Hjärtsvar på β-adrenerisk stimulering bestäms av analys av tryckvolymslinga
Summary
Här beskriver vi en hjärttryck-volym loop analys under ökande doser av intravenöst infunderad isoproterenol för att bestämma den inneboende hjärtfunktionen och β-adrenergic reserven hos möss. Vi använder en modifierad öppen bröstmetod för mätningarna av tryckvolymslinga, där vi inkluderar ventilation med positivt ändutningstryck.
Abstract
Bestämning av hjärtfunktionen är en robust endpointanalys i djurmodeller av hjärt-kärlsjukdomar för att karakterisera effekter av specifika behandlingar på hjärtat. På grund av genomförbarheten av genetiska manipuleringar har musen blivit den vanligaste däggdjursdjurmodellen för att studera hjärtfunktionen och söka efter nya potentiella terapeutiska mål. Här beskriver vi ett protokoll för att bestämma hjärt funktion in vivo med hjälp av tryck-volym loop mätningar och analys under basala förhållanden och under β-adrenergic stimulering genom intravenös infusion av ökande koncentrationer av isoproterenol. Vi tillhandahåller ett raffinerat protokoll inklusive ventilation stöd med hänsyn till positiva slutet-expiratory tryck att lindra negativa effekter under öppna bröstet mätningar, och potent analgesi (Buprenorfin) för att undvika okontrollerbar hjärtmuskel stress framkallas av smärta under förfarandet. Sammantaget möjliggör den detaljerade beskrivningen av förfarandet och diskussionen om möjliga fallgropar en mycket standardiserad och reproducerbar analys av tryckvolymslingan, vilket minskar uteslutningen av djur från den experimentella kohorten genom att förhindra eventuell metodologisk partiskhet.
Introduction
Hjärt-kärlsjukdomar påverkar vanligtvis hjärtfunktionen. Denna fråga påpekar vikten av att bedöma in vivo detaljerad hjärtfunktion i djursjukdomsmodeller. Djurförsök omges av en ram av de tre Rs (3R) vägledande principerna (Reduce/Refine/Replace). Vid förståelse av komplexa patologier som involverar systemiska svar (dvs. hjärt-kärlsjukdomar) på nuvarande utvecklingsnivå är huvudalternativet att förfina de tillgängliga metoderna. Raffinering kommer också att leda till en minskning av det önskade antalet djur på grund av mindre variabilitet, vilket förbättrar analysens och slutsatsernas kraft. Dessutom ger kombinationen av hjärtkontraktilitetsmätningar med djurmodeller av hjärtsjukdomar, inklusive de som induceras av neurohumoralstimulering eller genom trycköverbelastning som aortabanding, som efterliknar till exempel förändrad katekolamin/ β-adrenerga nivåer1,2,3,4, en kraftfull metod för prekliniska studier. Med tanke på att den kateterbaserade metoden fortfarande är den mest använda metoden för djup bedömning av hjärtkontraktilitet5,syftade vi här till att presentera en förfinad mätning av in vivo-hjärtfunktionen hos möss genom mätningar av tryckvolymslinga (PVL) under β-adrenenergisk stimulering baserat på tidigare erfarenhet, inklusive utvärdering av specifika parametrar för detta tillvägagångssätt6, 7.
För att bestämma hjärthemodynamiska parametrar finns metoder som inkluderar avbildning eller kateterbaserade tekniker tillgängliga. Båda alternativen åtföljs av fördelar och nackdelar som noggrant måste övervägas för respektive vetenskaplig fråga. Avbildningsmetoder inkluderar ekokardiografi och magnetisk resonanstomografi (MRI); båda har framgångsrikt använts på möss. Ekokardiografiska mätningar innebär höga initiala kostnader från en höghastighetssond som krävs för mössens höga hjärtfrekvens. det är ett relativt enkelt icke-invasivt tillvägagångssätt, men det är variabelt bland operatörer som helst bör uppleva att känna igen och visualisera hjärtstrukturer. Dessutom kan inga tryckmätningar utföras direkt och beräkningar erhålls från en kombination av storleksstorlek och flödesmätningar. Å andra sidan har det fördelen att flera mätningar kan utföras på samma djur och hjärtfunktionen kan övervakas till exempel under sjukdomsprogression. När det gäller volymmätningen är MRI guldstandardproceduren, men i likhet med ekokardiografi är inga direkta tryckmätningar möjliga och endast förinstallerade beroende parametrar kan erhållas8. Begränsande faktorer är också tillgänglighet, analysansträngning och driftskostnader. Här är kateterbaserade metoder för att mäta hjärtfunktion ett bra alternativ som dessutom möjliggör direkt övervakning av intrakarkariactryck och bestämning av belastningsoberoende kontraktilitetsparametrar som preload rekryterbart strokearbete (PRSW)9. Ventrikulära volymer som mäts med en tryckledningskateter (genom konduktivitetsbestämning) är dock mindre än de från MRI men gruppskillnaderna bibehålls i samma intervall10. För att bestämma tillförlitliga volymvärden krävs motsvarande kalibrering, vilket är ett kritiskt steg under PVL-mätningarna. Den kombinerar ex vivo-mätningar av blodledningsförmågan i volymkalibrerade cuvetter (omvandling av konduktivitet till volym) med in vivo-analysen för myokardiets parallella ledningsförmåga under bolusinjektionen av hyperton saltlösning11,12. Utöver detta är placeringen av katetern inuti ventrikeln och elektrodernas korrekta orientering längs ventrikelns längsgående axel avgörande för detektionskapaciteten hos det omgivande elektriska fältet som produceras av dem. Fortfarande med mushjärtats minskade storlek är det möjligt att undvika artefakter som produceras av förändringar i kateterns intraventrikulära orientering, även i dilaterade ventriklar5,10, men artefakter kan utvecklas under β-adrenerga stimulering6,13. Utöver konduktiveringsmetoderna tycktes utvecklingen av tillträdesbaserad metod undvika kalibreringsstegen, men här överskattas volymvärdena ganska14,15.
Eftersom musen är en av de viktigaste prekliniska modellerna inom kardiovaskulär forskning och β–adrenergisk reserv av hjärtat är av centralt intresse för hjärtfysiologi och patologi, presenterar vi här ett raffinerat protokoll för att bestämma in vivo hjärtfunktion hos möss genom PVL-mätningar under β-adrenenergisk stimulering.
Protocol
Representative Results
Discussion
Här tillhandahåller vi ett protokoll för att analysera in vivo hjärtfunktionen hos möss under ökande β-adrenerga stimulering. Förfarandet kan användas för att ta itu med båda baslinjeparametrarna för hjärtfunktionen och den adrenergiska reserven (t.ex. inotropi och kronotropi) hos genetiskt modifierade möss eller vid interventioner. Den mest framträdande fördelen med mätningar av tryckvolymslinga (PVL) jämfört med andra sätt att bestämma hjärtfunktionen är analysen av inneboende, belastningsoberoen…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi är tacksamma mot Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter och teamet från Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) från Heidelbergs universitet för teknisk hjälp.
Detta arbete stöddes av DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), BMBF (tyska ministeriet för utbildning och forskning), en Baden-Württemberg federal state Innovation fonds och Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, German Research Foundation) Project-ID 239283807 – TRR 152, FOR 2289 och Collaborative Research Center (SFB) 1118.
Materials
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
References
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology – stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings – IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
