JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Een op platen gebaseerde test voor de meting van endogene monoamineafgifte in acute hersenplakken

Published: August 11, 2021
doi:
10.3791/62127
, , ,
1Department of Medicine, School of Medicine,Universidad de Atacama, 2Department of Molecular, Cellular, and Biomedical Sciences,City University of New York School of Medicine at City College, 3Department of Pharmacology and Therapeutics,University of Florida College of Medicine

Summary

Deze methode introduceert een eenvoudige techniek voor de detectie van endogene monoamineafgifte met behulp van acute hersenplakken. De opstelling maakt gebruik van een 48-well plaat met daarin een weefselhouder voor monoamineafgifte. Vrijgegeven monoamine wordt geanalyseerd door HPLC in combinatie met elektrochemische detectie. Bovendien biedt deze techniek een screeningsmethode voor het ontdekken van geneesmiddelen.

Abstract

Monoamine neurotransmitters worden geassocieerd met tal van neurologische en psychiatrische aandoeningen. Diermodellen van dergelijke omstandigheden hebben veranderingen in de afgifte en opnamedynamiek van monoamine-neurotransmitters aangetoond. Technisch complexe methoden zoals elektrofysiologie, Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV), beeldvorming, in vivo microdialyse, optogenetica of gebruik van radioactiviteit zijn vereist om de monoaminefunctie te bestuderen. De hier gepresenteerde methode is een geoptimaliseerde tweestapsbenadering voor het detecteren van monoamineafgifte in acute hersenplakken met behulp van een 48-well plaat met weefselhouders voor het onderzoeken van monoamineafgifte en hoogwaardige vloeistofchromatografie in combinatie met elektrochemische detectie (HPLC-ECD) voor monoamine-afgiftemeting. Kortom, rattenhersensecties met interessante gebieden, waaronder prefrontale cortex, hippocampus en dorsaal striatum, werden verkregen met behulp van een weefselsnijder of vibratome. Deze interessegebieden werden ontleed uit de hele hersenen en geïncubeerd in een zuurstofrijke fysiologische buffer. De levensvatbaarheid werd onderzocht gedurende het experimentele tijdsverloop, door middel van 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-difenyltetrazoliumbromide (MTT) assay. De acuut ontleedde hersengebieden werden geïncubeerd in verschillende medicijnomstandigheden waarvan bekend is dat ze monoamineafgifte induceren via de transporter (amfetamine) of door de activering van exocytotische vesiculaire afgifte (KCl). Na incubatie werden de vrijgekomen producten in het supernatant verzameld en geanalyseerd via een HPLC-ECD-systeem. Hier wordt basale monoamineafgifte gedetecteerd door HPLC uit acute hersenplakken. Deze gegevens ondersteunen eerdere in vivo en in vitro resultaten waaruit blijkt dat AMPH en KCl monoamineafgifte induceren. Deze methode is met name nuttig voor het bestuderen van mechanismen die verband houden met monoaminetransporterafhankelijke afgifte en biedt de mogelijkheid om verbindingen die de afgifte van monoamine beïnvloeden op een snelle en goedkope manier te screenen.

