Ein Großtiermodell für akute Nierenverletzungen durch vorübergehenden bilateralen Nierenarterienverschluss
Summary
Diese Studie präsentiert ein hochreproduzierbares Großtiermodell für renale Ischämie-Reperfusionsverletzungen bei Schweinen unter Verwendung eines vorübergehenden perkutanen bilateralen Ballonkatheterverschlusses der Nierenarterien für 60 min und einer Reperfusion für 24 h.
Abstract
Akute Nierenschäden (AKI) sind postoperativ mit einem höheren Risiko für Morbidität und Mortalität verbunden. Ischämie-Reperfusionsverletzung (IRI) ist die häufigste Ursache für AKI. Um dieses klinische Szenario nachzuahmen, präsentiert diese Studie ein hochreproduzierbares Großtiermodell der nierenlichen IRI bei Schweinen unter Verwendung eines vorübergehenden perkutanen bilateralen Ballonkatheterverschlusses der Nierenarterien. Die Nierenarterien werden für 60 Minuten verschlossen, indem die Ballonkatheter durch die Oberschenkel- und Halsschlagader eingeführt und in den proximalen Teil der Arterien vorgerückt werden. Jodinierter Kontrast wird in die Aorta injiziert, um eine Trübung der Nierengefäße zu beurteilen und den Erfolg des Arterienverschlusses zu bestätigen. Dies wird zusätzlich durch die Abflachung der Pulswellenform an der Spitze der Ballonkatheter bestätigt. Die Ballons werden nach 60 Minuten bilateralem Nierenarterienverschluss entleert und entfernt, und die Tiere dürfen sich 24 Stunden lang erholen. Am Ende der Studie nehmen Plasmakreatinin und Blutharnstoffstickstoff signifikant zu, während eGFR und Urinausscheidung signifikant abnehmen. Der Bedarf an jodiertem Kontrast ist minimal und beeinträchtigt die Nierenfunktion nicht. Der bilaterale Nierenarterienverschluss ahmt das klinische Szenario der perioperativen Nierenhypoperfusion besser nach, und der perkutane Ansatz minimiert die Auswirkungen der Entzündungsreaktion und das Infektionsrisiko, das mit einem offenen Ansatz wie einer Laparotomie beobachtet wird. Die Fähigkeit, dieses klinisch relevante Schweinemodell zu erstellen und zu reproduzieren, erleichtert die klinische Translation auf den Menschen.
Introduction
Akute Nierenschädigung (AKI) ist eine häufig diagnostizierte Erkrankung bei chirurgischen Patienten, die mit signifikanter Morbidität und Mortalität verbunden ist1,2. Verfügbare Daten zeigen, dass AKI sogar die Hälfte aller hospitalisierten Patienten weltweit betreffen kann und zu einer Sterblichkeitsrate von 50% bei Patienten auf der Intensivstation1,3führt. Trotz ihrer hohen Prävalenz beschränkt sich die derzeitige AKI-Therapie weiterhin auf präventive Strategien wie Flüssigkeitsmanagement und Dialyse. Daher besteht ein anhaltendes Interesse an der Erforschung alternativer Therapien für AKI4,5,6.
AKI wird typischerweise in prärenal, intrinsisch und post-renal basierend auf seiner Ätiologie4,5,6klassifiziert. Die Mehrheit der chirurgischen Patienten mit AKI ist mit prärennalen Ursachen aufgrund von Hypovolämie assoziiert, was zu einer Ischämie-Reperfusionsverletzung (IRI) der Nieren führt2. Klinisch nimmt die Urinproduktion ab und der Kreatininspiegel steigt aufgrund einer verminderten Nierenfunktion. Die Niere ist ein Organ mit hoher Stoffwechselrate und anfällig für Ischämie. Ein hochreproduzierbares Großtiermodell der renalen IRI ist notwendig, um einen besseren Einblick in die Pathophysiologie von AKI und ihre potenziellen Therapieansätze zu erhalten5.
Um das klinische Szenario der Nierenhyperfusion perioperativ nachzuahmen, wird ein Modell des bilateralen Nierenarterienverschlusses als geeignet erachtet. Zuvor beschriebene Modelle, die einen einseitigen Nierenarterienverschluss mit oder ohne Resektion der kontralateralen Niere beinhalten, bieten keine ausreichende klinische Anwendbarkeit7,8. Obwohl diese Modelle ausreichen, um AKI zu verursachen, ähneln sie weder in Bezug auf die Art noch die Dauer der Verletzung realen klinischen Szenarien.
