Summary

Gonadectomy och blodprov förfaranden i den lilla storleken Teleost Modell Japanska Medaka (Oryzias latipes)

Published: December 11, 2020
doi:

Summary

Artikeln beskriver ett snabbt protokoll för att gonadectomize och ta prov på blod från den lilla teleostfisken, med hjälp av japanska medaka (Oryzias latipes) som modell, för att undersöka sex steroiders roll i djurfysiologi.

Abstract

Sex steroider, produceras av gonads, spela en viktig roll i hjärnan och hypofysen vävnad plasticitet och i neuroendokrina kontroll av reproduktion i alla ryggradsdjur genom att ge feedback till hjärnan och hypofysen. Teleost fiskar har en högre grad av vävnad plasticitet och variation i reproduktiva strategier jämfört med däggdjur och verkar vara användbara modeller för att undersöka rollen av kön steroider och de mekanismer genom vilka de agerar. Avlägsnandet av den huvudsakliga källan till sex steroid produktion med gonadectomy tillsammans med blodprov för att mäta steroidnivåer har varit väletablerad och ganska genomförbar i större fisk och är en kraftfull teknik för att undersöka rollen och effekterna av sex steroider. Dessa tekniker ger dock upphov till utmaningar när de implementeras i små teleostmodeller. Här beskriver vi steg-för-steg förfarandena av gonadectomy hos både män och kvinnliga japanska medaka följt av blodprov. Dessa protokoll visas vara mycket genomförbara i medaka anges av en hög överlevnad, säkerhet för livslängden och fenotyp av fisken och reproducerbarhet när det gäller kön steroid clearance. Användningen av dessa förfaranden i kombination med de andra fördelarna med att använda denna lilla teleost modell kommer att avsevärt förbättra förståelsen av återkopplingsmekanismer i neuroendokrina kontrollen av reproduktion och vävnad plasticitet som tillhandahålls av kön steroider i ryggradsdjur.

Introduction

Hos ryggradsdjur, kön steroider, som huvudsakligen produceras av gonaderna, spela viktiga roller i regleringen av brain-hypofysen-Gonadal (BPG) axeln genom olika feedback mekanismer1,2,3,4,5. Dessutom, kön steroider påverkar spridningen och aktiviteten av nervceller i hjärnan6,7,8 ochendokrina celler, inklusive gonadotropes, i hypofysen9,10, och därmed tjäna avgörande roller i hjärnan och hypofysen plasticitet. Trots relativt god kunskap hos däggdjur, mekanismen för BPG axelreglering medierad av kön steroider är långt ifrån förstådd i icke-däggdjur arter, vilket leder till dålig förståelse för evolutionära bevarade principer11. Det finns fortfarande ett begränsat antal studier dokumenterar sex steroiders roll på hjärnan och hypofysen plasticitet, vilket ökar behovet av ytterligare undersökningar av könssteroidernas roll och effekter på olika ryggradsdjur arter.

Bland ryggradsdjur har teleoster blivit kraftfulla modelldjur för att ta itu med många biologiska och fysiologiska frågor, inklusivestressrespons 12,13,tillväxt14,15,näringsfysiologi16,17 och reproduktion2. Teleoster, där könssteroider mestadels representeras av estradiol (E2) hos kvinnor och 11-ketotestosteron (11-KT) hos män18,19, har länge varit tillförlitliga experimentella modeller för att undersöka den allmänna principen om reproduktion över arter. Teleosts visar unikhet i sin hypotalamus-hypofysenanslutning 20,21 och distinkta gonadotrope celler22, som ibland är praktiska för att klargöra regleringsmekanismer. På grund av deras mottaglighet för både laboratorie- och fältexperiment erbjuder teleoster dessutom många fördelar jämfört med andra organismer. De är relativt billiga att köpa och underhålla23,24. I synnerhet är små teleostmodeller som zebrafisk (Danio rerio) och den japanska medaka (Oryzias latipes), arter med mycket hög fecunditet och en relativt kort livscykel som möjliggör snabb analys av genfunktion ochsjukdomsmekanismer 23, vilket ger ännu större fördelar när det gäller att ta itu med en mängd biologiska och fysiologiska frågor, med tanke på de många välutvecklade protokoll och genetiska verktygslåda som finns tillgängliga för dessa arter25.

