تطبيق نظام RatWalker لتحليل المشي في نموذج الفئران الجيني لمرض باركنسون
Summary
هنا نصف نظام RatWalker ، الذي تم بناؤه من خلال إعادة تصميم جهاز MouseWalker لاستيعاب الحجم والوزن المتزايد للفئران. يستخدم هذا النظام الانعكاس الداخلي الكلي المحبط (FTIR) ، والتقاط الفيديو عالي السرعة ، وبرنامج تحليل الوصول المفتوح لتتبع معلمات المشي وقياسها.
Abstract
مرض باركنسون (PD) هو اضطراب تنكسي عصبي تدريجي ناتج عن فقدان الخلايا العصبية الدوبامينية (DA) في المادة السوداء pars compacta. تشوهات المشي ، بما في ذلك انخفاض تأرجح الذراع ، وسرعة المشي البطيئة ، والخطوات الأقصر شائعة في مرضى PD وتظهر في وقت مبكر من مسار المرض. وبالتالي ، فإن القياس الكمي للأنماط الحركية في النماذج الحيوانية لمرض باركنسون سيكون مهما لتوصيف النمط الظاهري أثناء مسار المرض وعند العلاج العلاجي. معظم حالات مرض باركنسون مجهول السبب. ومع ذلك ، فإن تحديد الأشكال الوراثية لمرض باركنسون كشف عن طفرات ومتغيرات جينية ، مثل طفرات فقدان الوظيفة في Pink1 و Parkin ، وهما بروتينان مشاركان في مراقبة جودة الميتوكوندريا يمكن تسخيرهما لإنشاء نماذج حيوانية. في حين أن الفئران تقاوم التنكس العصبي عند فقدان Pink1 و Parkin (الحذف الفردي والمركب) ، في الفئران ، يؤدي نقص Pink1 ولكن ليس Parkin إلى فقدان الخلايا العصبية nigral DA وضعف الحركة. هنا ، نبلغ عن فائدة تصوير FTIR للكشف عن تغيرات المشي في الفئران الذكور الصغيرة التي تمشي بحرية (شهرين من العمر) مع فقدان مشترك ل Pink1 و Parkin قبل تطور الشذوذ الحركي الظاهر بصريا مع تقدم هذه الفئران في العمر (لوحظ في 4-6 أشهر) ، والتي تتميز بسحب الأطراف الخلفية كما ورد سابقا في فئران Pink1 بالضربة القاضية (KO).
Introduction
يحدث PD ، وهو اضطراب الحركة التنكسية العصبية الأكثر شيوعا المرتبط بالعمر ، بسبب فقدان الخلايا العصبية DA في المادة السوداء pars compacta. يؤدي هذا الفقدان للخلايا العصبية DA nigral ومدخلات DA في المخطط إلى ضعف الوظيفة الحركية الملحوظ الذي شوهد في المرضى الذين يعانون من PD 1,2. تشمل الخصائص الحركية المحددة للمرضى الذين يعانون من مرض باركنسون ، والمعروفة مجتمعة باسم باركنسون ، الصلابة ، ورعاش الراحة ، وبطء الحركة ، وعدم الاستقرار الوضعي ، والتصوير المجهري3. علاوة على ذلك ، تظهر اضطرابات المشي ، الشائعة في مرضى PD ، في وقت مبكر من مسار المرض1،4،5. في حين يقترح بعض أنماط الحياة للمساعدة في إبطاء تقدم مرض باركنسون ، مثل الأكل الصحي وممارسة التمارين الرياضية بانتظام ، لا يوجد حاليا علاج لمرض باركنسون ، فقط الأدوية لإدارة الأعراض. وهذا يترك مجالا للحاجة إلى مزيد من التحقيق على أمل تحسين العلاجات. وبالتالي ، فإن توصيف نمط المشي في نماذج الحيوانات PD هو أداة حاسمة لتوصيف أهمية النموذج وكذلك كيف أن العلاجات العلاجية التي تهدف إلى السيطرة على PD تمنع أو تحسن الإعاقات الحركية.
