Summary

使用扩张显微镜对波多细胞蛋白尼腓林、阿克汀和波多辛的成像

Published: April 23, 2021
doi:

Summary

所介绍的方法使荧光标记的细胞蛋白具有扩展显微镜的可视化,从而在传统显微镜上实现 70 nm 的分辨率。

Abstract

由球状内皮、球状地下膜和卵石细胞组成的球状过滤器的破坏导致白蛋白尿。多细胞足部过程包含与细胞细胞适配器蛋白(如波多辛)结合的活性素束。这些适配蛋白,如波多辛,将球状狭缝隔膜的骨干,如肾素,与细胞链球菌素连接起来。研究这些蛋白质和其他多囊蛋白的本地化和功能对于理解球状过滤器在健康和疾病中的作用至关重要。所呈现的协议使用户能够在传统显微镜上实现超分辨率成像的细胞中的行为素、波多辛和肾上腺素的可视化。首先,细胞被传统的免疫荧光技术所染色。然后,样品中的所有蛋白质都与膨胀的水凝胶共价锚定。通过用蛋白酶K消化,结构蛋白在最后一步被切开,从而允许凝胶的同位素肿胀。在水中透析样品可使样品膨胀4-4.5倍,样品可以通过传统的荧光显微镜进行成像,潜在分辨率为70纳米。

Introduction

白蛋白尿是心血管风险的代孕参数,是球状过滤器1中断的结果。球状过滤器由受精内皮、球状地下室膜和由政治细胞形成的狭缝隔膜组成。主要和次要的足部过程的负细胞包裹在毛细细壁的球状2。足部过程的微妙结构由皮质作用素束保持,皮质作用束也作为多个狭缝隔膜蛋白和其他适配蛋白2的锚。狭缝隔膜的骨干蛋白称为肾素,以同性亲性的方式与对立的 podocyt 的肾素分子相互作用。通过不同的适配器蛋白,肾上腺素与作用细胞球菌2,3有关。肾素编码基因NPHS1的突变导致芬兰4型肾综合征。

肾素的相互作用蛋白之一是波多辛,一种类似发夹的蛋白质的口腔素家族3。波多辛招募肾上腺素脂质筏,并将其链接到行动细胞球菌5。波多辛由NPHS2基因编码。NPHS2中的突变导致类固醇耐肾病综合征6。

为了可视化和共同本地化行为适应蛋白,可以使用免疫荧光技术。不幸的是,光的衍射屏障将传统荧光显微镜的分辨率限制在200-350纳米7。新型显微镜技术,如刺激发射耗竭(STED)8,光激活定位显微镜(PALM)9,随机光学重建显微镜(STORM或dSTORM)或地面状态删除显微镜,然后单个分子返回(GSDIM)9,10,11,使分辨率高达约10纳米。然而,这些超级分辨率技术需要非常昂贵的显微镜,训练有素的人员,因此在许多实验室中是不可用的。

扩展显微镜 (ExM) 是一种新颖而简单的技术,能够使用传统显微镜实现超分辨率成像,并有可能提供给大型研究团体12。在蛋白质保留扩张显微镜(proExM)中,兴趣样本(细胞或组织)是固定的,并沾染了氟磷13。然后,样品中的蛋白质由小分子(6-(丙烯酰)氨基酸、苏奇尼米酰酯、AcX)共同锚定成可膨胀的水凝胶13。通过酶酶K(ProK)的酶消化,蛋白质和氟磷在膨胀13后在凝胶中保持其相对位置。凝胶膨胀后,样品膨胀至4.5倍(体积膨胀90倍),有效横向分辨率约为60-70纳米(300纳米/4.5)。这项技术的修改甚至可以允许10倍的扩展(1000倍体积扩展),使分辨率20-30纳米的传统显微镜14,15,16。

老鼠和人类肾脏的球状结构已经通过ExM17可视化。在本文中,我们提出了一个详细的 ProExM 协议,使用传统的荧光显微镜可视化细胞内 F-actin 和 actin 适配器蛋白 podocin 的超分辨率图像。

