещают в раствор сахара на 24 часа, а затем водный раствор на 24 часа. В отличие от непрерывного погружения во внешние растворы глюкозы, чередование дней между сахаром и водой имитирует подъем и падение уровня сахара в крови при диабете. Протокол чередования глюкозы дополнительно позволяет индуцировать гипергликемию в течение более длительных периодов времени, так как рыбки данио не в состоянии компенсировать высокие внешние условия глюкозы. В качестве доказательства принципа мы предоставляем данные, показывающие, что гипергликемия, вызванная с помощью этого протокола, изменяет химию и физиологию сетчатки.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию при Американском университете.
1. Подготовка резервуаров для раствора
- Получите шесть резервуаров, по два для каждой экспериментальной группы (глюкоза, маннит и вода). Пометьте один из двух резервуаров «резервуар для корпуса» (в нем будет размещаться рыба) и пометьте другой «резервуар для раствора» (он будет удерживать раствор).
ПРИМЕЧАНИЕ: Группа обработки маннитола является осмотическим контролем, а группа очистки воды - контролем обработки / стресса. Важно, чтобы резервуары, авиалинии / аэрокаменные камни, крышки и чистящие средства были разделены для каждой группы обработки. - Используйте резервуар объемом 2 л, если общее количество используемой рыбы меньше 20. Используйте аквариум объемом 4 л, если общее количество используемой рыбы превышает 20.
ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте N 5-10 на группу обработки на момент отбора проб. - Храните резервуары на водяной бане при температуре 28-29 °C для поддержания температуры воды.
- На 1-й день поместите рыбу в соответствующие лечебные растворы (глюкоза, маннит, вода) на 24 часа («Вода для обработки»). На 2-й день перенесите рыбу из ее лечебных растворов в воду в течение 24 часов («Обработка в воде»). На 3-й день перенесите рыбу из воды в лечебные растворы («Вода для очистки»). Это попеременное воздействие продолжается в течение оставшейся частиэксперимента (рисунок 1). Ежедневно передавайте очищенную водой контрольную рыбу из воды в воду.
- Убедитесь, что рыба кормится и переносится в течение одного и того же 2-часового окна каждый день на протяжении всего эксперимента.
2. Подготовка рыбы
- Употреблять взрослым рыбкам данио (4 месяца – 1 год)5.
- Ежедневно кормите рыбу измельченными хлопьями Tetramin по прибытии в лабораторию.
- Запишите рН и температуру всех аквариумов и запишите общее состояние рыбы.
3. Перенос рыбы
- Перенесите рыбу в каждой группе обработки из резервуара корпуса в соответствующий резервуар для раствора с помощью стандартной рыбной сети.
- Поместите аквариум с рыбой обратно на водяную баню, замените воздушный камень и крышку резервуара. Этот резервуар теперь является «резервуаром для корпуса», а резервуар, в котором ранее содержались рыбы, теперь является «резервуаром для раствора».
- Выбросьте старый раствор и очистите резервуар вместе с крышками резервуара, авиалиниями, воздушными камнями и сетями, чтобы предотвратить накопление глюкозы и маннитола.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не мойте предметы с мылом. Используйте воду и специальную щетку для скраба / губку для каждого состояния обработки, чтобы правильно очистить резервуары. - Высушите недавно очищенные «резервуары для раствора» бумажным полотенцем. Подготовьте растворы на следующий день, используя этот резервуар. Убедитесь, что другие предметы высушены и разделены соответствующими группами обработки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Ведите журнал того, какие растворы рыба переносит из и в каждый день, а также растворы, которые готовятся на следующий день. Например: Рыбу перевели из глюкозы вН2О,новый 1% раствор глюкозы приготовили на завтра.
4. Послепереносное приготовление раствора
- Приготовление растворов сахара
- Заполните каждый резервуар для раствора 2 л (или 4 л) системной воды (системная вода определяется как вода, которая была обработана с правильным соотношением солевого раствора и имеет ту же температуру, что и резервуары для хранения и очистки).