Introduction

Een overvloed aan neurologische en psychiatrische ziekten worden geassocieerd met ontregeling of onvoldoende onderhoud van monoamine neurotransmitter (dopamine [DA], serotonine [5-HT], noradrenaline [NE]) homeostase1,2,3. Deze aandoeningen omvatten, maar zijn niet beperkt tot, depressie1,2, schizofrenie2, angst2, verslaving4, menopauze5,6,7, pijn8 en de ziekte van Parkinson3. Verschillende rattenmodellen van de menopauze hebben bijvoorbeeld aangetoond dat de ontregeling of vermindering van monoaminen in de hippocampus, prefrontale cortex en striatum kan worden geassocieerd met zowel depressie als cognitieve achteruitgang, wat wordt gezien bij vrouwen die de menopauze ervaren. De ontregeling van monoaminen in deze modellen is uitgebreid onderzocht met behulp van HPLC-ECD, hoewel de studies geen onderscheid maakten tussen gemeten neurotransmittergehalte versus neurotransmitterafgifte5,6,7. Monoaminen worden klassiek vrijgegeven in de extracellulaire ruimte via Ca2 +-afhankelijke vesiculaire afgifte9, en worden gerecycled via hun respectieve plasmamembraanheropnamesysteem (dopaminetransporter, DAT; serotoninetransporter, SERT; noradrenalinetransporter, NET)10,11. Omgekeerd suggereren gegevens dat deze transporters monoaminen kunnen vrijgeven of effluxeren, aangezien van misbruikmiddelen zoals amfetamine (AMPH) en 3,4-methyleendioxymethamfetamine (MDMA) bekend is dat ze DA en 5-HT vrijgeven, respectievelijk via hun transportersystemen12,13,14,15,16,17 . Een goed mechanistisch begrip van de dynamiek van monoamineafgifte is dus cruciaal voor het ontwikkelen van specifieke en gerichte farmacotherapieën.

Een breed scala aan technieken is gebruikt om monoamineafgifte te bestuderen, zoals Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV)18, in vivo microdialyse13, imaging19, pre-integratie met radioactief gelabelde monoaminen20, optogenetica en meer recent, genetisch gecodeerde fluorescerende sensoren en fotometrie21,22 . FSCV en in vivo microdialyse zijn de primaire technieken die worden gebruikt voor het bestuderen van de afgifte van monoamine. FSCV wordt gebruikt om de gestimuleerde exocytotische afgifte van voornamelijk DA in acute hersenschijfjes en in vivo23 te bestuderen. Omdat FSCV elektroden gebruikt om afgifte te stimuleren of op te roepen, is de primaire bron van afgifte van neurotransmitters Ca2 + -afhankelijke vesiculaire afgifte18,24,25,26,27,28,29,30,31 . In vivo microdialyse in combinatie met HPLC meet veranderingen in extracellulaire neurotransmitterniveaus met behulp van een sonde geplaatst in een hersengebied van belang13,32. Net als bij FSCV is een belangrijke beperking van in vivo microdialyse de moeilijkheid om de bron van neurotransmitterafgifte te bepalen: Ca2 + afhankelijke vesiculaire afgifte of transporterafhankelijk. Opmerkelijk is dat beide methoden de directe meting van monoamineafgifte mogelijk maken. Door de recente vooruitgang van de optogenetica toont onderzoek detectie van 5-HT en DA-afgifte in een korte tijdspanne met prachtige celtype specificiteit21,22. Deze strategieën vereisen echter complexe en kostbare technieken en apparatuur en meten indirect de afgifte van monoamine, met name door monoaminebinding aan receptoren. Verder worden radioactief gelabelde monoaminen ook gebruikt voor het bestuderen van monoaminedynamica. Radioactief gelabelde monoaminen kunnen vooraf worden geladen in verschillende modelsystemen, zoals heterologe cellen die elke monoaminetransporter overexpressie geven20,33,34,35,36,37,38,39,40, primaire neuronen20, synaptosomen33,39,41, 42, en acute hersenplakken43,44. Radioactiviteit vormt echter potentiële schade voor de experimentator en de tritium-gelabelde analyten kunnen de endogene monoaminedynamiek niet getrouw samenvatten45,46. Superfusiesystemen in combinatie met offline detectiemethoden zoals HPLC-ECD hebben de detectie van monoaminen uit meerdere weefselbronnen mogelijk gemaakt. Hier biedt dit protocol als een geoptimaliseerde en goedkope, eenvoudige en nauwkeurige methode met behulp van acute hersenplakken om endogene basale en gestimuleerde monoamineafgifte direct te meten.

