Summary

키메라 항원 수용체 T 세포의 동적 이미징 [18F]테트라플루오로보레이트 양전자 방출 단층 촬영/컴퓨터 단층 촬영

Published: February 17, 2022
doi:

Summary

이 프로토콜은 임상적으로 이용가능한 플랫폼으로 생체내에서 키메라 항원 수용체를 발현하도록 유전적으로 조작된 T 세포를 비침습적으로 추적하는 방법론을 기술한다.

Abstract

키메라 항원 수용체 (CAR)를 발현하도록 유전자 조작된 T 세포는 B 세포 악성 종양 또는 다발성 골수종 (MM) 환자에 대한 중추적 인 임상 시험에서 전례없는 결과를 보여주었습니다. 그러나, 수많은 장애물들이 효능을 제한하고, 생체 내에서의 지속성의 부족뿐만 아니라 종양 부위로의 불량한 밀매 및 침윤으로 인해 CAR T 세포 요법의 광범위한 사용을 금지한다. 또한, 사이토카인 방출 증후군이나 신경 독성과 같은 생명을 위협하는 독성이 주요 관심사입니다. CAR T 세포의 효율적이고 민감한 이미징 및 추적은 T 세포 밀매, 확장 및 생체내 특성화의 평가를 가능하게 하고, CAR T 세포 요법의 현재 한계를 극복하기 위한 전략의 개발을 가능하게 한다. 이 논문은 CAR T 세포에 요오드화 나트륨 교감 (NIS)을 통합하고 전임상 모델에서 [18F]테트라플루오로보레이트-양전자 방출 단층 촬영 ([18F]TFB-PET)을 사용하는 CAR T 세포 이미징에 대한 방법론을 설명합니다. 이 프로토콜에 기재된 방법은 본 연구에 사용된 것들 이외에 다른 CAR 구축물 및 표적 유전자에 적용될 수 있다.

Introduction

키메라 항원 수용체 T (CAR T) 세포 요법은 혈액학적 악성 종양 1,2,3,4,5,6에서 빠르게 출현하고 잠재적으로 치유적인 접근법이다. CD19-지시된 CAR T (CART19) 또는 B 세포 성숙 항원 (BCMA) CART 세포 요법2 후에 특별한 임상 결과가 보고되었다. 이로 인해 미국 식품의약국(FDA)은 공격적인 B 세포 림프종(axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4, tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 및 lisocabtagene maraleucel)7, 급성 림프모구성 백혈병(Tisa-Cel)5,8, 맨틀 세포 림프종(brexucabtagene autoleuce)9 및 여포 림프종(Axi-Cel)10에 대한 CART19 세포의 승인을 받았다. . 가장 최근에, FDA는 다발성 골수종 (MM) (idecabtagene vicleucel)11 환자에서 BCMA 지시 CAR T 세포 요법을 승인했다. 또한, 만성 림프구성 백혈병(CLL)에 대한 CAR T 세포 치료제는 후기 단계의 임상 개발 단계에 있으며 향후 3년 이내에 FDA 승인을 받을 것으로 예상됩니다1.

CAR T 세포 요법의 전례 없는 결과에도 불구하고, 그것의 광범위한 사용은 1) 생체내 CAR T 세포 확장이 불충분하거나 종양 부위로의 불량한 밀매에 의해 제한되며, 이는 내구성 있는 반응의 낮은 비율로 이어진다.12,13 및 2) 사이토카인 방출 증후군(CRS)14,15을 포함한 생명을 위협하는 유해 사례의 발달 . CRS의 특징은 염증성 사이토카인/케모카인의 상승된 수준을 초래하는 면역 활성화뿐만 아니라 CAR T 세포 주입 후 대규모 T 세포 증식을 포함한다15,16. 따라서, 생체내에서 CAR T 세포를 이미지화하기 위한 검증된, 임상적 등급 전략의 개발은 1) CAR T 세포 추적이 생체내에서 실시간으로 추적되어 종양 부위로의 그들의 인신매매를 모니터링하고, 내성의 잠재적 메카니즘을 밝혀내고, 2) CAR T 세포 확장의 모니터링과 CRS의 발달과 같은 잠재적으로 그들의 독성을 예측하는 것을 허용할 것이다.