- Измерьте правильное количество глюкозы и маннитола (см. шаг 5 ниже) с помощью весов верхней загрузки и отдельных весовых лодок для каждого химического вещества.
- Добавьте взвешенную глюкозу или аликвот маннитола в соответствующий, очищенный резервуар для раствора, который содержит только системную воду.
- Перемешайте растворы глюкозы и маннита с помощью отдельных стеклянных стержней для перемешивания до полного растворения сахаров.
- Верните резервуары для раствора на водяную баню и накройте соответствующими им крышками.
- Приготовление водных растворов
- Заполните экспериментальные резервуары (2 л или 4 л) системной водой.
- Верните эти «резервуары для раствора» на водяную баню и накройте их соответствующими крышками.
5. Изменение процентов
- Выдерживая рыбу в 1% растворе в течение первых 2-х недель лечения: 40 г глюкозы или маннитола в 4-х л аквариуме.
- Выдерживая рыбу в 2% растворе в течение 3 и 4 недель лечения: 80 г глюкозы или манатина в резервуаре объемом 4 л.
- Выдерживая рыбу в 3% растворе в течение последних 4 недель лечения: 120 г глюкозы или маннитола в 4-х л аквариуме.
6. Измерение уровня глюкозы в крови и сбор ткани
- Обезболивать рыбу по 2 раза в 0,02% растворе трикаина.
- Обезглавить рыбу прямо за жабрами с помощью бритвенного лезвия.
- Измерьте уровень сахара в крови.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мы используем глюкометр (например, Freestyle Lite) для измерения уровня глюкозы в крови и помещаем тест-полоску непосредственно на открытое сердце (образец сердечной крови). - Рассекать ищутую ткань от рыбы (мозг, мышцы и т.д.).
- Храните собранную ткань путем мгновенного замораживания на сухом льду и хранения в морозильной камере при температуре -80 °C, фиксации в 4% параформальдегиде или помещения в буферный раствор для немедленного использования.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Используя этот протокол(Рисунок 1),значения сахара в крови значительно повышаются как после 4 недель, так и после 8 недельлечения (Рисунок 2А),при этом гипергликемия определяется как в 3 раза выше контрольных средних значений как из обработанных водой, так и из маннито-обработанных групп. Элементы управления, обработанные водой, ежедневно передаются в воду и из нее, обеспечивая контроль стресса / обработки. Маннит служит осмотическим контролем в исследованиях глюкозы in vitro19,20,так как он представляет собой 6-углеродный сахар, подобный глюкозе, но не постигается клетками. Чтобы соответствовать этим исследованиям и другим исследованиям на рыбках данио21,мы вводили маннит в тех же концентрациях, что и глюкоза, чтобы определить, были ли наблюдаемые эффекты вызваны высокой осмолярностью, возникающей в результате воздействия глюкозы, или специфическим для глюкозы эффектом.
Уровень сахара в крови измеряется путем обезболивания рыбы с использованием 0,02% трикаина до тех пор, пока движения жабр не замедлятся, а затем обезглавливают. Уровень глюкозы в крови, измеренный с помощьюглюкометра (рисунок 2B),определяются по размещению тест-полоски глюкометра непосредственно на проколотое сердце (т.е. сердечную кровь).