Protocol

1. 细胞的分裂和播种 加热无菌杜尔贝科的改良鹰的介质 (DMEM), 包括 10% 胎儿小牛血清 (FCS), 无菌磷酸盐缓冲盐水 (PBS) 和无菌肌氨酸到 37 °C. 激活干净的长凳。 使用无菌钳向每口井添加一个无菌玻璃盖滑(10 毫米),准备一个 6 井板。 将带有 Cos7 细胞的 10 厘米细胞培养盘放在干净的长凳下。在干净的长凳下,使用真空装置吸气细胞的介质。 将焦虑的细胞?…

Representative Results

此 ProExM 协议的概念和时间在图1中进行了描述。在第5天,受感染的细胞被固定并染上荧光抗体,以感兴趣的蛋白质为目标(图1A,B)。在第6天,使用AcX治疗导致所有蛋白质(包括氟磷)(图1A,B)12形成胺组。水凝胶聚合后,这些胺组与水凝胶(第6天)共效结?…

Discussion

提出的方法使研究者能够可视化细胞蛋白,如波多辛、肾上腺素和细胞骨质成分,例如F-actin。在此协议中,变质的 cos7 细胞用作研究狭缝隔膜蛋白与 F-actin 相互作用的模型。不幸的是,不朽的足细胞系不能表达足够的内源性狭缝隔膜蛋白19。

使用这种方法,细胞蛋白可以使用传统的荧光显微镜以纳米尺度分辨率进行可视化。协议中最关键的步骤是:1) 用 Ac…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

作者要感谢布兰卡·杜夫尼亚克和尼古拉·库尔的出色技术援助。

Materials

Acrylamide >99% Sigma-Aldrich A3553-100G
6-((Acryloyl)amino)hexanoic acid, succinimidyl ester, Acryloyl-X, SE invitrogen A-20770 store up to 4 months
APS Sigma-Aldrich A3678-25G
Deckgläser (cover glasses) Engelbrecht K12432 24x32mm #1.0
Diamont cutter VWR 201-0392 for cutting the cover slips
Guanidine HCl Sigma-Aldrich G3272-100G 8M Stock can be kept at RT
Marten hair paintbrush Leon Hardy 3 (770)
"Menzel" Deckgläser (cover glasses) Thermo Fischer  15654786 24x24mm #1.5
N,N`-Methylenbisacrylamide Sigma-Aldrich M7256-25G
Objektträger UniMark Marienfeld 703010
Proteinase K New England Biolabs P8107S
Sodium Acrylate Sigma-Aldrich 408220 check purity 
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich S5761
Staining chamber produced at the university's workshop
TEMED ROTH 2367.1
6-Well glass bottom plates Cellvis P06-1.5H-N
Antibodies
Actin-ExM 546  chrometra non-available 1:40
Anti Podocin produced in rabbit Sigma P-0372-200UL 1:200
Donkey anti guinea-pig CF633 Sigma SAB4600129-50UL 1:200
Goat anti rabbit 488 Life Technologies A11034 1:1000
Guinea pig anti nephrin Origene BP5030 1:100
Software
FIJI
Visiview
microscope
AXIO Observer Z1 Zeiss non-available