I många studier har avlägsnandet av gonad (gonadectomy) tillsammans med blodprovtagningstekniker använts som en metod för att undersöka många fysiologiska frågor, inklusive dess inverkan på ryggradsdjur reproduktiv fysiologi hos däggdjur26,27,28,fåglar29 och amfibier30. Även om gonadectomy effekten på reproduktiv fysiologi kan alternativt efterliknas av kön steroid antagonister, såsom tamoxifen och klonifen, effekten av drogerna verkar vara inkonsekvent på grund av bimodala effekter31,32. Kronisk exponering för en sex steroid antagonist kan leda till äggstockscancer utvidgningen33,34, som kan inaktivera observation av dess effekter för långsiktiga ändamål på grund av en ohälsosam fenotyp. Dessutom, Det är omöjligt att utföra ett återhämtningsexperiment efter sex steroid antagonist behandling, att motivera den specifika effekten av vissa kön steroider. Tillsammans med dessa ovannämnda punkter, andra kompromisser av kön steroid antagonist användning har granskats utförligt31,32. Därför, gonadectomy fortfarande visas idag som en kraftfull teknik för att undersöka rollen av kön steroider.

Medan gonadectomy och blodprovstekniker är relativt lätta att utföra i större arter, såsom europeisk havsabborre (Dicentrarchus labrax)35, bluehead wrasse (Thalassoma bifasciatum)36, dogfish (Scyliorhinus canicula)37 och havskatt (Heteropneustes fossilis och Clarias bathracus)38,39, de väcker utmaningar när de appliceras i små fiskar som medka. Till exempel är användningen av Fish Anesthesia Delivery System (FADS)40 mindre genomförbar och verkar vara benägen för överdriven fysisk skada för små fiskar. Dessutom är ett gonadectomy förfarande som vanligtvis används för större fisk40 inte lämplig för små fiskar som kräver hög precision för att undvika överdriven skada. Slutligen är blodprov utmanande på grund av den begränsade tillgången till blodkärl och den lilla mängden blod hos dessa djur. Därför är ett tydligt protokoll som visar varje steg av gonadectomy och blodprov i en liten teleost av betydelse.

Detta protokoll visar steg-för-steg förfarandena av gonadectomy följt av blodprov i japanska medaka, en liten sötvatten fisk infödda till Östasien. Japanska medaka har ett sekvenserat genom, flera molekylära och genetiska verktygtillgängliga 25, och ett genetiskt könsbestämningssystem som möjliggör undersökning av sexuella skillnader före sekundära sexuella egenskaper eller gonads är välutvecklade41. Intressant nog har japansk medaka smälta gonads som strider mot många andra teleostarter42. Dessa två tekniker tillsammans tar bara 8 minuter totalt och kommer att slutföra listan över videoprotokoll som redan finns för denna art som inkluderade märkning avblodkärl 43, patchklämma på hypofysenavsnitt 44 och hjärnneuroner45, och primär cellkultur46. Dessa tekniker kommer att göra det möjligt för forskarsamhället att undersöka och bättre förstå könssteroidernas roller i feedbackmekanismer samt hjärnan och hypofysplastik i framtiden.