Ткань сетчатки, собранная после 4-недельной гипергликемии, демонстрирует повышение уровня глиального фибриллярного кислого белка (GFAP)(рисунок 3A). Экспрессия GFAP наблюдается в глиальных клетках Мюллера в сетчатке, которые изменяются при диабетической ретинопатии22,23. Повышенное содержание GFAP и/или паттерны иммунореактивности также наблюдаются у STZ-индуцированных диабетических крыс24,25,26,27,28, pdx1-/- мутантных рыб17и у сетчаток у людей с диабетом29. Это увеличение GFAP связано с увеличением уровня ядерного фактора Kappa B (NF-kB)(Рисунок 3B)30,предполагая, что гипергликемия, вызванная у рыбок данио с использованием альтернативного протокола погружения, вызывает воспалительную реакцию и реактивный глиоз. Записи ERG после 4-недельного лечения выявили снижение ответа у сетчатки, получавших глюкозу, по сравнению с контрольной контролем, получавших маннитол(рисунок 4A). Амплитуды как а-волнового (фоторецептор), так и b-волнового (биполярные клетки) компонентов уменьшаются у гипергликемических рыб(рисунок 4В). Эти измененные ответы ERG коррелируют с конкретными изменениями в красных и/или зеленых колбоках30,21,которые кажутся особенно чувствительными к гипергликемическому оскорблению. Измененные реакции ЭРГ также наблюдаются на животных моделях диабета31,32,33,34, 35 и диабетиков у людей. Рыбки данио, получавшие лечение глюкозой, также демонстрируют снижение когнитивных функций (см. Rowe et al., 2020, в этом выпуске), предполагая, что длительная гипергликемия также приводит к дефициту когнитивных функций, о котором также сообщается у пожилых пациентов с диабетом.
Рисунок 1: Схема альтернативного протокола погружения. Это визуальное представление процесса передачи. Рыбу выдерживают в 1% растворе в течение 2-х недель, 2% растворе в течение 2 недель, а затем 3% растворе в течение оставшихся 4 недель. Каждый день рыбу переносят в сахарный или водный раствор. Контрольные процедуры переносят рыбу в воду и из нее (0% глюкозы - контроль обработки) каждые 24 часа или в маннит и из него (осмотический контроль), причем концентрации маннитола соответствуют концентрациям, используемым для глюкозы. Мы измерили уровень глюкозы в крови, провели эксперименты и собрали ткани после 4 и 8 недель лечения (в коробке). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Уровень глюкозы в крови повышается после 4 и 8 недель лечения. Рыбы,обработанные глюкозой, имеют более чем в 3 раза больше сахара в крови по сравнению с контрольной рыбой, обработанной водой и маннитолом, что значительно больше (p = 0,029 через 4 недели; p < 0,001 через 8 недель). Это означает, что через 4 и 8 недель рыбки данио, получавших глюкозу, были гипергликемическими. Данные были собраны из n = 5 рыб, обработанных маннитом, n = 8 рыб, обработанных глюкозой, и n = 3 рыб с контролем воды через 4 недели; n = 5 рыб, обработанных маннитолом, n = 10 рыб, обработанных глюкозой, и n = 7 рыб, обработанных водой, в течение 8 недель. (B) Визуальное представление рыбки данио и глюкометр Freestyle Lite, который мы используем для измерения уровня глюкозы в крови. Уровень сахара в крови измеряется из образца сердечной крови после того, как рыбу обезболивают в 0,02% растворе трикаина и обезглавливают. Значения являются средними ± SE. Звездочки обозначают существенные различия, где * = p < 0,05; = p < 0,001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Уровни GFAP повышены у рыбок данио, получавших глюкозу. Обработанные глюкозой рыбки данио имеют повышенные уровни(A)глиального фибриллярного кислого белка (GFAP; 1: 1000) и(B)Rel-A (NfK-B; 1: 1000), как определено из денситометрического анализа вестерн-блотов. β-актин (1:1000) служил в качестве контроля нагрузки. Повышение уровней Rel-A было значительным (p < 0,003, звездочки). W = контроль, обработанный водой, G = обработанный глюкозой, M = обработанный маннитом. W2, G2, M2 являются репликами для W, G и M. Это говорит о том, что у гипергликемических рыбок данио есть инсульт сетчатки, вызывающий реактивный глиоз. (Изменено из Рисунка 7,Tanvir et al., 201830,опубликованного первоначально на условиях лицензии CC-BY). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Реакция ЭРГ снижается у рыб, обработанных глюкозой. (A)Репрезентативные следы ERG от обработанных глюкозой (красный), обработанных маннитом (зеленый) и обработанных водой (черных) сетчаток рыбок данио, вызванных стимулом 570 нм на красном адаптационном фоне. Блокатор глутаматных рецепторов CNQX (50 мкМ) присутствовал в растворе ванны для выделения реакций фоторецепторов и биполярных клеток ON. Единицы измерения: ось y = мкВ, ось x = время. Импульс квадратной волны отражает длительность светового импульса. (B)Количественная оценка изменений амплитуд отклика. Средние нормализованные амплитуды отклика для фоторецепторных а-волн (амплитуда a1, справа), измеряемых как пик отклонения вниз в начале квадратного светового импульса, и биполярных ячеек b-волн (амплитуда b2, слева), измеренных от впадины до пика во время светового импульса. Оба значения были значительно снижены в тканях, обработанных глюкозой и маннитом (p < 0,001 для a1; p < 0,0001 для b2; n = 14 глаз на лечение). Значения нормализовались для контроля, проработанного водой. Это согласуется с другими диабетическими животными моделями (такими как грызуны) и у людей с диабетом. (Взято из Рисунка 4, Tanvir et al. 201830,опубликованного первоначально на условиях лицензии CC-BY). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Диабет является общенациональной проблемой. Исследования показывают, что к 2030 году, по оценкам, 400 миллионов человек будут иметь ту или иную форму диабета. В моделях грызунов DM типа 2 изучается с помощью генетических манипуляций. У крыс диабетические жирные крысы Цукера (ZDF) и жирные крысы Оцука Лонг-Эванс Токусима (OLETF) предоставляют больше информации о влиянии 10 DM2типа. Кроме того, диеты с высоким содержанием жиров использовались у грызунов, чтобы вызвать гипергликемию. Это отражает неинвазивную процедуру, предложенную в этом документе. Используя наш неинвазивный протокол, мы можем вызывать гипергликемию на срок до 8 недель, тем самым имитируя длительную гипергликемию у здоровых рыбок данио.
После того, как уровень сахара в крови измерен, ткани (сетчатка и мозг) могут быть собраны для последующего анализа. Физиологические различия, такие как записи электроретинограммы (ЭРГ), могут быть измерены непосредственно из глазных чашек сетчатки21,30. Поведенческие реакции (т.е. оптомоторные реакции или когнитивные различия (Rowe et al., 2020) могут быть оценены до измерения уровня сахара в крови. Для определения уровня белка в вестерн-блоте ткань помещают в буфер RIPA или мгновенно замораживают и хранят при -80 °C. Из-за различий в размере / содержании белка несколько сетчаток, возможно, придется объединить перед анализом. Для иммуноцитохимии ткань фиксируют в 4% растворе параформальдегида в течение 24 часов, а затем уравновешивают в 30% растворе сахарозы до замораживания (20 мкм).
Чтобы оптимизировать результаты, тщательно взвесьте как маннит, так и глюкозу, и убедитесь, что растворы тщательно перемешаны. Также очень важно соблюдать активный график трансферных дней, следить за тем, чтобы сахар и вода чередововыировались ежедневно и в одно и то же время суток. Кроме того, убедитесь, что вы тщательно отмеряете воду, так как слишком мало или слишком много может изменить концентрацию раствора. Наконец, тщательно следите за рН и температурой растворов, так как перевод рыбы в экстремальные растворы может шокировать рыбу и вызвать гибель. Не было никаких доказательств того, что длительное воздействие глюкозы или высокие концентрации глюкозы при постепенном воздействии оказывает токсическое воздействие на рыбок данио. При правильном следование протоколу не следует ожидать посторонних смертей рыбок данио.
Хотя это проверенный метод индуцирования гипергликемии, ограничение этого протокола заключается в том, что нельзя установить, что рыба гипергликемична, пока они не будут принесены в жертву. Другим ограничением является то, что мы не оцениваем уровень поджелудочной железы или инсулина и, следовательно, мы не можем утверждать, что индуцировали диабет 2 типа, только то, что мы индуцировали гипергликемию. Тем не менее, это также то, что делает эту процедуру лучше, чем конкурирующие методы: она неинвазивна. Мы наблюдали осложнения длительной гипергликемии, вызванные этим протоколом, о которых сообщается у моделей грызунов и диабетиков. В будущем, возможно, мы сможем использовать эту процедуру для рассмотрения терапевтических методов, которые помогают облегчить симптомы СД, такие как ретинопатия.