경미한 CRS의 임상 적 특징은 고열, 피로, 두통, 발진, 설사, 관절통, 근육통 및 불쾌감입니다. 더 심한 CRS에서 환자는 빈맥 / 저혈압, 모세관 누출, 심장 기능 장애, 신장 / 간 기능 부전 및 전파 된 혈관 내 응고를 일으킬 수 있습니다17,18. 일반적으로, 인터페론-감마, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자, 인터루킨(IL)-10, 및 IL-6을 포함하는 사이토카인의 상승 정도는 임상 증상의 중증도와 상관관계가 있는 것으로 나타났다17,19. 그러나, CRS를 예측하기 위한 “실시간” 혈청 사이토카인 모니터링의 광범위한 적용은 높은 비용 및 제한된 가용성으로 인해 어렵다. CAR T 세포 요법의 유익한 특성을 이용하기 위해, 입양 T 세포의 비침습적 영상화는 CAR T 세포 주입 후 효능, 독성 및 재발을 예측하는데 잠재적으로 이용될 수 있다.

몇몇 연구자들은 양전자 방출 단층 촬영 (PET) 또는 단일 광자 방출 컴퓨터 단층 촬영 (SPECT)을 사용하여 방사성 핵종 기반 이미징을 사용하는 전략을 개발했으며, 이는 고해상도 및 고감도를 제공합니다.20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 CAR T 세포 트래피킹의 생체내 시각화 및 모니터링. 이러한 방사성 핵종 기반 이미징 전략 중에서 요오드화 나트륨 심포터 (NIS)는 PET 스캔31,32을 사용하여 이미지 세포 및 바이러스에 민감한 양식으로 개발되었습니다. [18F]TFB-PET를 사용한 NIS+CAR T 세포 이미징은 CAR T 세포 확장, 트래피킹 및 독성을 평가하고 진단하는 민감하고 효율적이며 편리한 기술입니다30. 이 프로토콜은 1) 높은 효능을 갖는 이중 형질도입을 통한 NIS+CAR T 세포의 발달 및 2) [18F]TFB-PET 스캔으로 NIS+CAR T 세포를 이미징하기 위한 방법론을 기술한다. MM용 BCMA-CAR T 세포는 CAR T 세포 이미징을 위한 리포터로서 NIS를 설명하기 위한 개념 증명 모델로서 사용된다. 그러나, 이들 방법론은 임의의 다른 CAR T 세포 요법에 적용될 수 있다.

Protocol

이 프로토콜은 Mayo Clinic의 기관 검토위원회, 기관 생물 안전위원회 및 Mayo Clinic의 기관 동물 관리 및 사용위원회의 지침을 따릅니다. 1. NIS+ BCMA-CAR T 세포 생산 참고: 이 프로토콜은 Mayo Clinic의 기관 검토 위원회(IRB 17-008762) 및 기관 생물안전위원회(IBC Bios00000006.04)의 지침을 따릅니다. BCMA-CAR, NIS, 및 루시페라제-녹색 형광 단백질 (GFP)-코딩 렌?…

Representative Results

도 1은 NIS+BCMA-CAR T 세포를 생성하는 단계를 나타낸다. 0일째에, PBMCs를 분리한 다음, 음성 선택에 의해 T 세포를 분리한다. 이어서, T 세포를 항-CD3/CD28 비드로 자극한다. 1일째에, T 세포를 NIS 및 BCMA-CAR 렌티바이러스 둘 다로 형질도입한다. 3일, 4일, 5일째에 T 세포를 계수하고 배지로 사료를 공급하여 농도를 1.0 × 106/mL로 조정한다. NIS 형질도입된 T 세포의 경우, ?…

Discussion

이 논문은 NIS를 CAR T 세포에 통합하고 [18F]TFB-PET 를 통해 생체 내에서 주입된 CAR T 세포를 이미징하는 방법론을 설명한다. 개념 증명으로서, NIS+BCMA-CAR T 세포는 이중 형질도입을 통해 생성되었다. 우리는 최근 NIS를 CAR T 세포에 혼입하는 것이 생체 내에서 CAR T 세포 기능 및 효능을 손상시키지 않으며 CAR T 세포 밀매 및 확장을 허용한다는 보고30을 보고?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작업은 Mayo Clinic K2R 파이프 라인 (SSK), Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) 및 Predolin Foundation (RS)을 통해 부분적으로 지원되었습니다. 그림 1, 2 및 4는 BioRender.com 로 작성되었습니다.