Protocol

Alla försök och djurhantering genomfördes i enlighet med rekommendationerna om försöksdjurs välbefinnande vid Norges universitet. Försök med gonadektomi godkändes av Den norska myndigheten för livsmedelssäkerhet (FOTS ID 24305). OBS: Experimenten utfördes med vuxna manliga och kvinnliga (6-7 månader gamla, vikt ca 0,35 g, längd ca 2,7 cm) japanska medaka. Könet bestämdes genom att skilja de sekundära sexuella egenskaperna, såsom storleken och formen på dorsal och analfena, s…

Representative Results

Detta protokoll beskriver varje steg för att utföra gonadectomy och blodprov i en liten storlek modell teleost, den japanska medaka. Överlevnadsgraden för fisken efter ovariectomy (OVX) hos kvinnor är 100% (10 av 10 fiskar) medan 94% (17 av 18 fiskar) av hanarna överlevde efter orkidéektomi. Under tiden, efter blodprovet utfördes, överlevde alla (38 fiskar) fiskar. Sham-operated honor visar oviposition (<strong class="x…

Discussion

Som rapporterats i tidigare litteratur, gonadectomy och blodprov har länge använts i andra modellarter för att undersöka frågor relaterade till rollen av kön steroider i reglering av BPG axeln. Dessa tekniker verkar dock vara mottagliga endast för större djur. Med tanke på den lilla storleken på den vanliga teleostmodellen, japansk medaka, tillhandahåller vi ett detaljerat protokoll för gonadectomy och blodprov som är genomförbart för denna art.

Det faktum att överlevnadsgraden…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författarna tackar Lourdes Carreon G Tan för hennes hjälp i fiskhållningen. Detta arbete finansierades av NMBU, Grants-in-Aid från Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (Anslagsnummer 18H04881 och 18K19323) och bidrag till grundläggande vetenskapliga forskningsprojekt från Sumitomo Foundation till S.K.

Materials

Glass capilary GD1 Glass Capillary with Filament GD-1; Narishige
Heparin sodium salt H4784-1G Sigma-aldrich
Needle puller P97 Flaming/Brown Micropipette puller Model P-97; Sutter Instrument
Nylon thread N45VL Polyamide suture, 0.2 metric; Crownjun
Plastic tube T9661 Eppendorf Safe-lock microcentifuge tube 1.5 ml, Sigma-aldrich
Razor blade Astra Superior Platinum Double Edge Razor Blades Green, salonwholesale.com
Silicone capillary a16090800ux0403 Uxcell Silicone Tube 1 mm ID x 2 mm OD, amazon.com 
Tricaine WXBC9102V Aldrich chemistry