Таким образом, этот неинвазивный протокол чередования погружений является эффективным способом вызвать гипергликемию на срок до 8 недель. Этот метод является мощным инструментом, позволяющим обследовать осложнения хронической гипергликемии и впоследствии определить терапевтические методы лечения. Это также дает возможность сравнить результаты биомедицинских исследований между модельными организмами.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Acknowledgments
Мы хотели бы поблагодарить VPC, CJR и MCP за разработку этого протокола. EMM получила финансовую поддержку от Американского университетского колледжа искусств и наук для аспирантов для проведения этого исследования. Эта работа также была поддержана премией Меллона факультета Американского университета и финансированием через Американский университетский колледж искусств и наук (оба для VPC).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Airline Tubing | petsmart | 5291863 | This can be used in the tank to circulate air |
| Airpump | petsmart | 5094984 | This can be used in the tank to circulate air |
| Airstones | petsmart | 5149683 | This can be used in the tank to circulate air |
| D-glucose | Sigma | G8270-5KG | |
| D-mannitol | Acros Organics | AC125340050 | |
| Freestyle Lite Meter | Amazon | B01LMOMLTU | |
| Freestyle Lite Strips | Amazon | B074ZN3H2Z | |
| Net | petsmart | 5175115 | |
| Tanks | Amazon | B0002APZO4 |
References
- Rubinstein, A. L. Zebrafish: from disease modeling to drug discovery. Current Opinion in Drug Discovery and Development. 6 (2), 218-223 (2003).
- Gerlai, R. Associative learning in zebrafish (Danio rerio). Methods in Cell Biology. 101, 249-270 (2011).
- Goldsmith, J. R., Jobin, C. Think small: zebrafish as a model system of human pathology. BioMed Research International. , (2012).
- Moss, J. B., et al.
- Connaughton, V. P., Baker, C., Fonde, L., Gerardi, E., Slack, C. Alternate immersion in an external glucose solution differentially affects blood sugar values in older versus younger zebrafish adults. Zebrafish. 13 (2), 87-94 (2016).
- Etuk, E. U. Animal models for studying diabetes mellitus. Agriculture and Biology Journal of North America. 1 (2), 130-134 (2010).
- Agardh, E., Bruun, A., Agardh, C. D. Retinal glial cell immunoreactivity and neuronal cell changes in rats with STZ-induced diabetes. Current Eye Research. 23 (4), 276-284 (2001).
- Carmo, A., Cunha-Vaz, J. G., Carvalho, A. P., Lopes, M. C. Nitric oxide synthase activity in retinas from non-insulin-dependent diabetic Goto-Kakizaki rats: correlation with blood-retinal barrier permeability. Nitric Oxide. 4 (6), 590-596 (2000).
- Ramsey, D. J., Ripps, H., Qian, H. An electrophysiological study of retinal function in the diabetic female rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (11), 5116-5124 (2006).
- Biessels, G. J., Gispen, W. H. The impact of diabetes on cognition: what can be learned from rodent models. Neurobiology of Aging. 26 (1), 36-41 (2005).
- Intine, R. V., Olsen, A. S., Sarras, M. P. A zebrafish model of diabetes mellitus and metabolic memory. Journal of Visualized Experiments. (72), e50232 (2013).
- Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of zebrafish as a disease model provides a unique window for understanding the molecular basis of diabetic metabolic memory. Research on Diabetes. , iConcept Press Ltd. Hong Kong. (2013).
- Gleeson, M., Connaughton, V., Arneson, L. S. Induction of hyperglycaemia in zebrafish (Danio rerio) leads to morphological changes in the retina. Acta Diabetologica. 44 (3), 157-163 (2007).
- Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia induces memory impairment linked to increased acetylcholinesterase activity in zebrafish (Danio rerio). Behavioural Brain Research. 274, 319-325 (2014).
- Capiotti, K. M., et al. Persistent impaired glucose metabolism in a zebrafish hyperglycemia model. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 171, 58-65 (2014).
- Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia alters E-NTPDases, ecto-5'-nucleotidase, and ectosolic and cytosolic adenosine deaminase activities and expression from encephala of adult zebrafish (Danio rerio). Purinergic Signaling. 12 (2), 211-220 (2016).
- Ali, Z., et al. Photoreceptor Degeneration Accompanies Vascular Changes in a Zebrafish Model of Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 61 (2), 43 (2020).
- Wiggenhauser, L. M., et al. Activation of Retinal Angiogenesis in Hyperglycemic pdx1-/- Mutants. Diabetes. 69 (5), 1020-1031 (2020).
- Chen, X. L., et al. Involvement of HMGB1 mediated signalling pathway in diabetic retinopathy: evidence from type 2 diabetic rats and ARPE-19 cells under diabetic condition. Journal of Ophthalmology. 97, 1598-1603 (2013).
- Costa, E., et al. Effects of light exposure, pH, osmolarity, and solvent on the retinal pigment epithelial toxicity of vital dyes. American Journal of Ophthalmology. 155, 705-712 (2013).
- Alvarez, Y., et al. Predominant cone photoreceptor dysfunction in a hyperglycemic model of non-proliferative diabetic retinopathy. Disease Models and Mechanisms. 3, 236-245 (2010).
- Fletcher, E. L., Phipps, J. A., Wilkinson-Berka, J. L. Dysfunction of retinal neurons and glia during diabetes. Clinical and Experimental Optometry. 88, 132-145 (2005).
- Fletcher, E. L., Phipps, J. A., Ward, M. M., Puthussery, T., Wilkinson-Berka, J. L. Neuronal and glial abnormality as predictors of progression of diabetic retinopathy. Current Pharmaceutical Design. 13, 2699-2712 (2007).
- Agardh, E., Bruun, A., Agardh, C. D. Retinal glial cell immunoreactivity and neuronal cell changes in rats with STZ- induced diabetes. Current Eye Research. 23, 276-284 (2001).
- Barber, A. J., Antonetti, D. A., Gardner, T. W., Group, T. P. S. R. R. Altered expression of retinal occludin and glial fibrillary acidic protein in experimental diabetes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41, 3561-3568 (2000).
- Lieth, E., et al. Glial reactivity and impaired glutamate metabolism in short-term experimental diabetic retinopathy. Diabetes. 47, 815-820 (1998).
- Rungger-Brandle, E., Dosso, A. A., Leuenberger, P. M. Glial reactivity, an early feature of diabetic retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41, 1971-1980 (2000).
- Zeng, X. X., Ng, Y. K., Ling, E. A. Neuronal and microglial response in the retina of streptozotocin-induced diabetic rats. Visual Neuroscience. 17, 463-471 (2000).
- Mizutani, M., Gerhardinger, C., Lorenzi, M. Muller cell changes in human diabetic retinopathy. Diabetes. 47, 445-449 (1998).
- Tanvir, Z., Nelson, R., DeCicco-Skinner, K., Connaughton, V. P. One month of hyperglycemia alters spectral responses of the zebrafish photopic electroretinogram. Disease Models and Mechanisms. 11, (2018).
- Hancock, H. A., Kraft, T. W. Oscillatory potential analysis and ERGs of normal and diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45, 1002-1008 (2004).
- Layton, C. J., Safa, R., Osborne, N. N. Oscillatory potentials and the b-wave: partial masking and interdependence in dark adaptation and diabetes in the rat. Graefe's Archives for Clinical and Experimental Ophthalmology. 245, 1335-1345 (2007).
- Li, Q., Zemel, E., Miller, B., Perlman, I. Early retinal damage in experimental diabetes: electroretinographical and morphological observations. Experimental Eye Research. 74, 615-625 (2002).
- Kohzaki, K., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Early inner retinal dysfunction in streptozotocin-induced diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49, 3595-3604 (2008).
- Phipps, J. A., Yee, P., Fletcher, E. L., Vingrys, A. J. Rod photoreceptor dysfunction in diabetes: activation, deactivation, and dark adaptation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47, 3187-3194 (2006).