هناك العديد من النماذج الحيوانية PD التي تم استخدامها لاختبار العلاجات العلاجية ، ولكن لكل منها حدودها. على سبيل المثال ، أسفرت النماذج الحيوانية المعالجة بالسم العصبي 1-ميثيل-4-فينيل-1،2،3،6-تتراهيدروبيريدين (MPTP) عن ثروة كبيرة من المعلومات حول العمليات المهمة لفقدان الخلايا العصبية nigral DA والتكيفات المخططة اللاحقة ، وأشارت إلى دور الميتوكوندريا في التسبب في مرض باركنسون. ومع ذلك ، فإن الخلفية المسببة للأمراض لنموذج MPTP ذات طبيعة سامة وليست عملية تنكسية عصبية كما هو الحال في PD6 البشري. تشمل النماذج الإضافية القابلة للتحريض كيميائيا 6-هيدروكسي دوبامين (6-OHDA) والروتينون. كان 6-OHDA أول عامل يستخدم للحث على PD عن طريق التراكم الانتقائي للدواء في الخلايا العصبية DA ، والذي يقتل الخلايا العصبية في النهاية ويؤدي إلى أعراض تشبه PD. تم استخدام هذا النموذج لأول مرة لتتبع استنفاد DA من خلال فحص السلوك استجابة للأمفيتامين والآبومورفين7. أثبتت طريقة تحريض PD هذه أنها مفيدة لفحص العوامل الدوائية التي تؤثر على DA ومستقبلاته8. في حين أن نموذج 6-OHDA هو نموذج رائع لتتبع العجز الحركي القابل للقياس الكمي ، فإن هذا النموذج لا يوضح كيف يؤثر الفقدان التدريجي للخلايا العصبية وتكوين أجسام ليوي على الحيوان. الطريقة الأخرى للتحريض ، الروتينون ، ثبت أن لديها تنكسا تدريجيا للخلايا العصبية السوداء مع فقدان هيدروكسيلاز التيروزين وناقل DA ، مما يسمح بنموذج أفضل لتتبع فقدان الخلايا العصبية بمرور الوقت9. أظهرت الفئران المعالجة بالروتينون بطء الحركة ، وعدم الاستقرار الوضعي ، والمشية غير المستقرة10. ومع ذلك ، فقد وجد أن هذه الطريقة متغيرة على نطاق واسع بين سلالات مختلفة من الفئران ، مما أثار التساؤل عما إذا كان الروتينون نموذجا موثوقا به ل PD11،12،13 أم لا. في حين ثبت أن تحليل المشي يتأثر بتحريض PD في الفئران ، حتى الآن ، لم يتم استخدام نماذج الفئران PD المستحثة وراثيا بسهولة لتحليل المشي عن طريق المشي بحرية على المدرج.
تتمثل إحدى طرق تحليل الضعف الحركي في القوارض التي تمشي بحرية في تحليل المشي الحركي ، والذي يمكن إجراؤه باستخدام تصوير FTIR. تستخدم هذه الطريقة الراسخة مستشعر بصري يعمل باللمس يعتمد على FTIR ، والذي يسجل ويتتبع آثار أقدام القوارض أثناء تحركها على المدرج14،15،16. بالمقارنة مع الطرق الأخرى ، لا يعتمد FTIR على أي علامات على جسم الحيوان يمكن أن تتداخل مع مطبوعات المخلب. ينتج عن إنشاء بيانات الفيديو مطبوعات مخالب رقمية لجميع الأطراف الأربعة التي يمكن دمجها لإنشاء نمط مشي ديناميكي وقابل للتكرار لنماذج القوارض المختلفة. مبدأ تحليل المشي القائم على التصوير هو أخذ كل مخلب فردي وقياس منطقة التلامس بمرور الوقت أثناء سير القوارض على المدرج. يتم تمثيل كل موقف بزيادة في مساحة المخلب (في مرحلة الكبح) وانخفاض في منطقة المخلب (في مرحلة الدفع). يتم ذلك من خلال مرحلة التأرجح ، وهي عندما لا يتم اكتشاف إشارة مخلب. بعد تقييم الفيديو ، يتم إنشاء العديد من المعلمات التي يمكن استخدامها لمقارنة نموذج النوع البري (WT) مقابل نموذج PD. بعض الأمثلة على المعلمات هي طول الخطوة (المسافة التي يغطيها المخلب في خطوة واحدة) ، ومدة التأرجح (المدة الزمنية التي لا يكون فيها المخلب على اتصال بالمدرج) ، وسرعة التأرجح (طول الخطوة كدالة لمدة التأرجح) ، ونمط الخطوة (خطوات قطرية ، خطوات جانبية ، أو خطوات حزام).