Acute hersenplakken maken het mogelijk om mechanistische hypothesen te testen, voornamelijk omdat ze de in vivo anatomische micro-omgeving behouden en intacte synapsen behouden47,48,49,50,51,52. In enkele studies zijn acute hersenplakken of gehakt hersenweefsel gebruikt in combinatie met een superfusietechniek met behulp van KCl om Ca2 + gemedieerde afgifte te stimuleren53,54,55,56. Superfusiesystemen zijn van cruciaal belang geweest om het begrip van het veld van neurotransmitterafgiftemechanismen, waaronder monoaminen, te bevorderen. Deze systemen zijn echter relatief duur en het aantal kamers dat beschikbaar is voor weefselanalyse varieert van 4-12. Ter vergelijking: de hier gepresenteerde methode is goedkoop, maakt het mogelijk om 48 weefselmonsters te meten en kan worden verfijnd om maximaal 96 weefselmonsters te gebruiken. Elke put in de 48-putplaat bevat weefselhouders die filters gebruiken om het vrijgegeven product van het weefsel te scheiden, en vrijgegeven monoaminen worden vervolgens verzameld en geanalyseerd door HPLC-ECD. Belangrijk is dat deze methode de gelijktijdige meting van 5-HT, DA en NE-afgifte mogelijk maakt uit verschillende hersengebieden zoals de prefrontale cortex, de hippocampus en het dorsale striatum na behandeling met farmacologische middelen die de afgifte van monoamine moduleren. Zo kan de experimentator meerdere vragen beantwoorden met behulp van een goedkoop multi-well-systeem dat het aantal geteste monsters verhoogt en daardoor het aantal gebruikte dieren vermindert.

Protocol

Alle experimenten, inclusief dierbehandeling en weefselverzameling, werden uitgevoerd in overeenstemming met de Universiteit van Florida en het City College of New York Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), volgens het goedgekeurde protocol 201508873 (UF) en 1071 (CCNY). Voor reagentia en buffer verwijzen wij u naar het Aanvullend Dossier. 1. Bereid acute schijfjes rattenhersenen OPMERKING: In dit experiment werden volwassen mannelijke …

Representative Results

Deze techniek beschrijft het gebruik van hersenplakken om de afgifte van endogene monoaminen te meten met behulp van HPLC met elektrochemische detectie op basis van een 48-putplaat met een interne weefselhouder. De experimentele opstelling is weergegeven in figuur 1 en figuur 2. Aanvankelijk werd, om de levensvatbaarheid van het weefsel tegen het einde van het experiment te garanderen, een MTT-test (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2…

Discussion

Monoamine-afgiftemetingen worden al jaren uitgevoerd in een aantal systemen zoals heterologe cellen, neuronale culturen, hersensynaptosomen, ex vivo acute hersenplakken en hele dieren13,20,41,42,58,64,65,66,67,68</sup…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door subsidies Fondecyt Initiation Fund N 11191049 aan J.A.P. en NIH-subsidie DA038598 aan G.E.T.

