압력 볼륨 루프 분석에 의해 결정된 β 부전 자극에 대한 심장 반응
Summary
여기에서 우리는 마우스에 있는 본질적인 심장 기능 및 β 부전 예비를 결정하기 위하여 정맥 내 주입된 isoproterenol의 증가 복용량에서 심장 압력 볼륨 루프 분석을 기술합니다. 우리는 압력 볼륨 루프 측정을 위해 수정 된 오픈 가슴 접근 방식을 사용하며, 여기에는 양극 기만 압력이있는 환기가 포함됩니다.
Abstract
심장 기능의 결정은 심장에 특정 치료의 효과를 특성화하기 위해 심혈관 질환의 동물 모델에서 강력한 엔드포인트 분석이다. 유전 조작의 타당성 때문에 마우스는 심장 기능을 공부하고 새로운 잠재적인 치료 표적을 찾아서 가장 일반적인 포유류 동물 모형이 되었습니다. 여기서 우리는 기저 조건 동안 및 이소프로테레놀의 증가 농도의 정맥 주입에 의하여 β 부전 자극 의 밑에 압력 볼륨 루프 측정 및 분석을 사용하여 생체 내 심장 기능을 결정하는 프로토콜을 기술합니다. 우리는 개방 된 가슴 측정 중에 부정적인 영향을 개량하기 위한 긍정적 인 종기 기류 압력을 고려하여 환기 지원, 절차 중 통증으로 인한 통제 할 수없는 심근 스트레스를 피하기 위한 강력한 진통제 (Buprenorphine)를 포함한 정제 된 프로토콜을 제공합니다. 가능한 함정에 대한 절차및 논의에 대한 상세한 설명은 고도로 표준화되고 재현 가능한 압력 볼륨 루프 분석을 가능하게 하여 가능한 방법론적 편견을 방지하여 실험 집단에서 동물의 배제를 감소시킵니다.
Introduction
심혈관 질환은 일반적으로 심장 기능에 영향을 미칩니다. 이 문제는 동물 성 질병 모델에서 생체 내 상세한 심장 기능을 평가하는 데 중요성을 지적합니다. 동물 실험은 3Rs(3R) 안내 원리(감소/정제/교체)의 프레임으로 둘러싸여 있습니다. 현재 발달 수준에서 전신 반응(즉, 심혈관 질환)과 관련된 복잡한 병리를 이해하는 경우, 주요 옵션은 사용 가능한 방법을 구체화하는 것이다. 정제는 또한 분석 및 결론의 힘을 향상 감소 감소로 인해 필요한 동물 수의 감소로 이어질 것입니다. 또한, 신경신경 자극에 의해 유도된 심장질환의 동물모델과 심장수축 측정을 병행하거나, 예를 들어 변경된 카테콜아민/β-부전 수치1,2,3,4등을모방한 대동맥 밴딩과 같은 압력 과부하에 의해, 전임상 연구를 위한 강력한 방법을 제공한다. 카테터 기반 방법은 심장수축도 5의심층 평가를 위해 가장 널리 사용되는 접근법으로 남아 있음을 고려하여, 우리는 이접근법의특정 파라미터의 평가를 포함하여 이전 경험을 기반으로 β-adrenergic 자극 동안 마우스에서 생체 내 심장 기능의 정제된 측정을 소개하는 것을 목표로 하고있다. 7.