References

  1. Weltzien, F. -. A., Andersson, E., Andersen, &. #. 2. 1. 6. ;., Shalchian-Tabrizi, K., Norberg, B. The brain-pituitary-gonad axis in male teleosts, with special emphasis on flatfish (Pleuronectiformes). Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 137 (3), 447-477 (2004).
  2. Yaron, Z., Levavi-Sivan, B., Farrell, A. P. . Encyclopedia of Fish Physiology. 2, 1500-1508 (2011).
  3. Goldman, B. D. The circadian timing system and reproduction in mammals. Steroids. 64 (9), 679-685 (1999).
  4. Taranger, G. L., et al. Control of puberty in farmed fish. General and Comparative Endocrinology. 165 (3), 483-515 (2010).
  5. Messinis, I. E. Ovarian feedback, mechanism of action and possible clinical implications. Human Reproduction Update. 12 (5), 557-571 (2006).
  6. Diotel, N., et al. The brain of teleost fish, a source, and a target of sexual steroids. Frontiers in Neuroscience. 5, 137 (2011).
  7. Diotel, N., et al. Steroid Transport, Local Synthesis, and Signaling within the Brain: Roles in Neurogenesis, Neuroprotection, and Sexual Behaviors. Frontiers in Neuroscience. 12, 84 (2018).
  8. Larson, T. A. Sex Steroids, Adult Neurogenesis, and Inflammation in CNS Homeostasis, Degeneration, and Repair. Frontiers in Endocrinology. 9, 205 (2018).
  9. Fontaine, R., et al. Gonadotrope plasticity at cellular, population and structural levels: A comparison between fishes and mammals. General and Comparative Endocrinology. 287, 113344 (2020).
  10. Fontaine, R., Royan, M. R., von Krogh, K., Weltzien, F. -. A., Baker, D. M. Direct and indirect effects of sex steroids on gonadotrope cell plasticity in the teleost fish pituitary. Frontiers in Endocrinology. , (2020).
  11. Kanda, S. Evolution of the regulatory mechanisms for the hypothalamic-pituitary-gonadal axis in vertebrates-hypothesis from a comparative view. General and Comparative Endocrinology. 284, 113075 (2019).
  12. Schreck, C. B. Stress and fish reproduction: The roles of allostasis and hormesis. General and Comparative Endocrinology. 165 (3), 549-556 (2010).
  13. Wendelaar Bonga, S. E. The stress response in fish. Physiological Reviews. 77 (3), 591-625 (1997).
  14. Mommsen, T. P. Paradigms of growth in fish. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 129 (2), 207-219 (2001).
  15. Won, E., Borski, R. Endocrine Regulation of Compensatory Growth in Fish. Front. Endocrinol. 4, 74 (2013).
  16. MacKenzie, D. S., VanPutte, C. M., Leiner, K. A. Nutrient regulation of endocrine function in fish. Aquaculture. 161 (1), 3-25 (1998).
  17. Rønnestad, I., Thorsen, A., Finn, R. N. Fish larval nutrition: a review of recent advances in the roles of amino acids. Aquaculture. 177 (1), 201-216 (1999).
  18. Borg, B. Androgens in teleost fishes. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Pharmacology, Toxicology and Endocrinology. 109 (3), 219-245 (1994).
  19. Rege, J., et al. Circulating 11-oxygenated androgens across species. The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 190, 242-249 (2019).
  20. Blázquez, M., Bosma, P. T., Fraser, E. J., Van Look, K. J. W., Trudeau, V. L. Fish as models for the neuroendocrine regulation of reproduction and growth. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Pharmacology, Toxicology and Endocrinology. 119 (3), 345-364 (1998).
  21. Zambrano, D. Innervation of the teleost pituitary. General and Comparative Endocrinology. 3, 22-31 (1972).
  22. Weltzien, F. -. A., Hildahl, J., Hodne, K., Okubo, K., Haug, T. M. Embryonic development of gonadotrope cells and gonadotropic hormones – Lessons from model fish. Molecular and Cellular Endocrinology. 385 (1), 18-27 (2014).
  23. Harris, M. P., Henke, K., Hawkins, M. B., Witten, P. E. Fish is Fish: the use of experimental model species to reveal causes of skeletal diversity in evolution and disease. Journal of applied ichthyology. 30 (4), 616-629 (2014).