Materials

48 Well plate NA NA Assay
Acetonitrile Fischer Scientific A998-1 Mobile Phase
Calcium Chloride Ahydrous Sigma Aldrich C1016 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Clarity Software Anetc
Citric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
D-(+)-Glucose Sigma 1002608421 Dissection Buffer
DMF Sigma Aldrich D4551 MTT Assay
EDTA-Na2 Sigma Aldrich Mobile Phase
GraphPad Software Graphpad Software, Inc Statistical Analysis
Glycerol Sigma Aldrich G5516 Lysis buffer
HEPES Sigma Aldrich H3375 Lysis buffer
HPLC, Decade Amperometric Anetc HPLC, LC-EC system
HPLC Amuza HPLC HTEC-510.
L-Asrobic Acid Sigma Aldrich A5960 Dissection Buffer
Magnesium Sulfate Sigma 7487-88-9 KH Buffer
Microcentrifuge Filter Units UltraFree Millipore C7554 Assay – 6 to fit in 48 well plate
MTT Thermo Fisher M6494 MTT Assay
Nanosep VWR 29300-606 Assay; protein assay
Octanesulfonic acid Sigma Aldrich V800010 Mobile Phase
Pargyline Clorohydrate Sigma Aldrich P8013 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Phosphoric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
Potassium Chloride Sigma 12636 KH Buffer
Potassium Phosphate Monobasic Sigma 1001655559 KH Buffer
Precisonary VF-21-0Z Precissonary Compresstome
Protease Inhibitor Cocktail Sigma Aldrich P2714 Lysis buffer.
Sodium Bicarbonate Sigma S5761 Dissection Buffer
Sodium Bicarbonate Sigma Aldrich S5761 Dissection Buffer
Sodium Chloride Sigma S3014 KH Buffer
Sodium Dodecyl Sulfate Sigma Aldrich L3771 Lysis buffer
Triton X-100 Sigma Aldrich T8787 MTT Assay / Lysis buffer
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jesulola, E., Micalos, P., Baguley, I. J. Understanding the pathophysiology of depression: From monoamines to the neurogenesis hypothesis model – are we there yet. Behavioural Brain Research. 341, 79-90 (2018).
  2. Krystal, J. H., D’Souza, D. C., Sanacora, G., Goddard, A. W., Charney, D. S. Current perspectives on the pathophysiology of schizophrenia, depression, and anxiety disorders. Medical Clinics of North America. 85 (3), 559-577 (2001).
  3. Barone, P. Neurotransmission in Parkinson’s disease: beyond dopamine. European Journal of Neurology. 17 (3), 364-376 (2010).
  4. Howell, L. L., Kimmel, H. L. Monoamine transporters and psychostimulant addiction. Biochemical Pharmacology. 75 (1), 196-217 (2008).
  5. Kirshner, Z. Z., et al. Impact of estrogen receptor agonists and model of menopause on enzymes involved in brain metabolism, acetyl-CoA production and cholinergic function. Life Sciences. 256, 117975 (2020).
  6. Long, T., et al. Comparison of transitional vs surgical menopause on monoamine and amino acid levels in the rat brain. Molecular and Cellular Endocrinology. 476, 139-147 (2018).
  7. Long, T., et al. Estradiol and selective estrogen receptor agonists differentially affect brain monoamines and amino acids levels in transitional and surgical menopausal rat models. Molecular and Cellular Endocrinology. 496, 110533 (2019).
  8. Burke, N. N., et al. Enhanced nociceptive responding in two rat models of depression is associated with alterations in monoamine levels in discrete brain regions. Neuroscience. 171 (4), 1300-1313 (2010).
  9. Lane, J. D., Aprison, M. H. Calciumm-dependent release of endogenous serotonin, dopamine and norepinephrine from nerve endings. Life Sciences. 20 (4), 665-671 (1977).
  10. Ramamoorthy, S., Shippenberg, T. S., Jayanthi, L. D. Regulation of monoamine transporters: Role of transporter phosphorylation. Pharmacology and Therapeutics. 129 (2), 220-238 (2011).
  11. Torres, G. E., Gainetdinov, R. R., Caron, M. G. Plasma membrane monoamine transporters: structure, regulation and function. Nature Reviews. Neuroscience. 4 (1), 13-25 (2003).
  12. Hilber, B., et al. Serotonin-transporter mediated efflux: A pharmacological analysis of amphetamines and non-amphetamines. Neuropharmacology. 49 (6), 811-819 (2005).
  13. Mauna, J. C., et al. G protein βγ subunits play a critical role in the actions of amphetamine. Translational Psychiatry. 9 (1), 81 (2019).