لإثبات فائدة FTIR للكشف عن التغيرات المبكرة في نمط المشي في الفئران ، استخدمنا نموذجا وراثيا للفئران من PD. في حين أن معظم حالات مرض باركنسون مجهولة السبب. كشف تحديد الأشكال الوراثية لمرض باركنسون عن طفرات ومتغيرات جينية ، مثل طفرات فقدان الوظيفة في Pink1 و Parkin ، وهما بروتينان مشاركان في مراقبة جودة الميتوكوندريا17 ، يمكن تسخيرهما لإنشاء نماذج حيوانية18. لسوء الحظ ، تقاوم الفئران التنكس العصبي عند فقدان هذه البروتينات (مفردة ومجتمعة)19،20،21. في الفئران ، يؤدي نقص Pink1 ولكن ليس باركين إلى فقدان الخلايا العصبية nigral DA وضعف الحركة22 ، ولكن دون اختراق كامل. لذلك ، أنشأنا نموذجا مشتركا لفأر Pink1 / Parkin Double Knockout (DKO) ، والذي يعرض النمط الظاهري الظاهر للأطراف الخلفية الواضحة بصريا والذي تم الإبلاغ عنه في ذكور فئران Pink1 KO22 ولكن الآن بمعدل أعلى: 100٪ مقابل 30-50٪ من الذكور بين 4-6 أشهر.
في حين أن هذه الطريقة تعمل بشكل جيد لتحليل العجز الحركي في الفئران14 ، فإن مواصفات نظام المشي التصويري FTIR لاستيعاب حجم ووزن الفئران لم تكن متوفرة في السابق بشكل غير تجاري. نوضح هنا كيفية بناء RatWalker ، وهو نظام معدل لتصوير المشي FTIR على غرار MouseWalker14 ، باستثناء تكييفه مع حجم ووزن الفئران. يستخدم هذا النظام تأثيرا بصريا ، FTIR ، لتوفير طريقة لتصور آثار أقدام الحيوانات وتسجيلها لاحقا لتحليلها. يؤدي ملامسة قدم الحيوان مع الدليل الموجي البصري (المنصة) إلى اضطراب في مسار الضوء مما يؤدي إلى تأثير تشتت مرئي ، يتم التقاطه باستخدام تصوير فيديو عالي السرعة من الدرجة المحلية والمعالجة باستخدام برنامج مفتوح المصدر. توضح هذه الدراسة قوة تصوير FTIR في دراسة تغيرات المشي في نماذج الفئران الجينية لمرض باركنسون. على سبيل المثال ، في حين لوحظت تغييرات حركية واضحة بصريا (أي سحب الأطراف الخلفية) في ذكور فئران DKO في 4 أشهر على أقرب تقدير ، باستخدام FTIR ، يمكننا الكشف عن تشوهات البوابة في ذكور فئران DKO في عمر 2 أشهر.
Protocol
Representative Results
Discussion
تعد اضطرابات المشي ، بما في ذلك انخفاض تأرجح الذراع ، وسرعة المشي البطيئة ، والخطوات الأقصر ، سمة مميزة لمرض باركنسون ، وتحدث مبكرا أثناء دورة المرض 1,5. تم تطوير العديد من الطرق على مر السنين لمراقبة وتسجيل الإقبال لتحليل المشي في نماذج القوارض من PD ، مع تقني…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تشكر KS و HF مؤسسة Michael J Fox لأبحاث باركنسون لدعم عملهم على مرض باركنسون.
Materials
| Aluminum | |||
| 1.5” Aluminum Angle (1/8” – 6063) | Dimensions: 8' Qty: 8 |
||
| 1” Aluminum Square Tube (1/16” – 6063) | Dimensions: 8' Qty: 4 |
||
| 32 Gauge Aluminum Sheet | Dimensions: 10' Qty: 1 |
||
| 1” Aluminum Tube (1/8” – 6063) | Dimensions: 8' Qty: 1 |
||
| Acrylic | |||
| 7/32” Clear Acrylic Sheet | Dimensions: 4'x8' Qty: 2 |
||
| 1/8” White Acrylic Sheet 55% (2447) | Dimensions: 4'x8' Qty: 1 |
||
| Mirror | |||
| 7/32” Glass Mirror | Dimensions: 60"x12" Qty: 1 |
||
| LED | |||
| 5050 LED Tape Light (Green) | Dimensions: 16.4' Qty: 1 |
||
| 5050 LED Tape Light (Red) | Dimensions: 16.4' Qty: 1 |
||
| Camera | |||
| GoPro Hero 6 Black | Qty: 1 | ||
| Tripod | Dimensions: 57" Qty: 1 |
References
- Behari, M., et al. Parkinson’s disease. Annals of Indian Academy of Neurology. 14, 2-6 (2011).
- Kalia, L. V., Lang, A. E. Parkinson’s disease. Lancet. 386 (9996), 896-912 (2015).
- Fahn, S. Description of Parkinson’s disease as a clinical syndrome. Annals of the New York Academy of Sciences. 991, 1-14 (2003).
- Frenkel-Toledo, S., et al. Effect of gait speed on gait rhythmicity in Parkinson’s disease: variability of stride time and swing time respond differently. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 2, 23 (2005).