  24. Powers, D. Fish as model systems. Science. 246 (4928), 352-358 (1989).
  25. Naruse, K., Naruse, K., Tanaka, M., Takeda, H. . Medaka: A Model for Organogenesis, Human Disease, and Evolution. , 19-37 (2011).
  26. Green, P. G., et al. Sex Steroid Regulation of the Inflammatory Response: Sympathoadrenal Dependence in the Female Rat. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 4082-4089 (1999).
  27. Pakarinen, P., Huhtaniemi, I. Gonadal and sex steroid feedback regulation of gonadotrophin mRNA levels and secretion in neonatal male and female rats. Journal of Molecular Endocrinology. 3 (2), 139 (1989).
  28. Purves-Tyson, T. D., et al. Testosterone regulation of sex steroid-related mRNAs and dopamine-related mRNAs in adolescent male rat substantia nigra. BMC Neuroscience. 13 (1), 95 (2012).
  29. Adkins-Regan, E., Ascenzi, M. Sexual differentiation of behavior in the zebra finch: Effect of early gonadectomy or androgen treatment. Hormones and Behavior. 24 (1), 114-127 (1990).
  30. McCreery, B. R., Licht, P. Effects of gonadectomy and sex steroids on pituitary gonadotrophin release and response to gonadotrophin-releasing hormone (GnRH) agonist in the bullfrog, Rana catesbeiana. General and Comparative Endocrinology. 54 (2), 283-296 (1984).
  31. Clark, J. H., Markaverich, B. M. The agonistic-antagonistic properties of clomiphene: a review. Pharmacology & Therapeutics. 15 (3), 467-519 (1981).
  32. Mourits, M. J. E., et al. Tamoxifen treatment and gynecologic side effects: a review. Obstetrics & Gynecology. 97 (5), 855-866 (2001).
  33. Wallach, E., Huppert, L. C. Induction of Ovulation with Clomiphene Citrate. Fertility and Sterility. 31 (1), 1-8 (1979).
  34. Moradi, B., Kazemi, M. A., Rahamni, M., Gity, M. Ovarian hyperstimulation syndrome followed by ovarian torsion in premenopausal patient using adjuvant tamoxifen treatment for breast cancer. Asian Pacific Journal of Reproduction. 5 (5), 442-444 (2016).
  35. Alvarado, M. V., et al. Actions of sex steroids on kisspeptin expression and other reproduction-related genes in the brain of the teleost fish European sea bass. The Journal of Experimental Biology. 219 (21), 3353-3365 (2016).
  36. Godwin, J., Crews, D., Warner, R. R. Behavioural sex change in the absence of gonads in a coral reef fish. Proceedings of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 263 (1377), 1683-1688 (1996).
  37. Jenkins, N., Dodd, J. M. Effects of ovariectomy of the dogfish Scyliorhinus canicula L. on circulating levels of androgen and oestradiol and on pituitary gonadotrophin content. Journal of Fish Biology. 21 (3), 297-303 (1982).
  38. Manickam, P., Joy, K. P. Changes in hypothalamic catecholamine levels in relation to season, ovariectomy and 17β-estradiol replacement in the catfish, Clarias batrachus (L.). General and Comparative Endocrinology. 80 (2), 167-174 (1990).
  39. Senthilkumaran, B., Joy, K. P. Effects of ovariectomy and oestradiol replacement on hypothalamic serotonergic and monoamine oxidase activity in the catfish, Heteropneustes fossilis: a study correlating plasma oestradiol and gonadotrophin levels. Journal of Endocrinology. 142 (2), 193-203 (1994).
  40. Sladky, K. K., Clarke, E. O. Fish Surgery: Presurgical Preparation and Common Surgical Procedures. Veterinary Clinics of North America: Exotic Animal Practice. 19 (1), 55-76 (2016).
  41. Hori, H., Naruse, K., Tanaka, M., Takeda, H. . Medaka: A Model for Organogenesis, Human Disease, and Evolution. , 1-16 (2011).
  42. Murata, K., Kinoshita, M., Naruse, K., Tanaka, M., Kamei, Y., Murata, K., et al. . Medaka: Biology, Management, and Experimental Protocols. 2, 49-95 (2019).
  43. Fontaine, R., Weltzien, F. -. A. Labeling of Blood Vessels in the Teleost Brain and Pituitary Using Cardiac Perfusion with a DiI-fixative. Journal of Visualized Experiments. (148), e59768 (2019).