  14. Sitte, H. H., Freissmuth, M. Amphetamines, new psychoactive drugs and the monoamine transporter cycle. Trends in Pharmacological Sciences. 36 (1), 41-50 (2015).
  15. Johnson, L. A., Guptaroy, B., Lund, D., Shamban, S., Gnegy, M. E. Regulation of amphetamine-stimulated dopamine efflux by protein kinase C β. Journal of Biological Chemistry. 280 (12), 10914-10919 (2005).
  16. Kahlig, K. M., et al. Amphetamine induces dopamine efflux through a dopamine transporter channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (9), 3495-3500 (2005).
  17. Kantor, L., Hewlett, G. H. K., Gnegy, M. E. Enhanced amphetamine- and K+ -mediated dopamine release in rat striatum after repeated amphetamine: differential requirements for Ca 2+ – and calmodulin-dependent phosphorylation and synaptic vesicles. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 3801-3808 (2018).
  18. Brodnik, Z. D., et al. Susceptibility to traumatic stress sensitizes the dopaminergic response to cocaine and increases motivation for cocaine. Neuropharmacology. 125, 295-307 (2017).
  19. Henke, A., et al. Toward serotonin fluorescent false neurotransmitters: development of fluorescent dual serotonin and vesicular monoamine transporter substrates for visualizing serotonin neurons. ACS Chemical Neuroscience. 9 (5), 925-934 (2018).
  20. Garcia-Olivares, J., et al. Gβγ subunit activation promotes dopamine efflux through the dopamine transporter. Molecular Psychiatry. 22 (12), 1673-1679 (2017).
  21. Xiao, N., Privman, E., Venton, B. J. Optogenetic control of serotonin and dopamine release in Drosophila larvae. ACS Chemical Neuroscience. 5 (8), 666-673 (2014).
  22. Bass, C. E., et al. Optogenetic control of striatal dopamine release in rats. Journal of Neurochemistry. 114 (5), 1344-1352 (2010).
  23. Stamford, J. A. Fast cyclic voltammetry: measuring transmitter release in “real time”. Journal of Neuroscience Methods. 34 (1-3), 67-72 (1990).
  24. Brodnik, Z. D., Ferris, M. J., Jones, S. R., España, R. A. Reinforcing doses of intravenous cocaine produce only modest dopamine uptake inhibition. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 281-289 (2017).
  25. Brodnik, Z. D., España, R. A. Dopamine uptake dynamics are preserved under isoflurane anesthesia. Neuroscience Letters. 606, 129-134 (2015).
  26. Ferris, M. J., Calipari, E. S., Yorgason, J. T., Jones, S. R. Examining the complex regulation and drug-induced plasticity of dopamine release and uptake using voltammetry in brain slices. ACS Chemical Neuroscience. 4 (5), 693-703 (2013).
  27. Siciliano, C. A., Calipari, E. S., Ferris, M. J., Jones, S. R. Biphasic mechanisms of amphetamine action at the dopamine terminal. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (16), 5575-5582 (2014).
  28. Rice, M. E., et al. Direct monitoring of dopamine and 5-HT release in substantia nigra and ventral tegmental area in vitro. Experimental Brain Research. 100 (3), 395-406 (1994).
  29. Bunin, M. A., Prioleau, C., Mailman, R. B., Wightman, R. M. Release and uptake rates of 5-hydroxytryptamine in the dorsal raphe and substantia nigra reticulata of the rat brain. Journal of Neurochemistry. 70 (3), 1077-1087 (1998).
  30. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of Neurochemistry. 119 (5), 932-944 (2011).
  31. Park, J., Bhimani, R. V., Bass, C. E. In vivo electrochemical measurements of norepinephrine in the brain: current status and remaining challenges. Journal of the Electrochemical Society. 165 (12), 3051-3056 (2018).
  32. Butcher, S. P., Fairbrother, I. S., Kelly, J. S., Arbuthnott, G. W. Amphetamine-induced dopamine release in the rat striatum: an in vivo microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 50 (2), 346-355 (1988).
  33. Garcia-Olivares, J., et al. Inhibition of dopamine transporter activity by G protein βγ subunits. PLoS One. 8 (3), 1-9 (2013).
  34. Carneiro, A. M. D., Blakely, R. D. Serotonin-, protein kinase C-, and Hic-5-associated redistribution of the platelet serotonin transporter. Journal of Biological Chemistry. 281 (34), 24769-24780 (2006).