References

  1. Matsushita, K., et al. Association of estimated glomerular filtration rate and albuminuria with all-cause and cardiovascular mortality in general population cohorts: a collaborative meta-analysis. Lancet. 375 (9731), 2073-2081 (2010).
  2. Faul, C., Asanuma, K., Yanagida-Asanuma, E., Kim, K., Mundel, P. Actin up: regulation of podocyte structure and function by components of the actin cytoskeleton. Trends in Cell Biology. 17 (9), 428-437 (2007).
  3. Saleem, M. A., et al. Co-localization of nephrin, podocin, and the actin cytoskeleton – Evidence for a role in podocyte foot process formation. American Journal of Pathology. 161 (4), 1459-1466 (2002).
  4. Kestila, M., et al. Positionally cloned gene for a novel glomerular protein – nephrin – is mutated in congenital nephrotic syndrome. Molecular Cell. 1 (4), 575-582 (1998).
  5. Huber, T. B., et al. Podocin-mediated recruitment of nephrin into lipid rafts is required for efficient nephrin signaling. Journal of the American Society of Nephrology. 14, 8 (2003).
  6. Boute, N., et al. NPHS2, encoding the glomerular protein podocin, is mutated in autosomal recessive steroid-resistant nephrotic syndrome. Nature Genetics. 24 (4), 349-354 (2000).
  7. Galbraith, C. G., Galbraith, J. A. Super-resolution microscopy at a glance. Journal of Cell Science. 124 (10), 1607-1611 (2011).
  8. Willig, K. I., Rizzoli, S. O., Westphal, V., Jahn, R., Hell, S. W. STED microscopy reveals that synaptotagmin remains clustered after synaptic vesicle exocytosis. Nature. 440 (7086), 935-939 (2006).
  9. van de Linde, S., et al. Direct stochastic optical reconstruction microscopy with standard fluorescent probes. Nature Protocols. 6 (7), 991-1009 (2011).
  10. Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Nature Methods. 3 (10), 793-795 (2006).
  11. Testa, I., et al. Multicolor fluorescence nanoscopy in fixed and living cells by exciting conventional fluorophores with a single wavelength. Biophysical Journal. 99 (8), 2686-2694 (2010).
  12. Wassie, A. T., Zhao, Y., Boyden, E. S. Expansion microscopy: principles and uses in biological research. Nature Methods. 16 (1), 33-41 (2019).
  13. Tillberg, P. W., et al. Protein-retention expansion microscopy of cells and tissues labeled using standard fluorescent proteins and antibodies. Nature Biotechnology. 34 (9), 987-992 (2016).
  14. Truckenbrodt, S., Sommer, C., Rizzoli, S. O., Danzl, J. G. A practical guide to optimization in X10 expansion microscopy. Nature Protocols. 14 (3), 832-863 (2019).
  15. Truckenbrodt, S., et al. X10 expansion microscopy enables 25-nm resolution on conventional microscopes. Embo Reports. 19 (9), (2018).
  16. Chang, J. B., et al. Iterative expansion microscopy. Nature Methods. 14 (6), 593-599 (2017).
  17. Chozinski, T. J., et al. nanoscale optical imaging of mouse and human kidney via expansion microscopy. Scientific Reports. 8 (1), 10396 (2018).
  18. Richter, K. N., et al. Glyoxal as an alternative fixative to formaldehyde in immunostaining and super-resolution microscopy. The EMBO Journal. 37 (1), 139-159 (2018).
  19. Rinschen, M. M., et al. Quantitative deep mapping of the cultured podocyte proteome uncovers shifts in proteostatic mechanisms during differentiation. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 311 (3), 404-417 (2016).
  20. Asano, S. M., et al. Expansion microscopy: protocols for imaging proteins and RNA in cells and tissues. Current Protocols in Cell Biology. 80 (1), 56 (2018).
  21. Wen, G., et al. Evaluation of direct grafting strategies via trivalent anchoring for enabling lipid membrane and cytoskeleton staining in expansion microscopy. ACS Nano. 14 (7), 7860-7867 (2020).
  22. Chen, F., et al. Nanoscale imaging of RNA with expansion microscopy. Nature Methods. 13 (8), 679-684 (2016).
  23. Gambarotto, D., et al. Imaging cellular ultrastructures using expansion microscopy (U-ExM). Nature Methods. 16 (1), 71-74 (2019).
  24. Zhao, Y., et al. Nanoscale imaging of clinical specimens using pathology-optimized expansion microscopy. Nature Biotechnology. 35 (8), 757-764 (2017).
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Cite This Article
Königshausen, E., Schmitz, C. T., Rump, L. C., Sellin, L. Imaging of Podocytic Proteins Nephrin, Actin, and Podocin with Expansion Microscopy. J. Vis. Exp. (170), e62079, doi:10.3791/62079 (2021).

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