  44. Fontaine, R., Hodne, K., Weltzien, F. -. A. Healthy Brain-pituitary Slices for Electrophysiological Investigations of Pituitary Cells in Teleost Fish. Journal of Visualized Experiments. (138), e57790 (2018).
  45. Zhao, Y., Wayne, N. L. Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish. Journal of Visualized Experiments. (74), e50312 (2013).
  46. Ager-Wick, E., et al. Preparation of a High-quality Primary Cell Culture from Fish Pituitaries. Journal of Visualized Experiments. (138), e58159 (2018).
  47. Wittbrodt, J., Shima, A., Schartl, M. Medaka – model organism from the far east. Nature Reviews Genetics. 3 (1), 53-64 (2002).
  48. Kayo, D., Oka, Y., Kanda, S. Examination of methods for manipulating serum 17β-Estradiol (E2) levels by analysis of blood E2 concentration in medaka (Oryzias latipes). General and Comparative Endocrinology. 285, 113272 (2020).
  49. Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E., Kinkel, M. D. Blood sugar measurement in zebrafish reveals dynamics of glucose homeostasis. Zebrafish. 7 (2), 205-213 (2010).
  50. Velasco-Santamaría, Y. M., Korsgaard, B., Madsen, S. S., Bjerregaard, P. Bezafibrate, a lipid-lowering pharmaceutical, as a potential endocrine disruptor in male zebrafish (Danio rerio). Aquatic Toxicology. 105 (1-2), 107-118 (2011).
  51. Jagadeeswaran, P., Sheehan, J. P., Craig, F. E., Troyer, D. Identification and characterization of zebrafish thrombocytes. British Journal of Haematology. 107 (4), 731-738 (1999).
  52. Zang, L., Shimada, Y., Nishimura, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. Repeated Blood Collection for Blood Tests in Adult Zebrafish. Journal of Visualized Experiments. (102), e53272 (2015).
  53. Taves, M. D., et al. Steroid concentrations in plasma, whole blood and brain: effects of saline perfusion to remove blood contamination from brain. PloS one. 5 (12), 15727 (2010).
  54. Holtkamp, H. C., Verhoef, N. J., Leijnse, B. The difference between the glucose concentrations in plasma and whole blood. Clinica Chimica Acta. 59 (1), 41-49 (1975).
  55. Kanda, S., et al. Identification of KiSS-1 Product Kisspeptin and Steroid-Sensitive Sexually Dimorphic Kisspeptin Neurons in Medaka (Oryzias latipes). Endocrinology. 149 (5), 2467-2476 (2008).
  56. Kanda, S., Karigo, T., Oka, Y. Steroid Sensitive kiss2 Neurones in the Goldfish: Evolutionary Insights into the Duplicate Kisspeptin Gene-Expressing Neurones. Journal of Neuroendocrinology. 24 (6), 897-906 (2012).
  57. Mitani, Y., Kanda, S., Akazome, Y., Zempo, B., Oka, Y. Hypothalamic Kiss1 but Not Kiss2 Neurons Are Involved in Estrogen Feedback in Medaka (Oryzias latipes). Endocrinology. 151 (4), 1751-1759 (2010).
  58. Kayo, D., Zempo, B., Tomihara, S., Oka, Y., Kanda, S. Gene knockout analysis reveals essentiality of estrogen receptor β1 (Esr2a) for female reproduction in medaka. Scientific Reports. 9 (1), 8868 (2019).
  59. Fontaine, R., Ager-Wick, E., Hodne, K., Weltzien, F. -. A. Plasticity in medaka gonadotropes via cell proliferation and phenotypic conversion. Journal of Endocrinology. 245 (1), 21 (2020).
  60. Fontaine, R., Ager-Wick, E., Hodne, K., Weltzien, F. -. A. Plasticity of Lh cells caused by cell proliferation and recruitment of existing cells. Journal of Endocrinology. 240 (2), 361 (2019).
  61. Hasebe, M., Kanda, S., Oka, Y. Female-Specific Glucose Sensitivity of GnRH1 Neurons Leads to Sexually Dimorphic Inhibition of Reproduction in Medaka. Endocrinology. 157 (11), 4318-4329 (2016).
check_url/62006?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Royan, M. R., Kanda, S., Kayo, D., Song, W., Ge, W., Weltzien, F., Fontaine, R. Gonadectomy and Blood Sampling Procedures in the Small Size Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes). J. Vis. Exp. (166), e62006, doi:10.3791/62006 (2020).

View Video