  35. Rajamanickam, J., et al. Akt-mediated regulation of antidepressant-sensitive serotonin transporter function, cell-surface expression and phosphorylation. The Biochemical Journal. 468 (1), 177-190 (2015).
  36. Egaña, L. A., et al. Physical and functional interaction between the dopamine transporter and the synaptic vesicle protein synaptogyrin-3. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (14), 4592-4604 (2009).
  37. Guptaroy, B., Fraser, R., Desai, A., Zhang, M., Gnegy, M. E. Site-directed mutations near transmembrane domain 1 alter conformation and function of norepinephrine and dopamine transporters. Molecular Pharmacology. 79 (3), 520-532 (2011).
  38. Ordway, G. A., et al. Norepinephrine transporter function and desipramine: Residual drug effects versus short-term regulation. Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 217-225 (2005).
  39. Steinkellner, T., et al. Amphetamine action at the cocaine- and antidepressant-sensitive serotonin transporter is modulated by CaMKII. Journal of Neuroscience. 35 (21), 8258-8271 (2015).
  40. Guptaroy, B., et al. A juxtamembrane mutation in the N terminus of the dopamine transporter induces preference for an inward-facing conformation. Molecular Pharmacology. 75 (3), 514-524 (2009).
  41. Carpenter, C., et al. Direct and systemic administration of a CNS-permeant tamoxifen analog reduces amphetamine-induced dopamine release and reinforcing effects. Neuropsychopharmacology. 42 (10), 1940-1949 (2017).
  42. Aquino-Miranda, G., Escamilla-Sánchez, J., González-Pantoja, R., Bueno-Nava, A., Arias-Montaño, J. -. A. Histamine H3 receptor activation inhibits dopamine synthesis but not release or uptake in rat nucleus accumbens. Neuropharmacology. 106, 91-101 (2016).
  43. Reddy, I. A., et al. Glucagon-like peptide 1 receptor activation regulates cocaine actions and dopamine homeostasis in the lateral septum by decreasing arachidonic acid levels. Translational Psychiatry. 6 (5), 809 (2016).
  44. Koutzoumis, D. N., et al. Alterations of the gut microbiota with antibiotics protects dopamine neuron loss and improve motor deficits in a pharmacological rodent model of Parkinson’s disease. Experimental Neurology. 325, 113159 (2020).
  45. Herdon, H., Strupish, J., Nahorski, S. R. Differences between the release of radiolabelled and endogenous dopamine from superfused rat brain slices: Effects of depolarizing stimuli, amphetamine and synthesis inhibition. Brain Research. 348 (2), 309-320 (1985).
  46. Thongsaard, W., Kendall, D. A., Bennett, G. W., Marsden, C. A. A simple method for measuring dopamine release from rat brain slices. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 37 (3), 143-148 (1997).
  47. Dorris, D. M., Hauser, C. A., Minnehan, C. E., Meitzen, J. An aerator for brain slice experiments in individual cell culture plate wells. Journal of Neuroscience Methods. 238, 1-10 (2014).
  48. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: a review. Neuroscience. 305, 86-98 (2015).
  49. Papouin, T., Haydon, P. Obtaining acute brain slices. BIO-PROTOCOL. 8 (2), 477-491 (2018).
  50. Collingridge, G. L. The brain slice preparation: a tribute to the pioneer Henry McIlwain. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 5-9 (1995).
  51. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. Journal of Neurochemistry. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  52. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 4-10 (2014).
  53. Kako, H., Fukumoto, S., Kobayashi, Y., Yokogoshi, H. Effects of direct exposure of green odour components on dopamine release from rat brain striatal slices and PC12 cells. Brain Research Bulletin. 75 (5), 706-712 (2008).
  54. McBride, W. J., Murphy, J. M., Lumeng, L., Li, T. -. K. Effects of ethanol on monoamine and amino acid release from cerebral cortical slices of the alcohol-preferring P line of rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 10 (2), 205-208 (1986).