Materials

22 Gauge needle Covidien 8881250206
28 gauge insulin syringe BD 329461
96 well plate Corning 3595
Anti-human (ETNL) NIS Imanis REA009 ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS
Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7 BioLegend 357507 Flow antibody
Anti-human CD45, clone HI30, BV421 BioLegend 304032 Flow antibody
Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7 BioLegend 103116 Flow antibody
Anti-rabbit IgG R&D F0110 Secondary antibody for NIS staining
BCMA-CAR construct, second generation IDT, Coralville, IA
BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit BD 554714
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience Invitrogen 12-0037-42
CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28 Gibco 40203D
CytoFLEX System  B5-R3-V5 Beckman Coulter C04652 flow cytometer
Dimethyl sulfoxide Millipore Sigma D2650-100ML
Disposable Syringes with Luer-Lok Tips BD 309646
D-Luciferin, Potassium Salt Gold Biotechnology LUCK-1G
D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline) Gibco 14190-144
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144
Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator) Applied Biosystems A13346
Easy 50 EasySep Magnet STEMCELL Technologies 18002
EasySep Human T Cell Isolation Kit STEMCELL Technologies 17951 negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 Invitrogen A-21235
Inveon Multiple Modality PET/CT scanner Siemens Medical Solutions USA, Inc. 10506989 VFT 000 03
Isoflurane liquid Piramal Critical Care 66794-017-10
IVIS Lumina S5 Imaging System PerkinElmer CLS148588
IVIS® Spectrum In Vivo Imaging System PerkinElmer  124262
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent Invitrogen L3000075
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Lymphoprep STEMCELL Technologies 07851
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile Thermo Scientific 450-0020
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile Thermo Scientific 450-0045
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Jackson laboratory 05557
OPM-2 DSMZ CRL-3273 multiple myeloma cell line
pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro) Addgene 80389 lentiviral vector encoding luciferase-GFP
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
PMOD software PMOD PBAS and P3D
Pooled Human AB Serum Plasma Derived Innovative Research IPLA-SERAB-H-100ML
Puromycin Dihydrochloride MP Biomedicals, Inc. 0210055210
RoboSep-S STEMCELL Technologies 21000 Fully Automated Cell Separator
RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium) Gibco 21870-076
SepMate-50 (IVD) STEMCELL Technologies 85450 density gradient separation tubes
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
T175 flask Corning 353112
Terrell (isoflurane, USP) Piramal Critical Care Inc 66794-019-10
Webcol Alcohol Prep Covidien 6818
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q

References

  1. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
  2. Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
  3. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  4. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  5. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  6. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  7. Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
  8. Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
  9. Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
  10. Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
  11. Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
  12. Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
  13. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  14. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  15. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973 (2020).
  16. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  17. Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
  18. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  19. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  20. Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
  21. Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
  22. Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
  23. Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
  25. Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
  26. Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
  27. Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
  28. Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064 (2016).
  29. Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  31. Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
  32. Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
  33. Kalled, S. L., Hsu, Y. -. M. . Anti-BCMA antibodies. , (2010).
  34. Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
  35. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  36. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  37. Absher, M., Kruse, P. F., Patterson, M. K. . Tissue Culture: Methods and Applications. , 395-397 (1973).
  38. Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
  39. Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  40. Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
  41. Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
  42. Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
  43. Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
  44. Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
  45. Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
  46. Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209 (2018).
  47. Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
  48. Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
  49. Ahn, B. -. C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
  50. Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  51. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  52. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  53. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  54. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
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Sakemura, R., Cox, M. J., Bansal, A., Roman, C. M., Hefazi, M., Vernon, C. J., Glynn, D. L., Pandey, M. K., DeGrado, T. R., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography. J. Vis. Exp. (180), e62334, doi:10.3791/62334 (2022).

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