Ziel dieser Arbeit ist es, ein Porcine-Modell des perkutanen bilateralen vorübergehenden Verschlusses der Nierenarterien durch Ballon-Katheter-Okklusion unter Angiographie zu präsentieren. Bilateraler Nierenarterienverschluss ahmt das klinische Szenario der Nierenhyperfusion nach, gefolgt von der anschließenden Entfernung des Ballons zur Reperfusion9,10. Die technischen Schritte werden beschrieben, einschließlich Katheterisierung, Katheterführung, Angiographie und hämodynamische Überwachung. Diese Methode ermöglicht nicht nur einen hoch kontrollierten und replizierbaren Verschluss der Nierenarterien, sondern der perkutane Ansatz minimiert auch die Auswirkungen der Entzündungsreaktion, indem er die Menge an Beleidigung des Körpers im Vergleich zu einem offenen Ansatz begrenzt.
Protocol
Representative Results
Discussion
AKI ist eine häufige klinische Erkrankung, von der bis zu 50% der hospitalisierten erwachsenen Patienten weltweit betroffensind 6,12. Ein klinisch relevantes Tiermodell wird benötigt, um die Pathophysiologie der Krankheit und mögliche therapeutische Ziele weiter zu untersuchen. Obwohl es mehrere murine Modelle gibt, die AKI replizieren, ahmen diese ihre jeweiligen klinischen Szenarien und die Anatomie der menschlichen Niere nicht vollständig nach. Diese Studi…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir danken Dr. Arthur Nedder für seine Hilfe und Anleitung. Diese Arbeit wurde vom Richard A. and Susan F. Smith President’s Innovation Award, Michael B. Klein and Family, der Sidman Family Foundation, der Michael B. Rukin Charitable Foundation, dem Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund und dem Boston Investment Council unterstützt.
Materials
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire – 0.035" (0.89 mm) – 260 cm (102") – 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm – 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm – shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll – 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade – size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
- Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes. Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501 (2020).
- Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: The Preclinical Model. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 14 (2011).
- Amdisen, C., et al. Testing Danegaptide effects on kidney function after ischemia/reperfusion injury in a new porcine two week model. PLoS ONE. 11 (10), 1-13 (2016).
- Bhargava, P., Schnellmann, R. G. Mitochondrial energetics in the kidney. Nature Reviews Nephrology. 13 (10), 629-646 (2017).
- Bonventre, J. V., Weinberg, J. M. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. Journal of the American Society of Nephrology. 14 (8), 2199-2210 (2003).
- Case, J., Khan, S., Khalid, R., Khan, A. Epidemiology of Acute Kidney Injury in the Intensive Care Unit. Critical Care Research and Practice. 2013, 9 (2013).
- Jabbari, H., et al. Mitochondrial transplantation ameliorates ischemia/reperfusion-induced kidney injury in rat. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular Basis of Disease. 1866 (8), 165809 (2020).
- Malagrino, P. A., et al. Catheter-based induction of renal ischemia/reperfusion in swine: Description of an experimental model. Physiological Reports. 2 (9), 1-13 (2014).
- Freeman, R. V., et al. Nephropathy requiring dialysis after percutaneous coronary intervention and the critical role of an adjusted contrast dose. American Journal of Cardiology. 90 (10), 1068-1073 (2002).
- Gasthuys, E., et al. Postnatal maturation of the glomerular filtration rate in conventional growing piglets as potential juvenile animal model for preclinical pharmaceutical research. Frontiers in Pharmacology. 8 (431), 1-7 (2017).
- Doulamis, I. P., et al. Mitochondrial transplantation by intra-arterial injection for acute kidney injury. American Journal of Physiology – Renal Physiology. 319 (3), 403-413 (2020).
- Rewa, O., Bagshaw, S. M. Acute kidney injury-epidemiology, outcomes and economics. Nature Reviews Nephrology. 10 (4), 193-207 (2014).
- Grossini, E., et al. Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).
- Laskey, W. K., et al. Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention. Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).