  55. Chen, J. C., Turiak, G., Galler, J., Volicer, L. Effect of prenatal malnutrition on release of monoamines from hippocampal slices. Life Sciences. 57 (16), 1467-1475 (1995).
  56. Becker, J. B., Castañeda, E., Robinson, T. E., Beer, M. E. A simple in vitro technique to measure the release of endogenous dopamine and dihydroxyphenylacetic acid from striatal tissue using high performance liquid chromatography with electrochemical detection. Journal of Neuroscience Methods. 11 (1), 19-28 (1984).
  57. Paxinos, G., Watson, C. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).
  58. Dailey, J. W., Reith, M. E. A., Steidley, K. R., Milbrandt, J. C., Jobe, P. C. Carbamazepine-induced release of serotonin from rat hippocampus in vitro. Epilepsia. 39 (10), 1054-1063 (1998).
  59. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 5309 (2014).
  60. Mewes, A., Franke, H., Singer, D. Organotypic brain slice cultures of adult transgenic P301S mice-A model for tauopathy studies. PLoS One. 7 (9), (2012).
  61. Rönicke, R., et al. AB mediated diminution of MTT reduction – An artefact of single cell culture. PLoS One. 3 (9), (2008).
  62. Ihalainen, J. A., Riekkinen, P., Feenstra, M. G. P. Comparison of dopamine and noradrenaline release in mouse prefrontal cortex, striatum and hippocampus using microdialysis. Neuroscience Letters. 277 (2), 71-74 (1999).
  63. Richards, D. A., Obrenovitch, T. P., Symon, L., Curzon, G. Extracellular dopamine and serotonin in the rat striatum during transient ischaemia of different severities: a microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 60 (1), 128-136 (1993).
  64. Fog, J. U., et al. Calmodulin kinase II interacts with the dopamine transporter C terminus to regulate amphetamine-induced reverse transport. Neuron. 51 (4), 417-429 (2006).
  65. Balázsa, T., Bíró, J., Gullai, N., Ledent, C., Sperlágh, B. CB1-cannabinoid receptors are involved in the modulation of non-synaptic [3H]serotonin release from the rat hippocampus. Neurochemistry International. 52 (1), 95-102 (2008).
  66. Schechter, L. E. The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 282 (1), 262-270 (1997).
  67. Boudanova, E., Navaroli, D. M., Stevens, Z., Melikian, H. E. Dopamine transporter endocytic determinants: carboxy terminal residues critical for basal and PKC-stimulated internalization. Molecular and Cellular Neuroscience. 39 (2), 211-217 (2008).
  68. Bowyer, J. F., et al. Interactions of MK-801 with glutamate-, glutamine- and methamphetamine-evoked release of [3H]dopamine from striatal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 257 (1), 262-270 (1991).
  69. Perszyk, R. E., et al. GluN2D-containing N-methyl-D-aspartate receptors mediate synaptic transmission in hippocampal interneurons and regulate interneuron activity. Molecular Pharmacology. 90 (6), 689-702 (2016).
  70. Jones, S. R., et al. Profound neuronal plasticity in response to inactivation of the dopamine transporter. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 4029-4034 (1998).
  71. Jedema, H. P., Narendran, R., Bradberry, C. W. Amphetamine-induced release of dopamine in primate prefrontal cortex and striatum: striking differences in magnitude and timecourse. Journal of Neurochemistry. 130, 490-497 (2014).
  72. Buchmayer, F., et al. Amphetamine actions at the serotonin transporter rely on the availability of phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11642-11647 (2013).

Tags

Endogenous Monoamine ReleaseBrain SlicesPlate-based AssayDorsal StriatumHippocampusEfflux BufferPharmacological ConditionsVesicular ReleaseTransporter-mediated Release
check_url/62127?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Pino, J. A., Awadallah, N., Norris, A. M., Torres, G. E. A Plate-Based Assay for the Measurement of Endogenous Monoamine Release in Acute Brain Slices. J. Vis. Exp. (174), e62127, doi:10.3791/62127 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image