- Shulman, J. M., De Jager, P. L., Feany, M. B. Parkinson’s disease: genetics and pathogenesis. Annual Review of Pathology. 6, 193-222 (2011).
- Klemann, C., Martens, G. J. M., Poelmans, G., Visser, J. E. Validity of the MPTP-Treated Mouse as a Model for Parkinson’s Disease. Molecular Neurobiology. 53 (3), 1625-1636 (2016).
- Ungerstedt, U. Striatal dopamine release after amphetamine or nerve degeneration revealed by rotational behaviour. Acta Physiologica Scandinavian Supplementum. 367, 49-68 (1971).
- Beal, M. F. Experimental models of Parkinson’s disease. Nature Reviews Neuroscience. 2 (5), 325-334 (2001).
- Betarbet, R., et al. Chronic systemic pesticide exposure reproduces features of Parkinson’s disease. Nature Neuroscience. 3 (12), 1301-1306 (2000).
- Cannon, J. R., et al. A highly reproducible rotenone model of Parkinson’s disease. Neurobiology of Disease. 34 (2), 279-290 (2009).
- Quary, S., et al. Major strain differences in response to chronic systemic administration of the mitochondrial toxin 3-nitropropionic acid in rats: implications for neuroprotection studies. Neuroscience. 97 (3), 521-530 (2000).
- Cicchetti, F., Drouin-Ouellet, J., Gross, R. E. Environmental toxins and Parkinson’s disease: what have we learned from pesticide-induced animal models. Trends in Pharmacological Sciences. 30 (9), 475-483 (2009).
- Greenamyre, J. T., Cannon, J. R., Drolet, R., Mastroberardino, P. G. Lessons from the rotenone model of Parkinson’s disease. Trends in Pharmacological Sciences. 31 (4), 142-143 (2010).
- Mendes, C. S., et al. Quantification of gait parameters in freely walking rodents. BMC Biology. 13, 50 (2015).
- Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
- Hamers, F. P., Koopmans, G. C., Joosten, E. A. CatWalk-assisted gait analysis in the assessment of spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 23 (3-4), 537-548 (2006).
- Pickrell, A. M., Youle, R. J. The roles of PINK1, parkin, and mitochondrial fidelity in Parkinson’s disease. Neuron. 85 (2), 257-273 (2015).
- Dawson, T. M., Ko, H. S., Dawson, V. L. Genetic animal models of Parkinson’s disease. Neuron. 66 (5), 646-661 (2010).
- Gispert, S., et al. Parkinson phenotype in aged PINK1-deficient mice is accompanied by progressive mitochondrial dysfunction in absence of neurodegeneration. PLoS One. 4 (6), 5777 (2009).
- Goldberg, M. S., et al. Parkin-deficient mice exhibit nigrostriatal deficits but not loss of dopaminergic neurons. Journal of Biological Chemistry. 278 (44), 43628-43635 (2003).
- Kitada, T., Tong, Y., Gautier, C. A., Shen, J. Absence of nigral degeneration in aged parkin/DJ-1/PINK1 triple knockout mice. Journal of Neurochemistry. 111 (3), 696-702 (2009).
- Dave, K. D., et al. Phenotypic characterization of recessive gene knockout rat models of Parkinson’s disease. Neurobiology of Disease. 70, 190-203 (2014).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Sciences. 25 (2), 171-179 (1979).
- de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
- Kunkel-Bagden, E., Dai, H. N., Bregman, B. S. Methods to assess the development and recovery of locomotor function after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 119 (2), 153-164 (1993).
- Jacobs, B. Y., Kloefkorn, H. E., Allen, K. D. Gait Analysis Methods for Rodent Models of Osteoarthritis. Current Pain and Headache Reports. 18 (10), 456 (2014).
- Boix, J., von Hieber, D., Connor, B. Gait Analysis for Early Detection of Motor Symptoms in the 6-OHDA Rat Model of Parkinson’s Disease. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 12, 39 (2018).
- Zhou, M., et al. Gait analysis in three different 6-hydroxydopamine rat models of Parkinson’s disease. Neuroscience Letters. 584, 184-189 (2015).
- Vandeputte, C., et al. Automated quantitative gait analysis in animal models of movement disorders. BMC Neuroscience. 11, 92 (2010).
- Chuang, C. S., et al. Quantitative evaluation of motor function before and after engraftment of dopaminergic neurons in a rat model of Parkinson’s disease. Journal of Biomedical Science. 17, 9 (2010).
- Baldwin, H. A., Koivula, P. P., Necarsulmer, J. C., Whitaker, K. W., Harvey, B. K. Step Sequence Is a Critical Gait Parameter of Unilateral 6-OHDA Parkinson’s Rat Models. Cell Transplantation. 26 (4), 659-667 (2017).