이미징 또는 카테터 기반 기술을 포함하는 심장 혈역학 적 매개 변수 접근 방식을 결정하기 위해 사용할 수 있습니다. 두 옵션 모두 각각의 과학적 질문에 대해 신중하게 고려해야 할 장점과 단점을 동반합니다. 이미징 접근법은 에코카피그래피 및 자기 공명 영상(MRI)을 포함합니다. 둘 다 마우스에서 성공적으로 사용되었습니다. 심초음파 측정은 마우스의 높은 심박수에 필요한 고속 프로브에서 높은 초기 비용을 포함; 비교적 간단한 비침습적 접근 방식이지만 이상적으로 심장 구조를 인식하고 시각화하는 데 이상적으로 경험해야 하는 운전자들 사이에서는 변이합니다. 또한 압력 측정을 직접 수행할 수 없으며 크기 크기와 유량 측정의 조합으로 계산을 얻을 수 있습니다. 한편, 질병 진행 시, 예를 들어, 동일한 동물 및 심장 기능에서 여러 측정을 수행할 수 있다는 장점이 있다. 부피 측정과 관련하여, MRI는 금 표준 절차이지만, 에코카디그래피와 유사하게, 직접 압력 측정이 불가능하고 프리로드 종속 파라미터만8을얻을 수 있다. 제한 요인은 가용성, 분석 노력 및 운영 비용도 있습니다. 여기서 카테터 기반 방법은 심장 내 압력의 직접적인 모니터링과 사전 로드 모집 스트로크 작업(PRSW)9와같은 부하 독립적 수축 파라미터의 결정을 추가로 허용하는 좋은 대안이다. 그러나 압력 전도도 카테터(전도도 측정을 통해)에 의해 측정된 심실 부피는 MRI의 것보다 작지만 그룹 차이는 동일한범위(10)에서유지된다. 신뢰할 수 있는 볼륨 값을 결정하기 위해서는 해당 교정이 필요하며 이는 PVL 측정 중에 중요한 단계입니다. 상기 고독식식염수의 볼루스 주입 시 심근의 병렬 전도도에 대한 생체 내 분석과 부피 보정 된 큐벳(부피로전도의 변환)에서 혈액 전도도의 전생체측정을 결합한다11,12. 그 외에도, 심실 내부의 카테터의 위치와 심실의 세로 축을 따라 전극의 올바른 방향은 그들에 의해 생성 된 주변 전기 장의 검출 능력에 매우 중요합니다. 여전히 마우스 심장의 크기가 감소하면 카테터의 정맥 내 방향의 변화에 의해 생성 된 유물을 피할 수 있으며, 심지어 확장 된 심실5,10에서도유물은 β 인내 자극6,13에서진화 할 수 있습니다. 전도방법 추가로 착적단계의 개발이 나타났지만, 여기서 볼륨값은오히려 과대평가된다 14,15.
마우스는 심장 혈관 연구와 β 가장 중요한 전임상 모델 중 하나이기 때문에–심장의 부전 예비는 심장 생리학 및 병리학에 대한 핵심 적인 관심사이므로, 여기서 우리는 β-adrenergic 자극 중 PVL 측정에 의해 마우스에서 생체 내 심장 기능을 결정하는 정제 된 프로토콜을 제시합니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
여기서, 우리는 증가하는 β-아드레너기자극하에서 마우스에서 생체 내 심장 기능을 분석하는 프로토콜을 제공한다. 절차는 유전자 변형 마우스 또는 내정간섭시 심장 기능 및 부력 예비군 (예를 들면, 이노트로피 및 크로노트로피)의 기준선 매개 변수를 모두 해결하는 데 사용할 수 있습니다. 심장 기능을 결정하는 다른 수단과 비교하여 압력 볼륨 루프(PVL) 측정의 가장 두드러진 장점은 본질적이…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
우리는 마누엘라 리잘, 한스-피터 겐셰이머, 크리스틴 리히터, 그리고 하이델베르크 대학의 인터파쿨테르 바이오메디치니슈 포르충세인리치(IBF) 팀에 감사드립니다.
이 작품은 DZHK (독일 심장 혈관 연구 센터), BMBF (독일 교육 및 연구부), 바덴 뷔르템베르크 연방 국가 혁신 재단 및 도이치 포르스충스게마인샤프트 (DFG, 독일 연구 재단) 프로젝트 ID 239283807 – TRR 152, FOR 2289 및 공동 연구 센터 (SFB) 118에 의해 지원되었다.
Materials
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
References
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology – stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings – IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
