JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Cancer Research

Dynamisk avbildning av chimeriske antigenreseptor T-celler med [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography

Published: February 17, 2022
doi:
10.3791/62334
, , , , , , , , , ,
1T Cell Engineering,Mayo Clinic, 2Division of Hematology,Mayo Clinic, 3Department of Radiology,Mayo Clinic, 4Regenerative Sciences PhD,Mayo Clinic, 5Department of Molecular Medicine,Mayo Clinic, 6Department of Immunology,Mayo Clinic

Summary

Denne protokollen beskriver metodikken for ikke-invasiv sporing av T-celler genetisk konstruert for å uttrykke chimeriske antigenreseptorer in vivo med en klinisk tilgjengelig plattform.

Abstract

T-celler genetisk utviklet for å uttrykke chimeric antigen reseptorer (CAR) har vist enestående resultater i pivotale kliniske studier for pasienter med B celle maligniteter eller flere myeloma (MM). Imidlertid begrenser mange hindringer effekten og forbyr utbredt bruk av CAR T-cellebehandlinger på grunn av dårlig menneskehandel og infiltrasjon på tumorsteder, samt mangel på utholdenhet in vivo. Videre er livstruende toksisiteter, som cytokinfrigjøringssyndrom eller nevrotoksisitet, store bekymringer. Effektiv og sensitiv bildebehandling og sporing av CAR T-celler muliggjør evaluering av T-cellehandel, ekspansjon og in vivo-karakterisering og gjør det mulig å utvikle strategier for å overvinne de nåværende begrensningene ved CAR T-celleterapi. Dette dokumentet beskriver metodikken for å inkorporere natriumjodidsymporteren (NIS) i CAR T-celler og for CAR T-celleavbildning ved hjelp av [18F]tetrafluoroborate-positron utslipp tomografi ([18F]TFB-PET) i prekliniske modeller. Metodene beskrevet i denne protokollen kan brukes på andre CAR-konstruksjoner og målgener i tillegg til de som brukes til denne studien.

Introduction

Chimeric antigen reseptor T (CAR T) celleterapi er en raskt fremvoksende og potensielt kurativ tilnærming i hematologiske maligniteter1,2,3,4,5,6. Ekstraordinære kliniske utfall ble rapportert etter CD19-rettet CAR T (CART19) eller B celle modning antigen (BCMA) CAR T celleterapi2. Dette førte til at US Food and Drug Administration (FDA) godkjenning av CART19-celler for aggressiv B-celle lymfom (axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4, tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 og lisocabtagene maraleucel)7, akutt lymfoblastisk leukemi (Tisa-Cel)5,8, mantelcellelymfom (breksucabtagen autoleuce)9, og follikulært lymfom (Axi-Cel)10 . Nylig godkjente FDA BCMA-rettet CAR T-cellebehandling hos pasienter med myelomatose (MM) (idecabtagene vicleucel)11. Videre er CAR T celleterapi for kronisk lymfocytisk leukemi (CLL) i sen klinisk utvikling og forventes å motta FDA-godkjenning i løpet av de neste tre årene1.

Til tross for de enestående resultatene av CAR T celleterapi, er den utbredte bruken begrenset av 1) utilstrekkelig in vivo CAR T celleutvidelse eller dårlig menneskehandel til tumorsteder, noe som fører til lavere rater av holdbar respons12,13 og 2) utviklingen av livstruende bivirkninger, inkludert cytokinfrigjøringssyndrom (CRS) 14,15 . Kjennetegnene til CRS inkluderer ikke bare immunaktivering som resulterer i forhøyede nivåer av inflammatoriske cytokiner / kjemokiner, men også massiv T-celleproliferasjon etter CAR T-celleinfusjon15,16. Dermed vil utviklingen av en validert, klinisk strategi for å bilde CAR T-celler in vivo tillate 1) CAR T cellesporing i sanntid in vivo for å overvåke deres menneskehandel til tumorsteder og avdekke potensielle motstandsmekanismer, og 2) overvåking av CAR T celleutvidelse og potensielt forutsi deres toksisiteter som utvikling av CRS.

Kliniske egenskaper ved mild CRS er høy feber, tretthet, hodepine,, diaré, artralgi, myalgi og ubehag. Ved mer alvorlig CRS kan pasienter utvikle takykardi/hypotensjon, kapillærlekkasje, hjertedysfunksjon, nyre-/leversvikt og spre intravaskulær koagulasjon17,18. Generelt har graden av forhøyelse av cytokiner, inkludert interferon-gamma, granulocytt-makrofagkolonistimulerende faktor, interleukin (IL)-10 og IL-6 vist seg å korrelere med alvorlighetsgraden av kliniske symptomer17,19. Imidlertid er den omfattende anvendelsen av “sanntids” serumcytokinovervåking for å forutsi CRS vanskelig på grunn av høye kostnader og begrenset tilgjengelighet. For å utnytte de fordelaktige egenskapene ved CAR T-celleterapi, kan ikke-invasiv avbildning av adoptiv T-celler potensielt brukes til å forutsi effekt, toksisiteter og tilbakefall etter CAR T-celleinfusjon.

Flere forskere har utviklet strategier for å bruke radionuklidbasert avbildning med positronutslippstomografi (PET) eller enkeltfotoutslippsberegnet tomografi (SPECT), som gir høy oppløsning og høy følsomhet20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 for in vivo visualisering og overvåking av CAR T cellehandel. Blant de radionuklidbaserte bildestrategiene er natriumjodidsympporteren (NIS) utviklet som en sensitiv modalitet for bildeceller og virus ved hjelp av PET-skanninger31,32. NIS+CAR T celleavbildning med [18F]TFB-PET er en sensitiv, effektiv og praktisk teknologi for å vurdere og diagnostisere CAR T-celleutvidelse, menneskehandel og toksisitet30. Denne protokollen beskriver 1) utviklingen av NIS+CAR T-celler gjennom dobbel transduksjon med høy effekt og 2) en metodikk for avbildning av NIS+CAR T-celler med [18F]TFB-PET-skanning. BCMA-CAR T-celler for MM brukes som konseptgodkjenningsmodell for å beskrive NIS som reporter for CAR T-celleavbildning. Imidlertid kan disse metodene brukes på enhver annen CAR T-celleterapi.

Protocol

Protokollen følger retningslinjene fra Mayo Clinics institusjonelle kontrollutvalg, Institutional Biosafety Committee og Mayo Clinics institusjonelle dyrepleie- og brukskomité. 1. NIS+ BCMA-CAR T celleproduksjon MERK: Denne protokollen følger retningslinjene fra Mayo Clinic’s Institutional Review Board (IRB 17-008762) og Institutional Biosafety Committee (IBC Bios00000006.04). Produksjon av BCMA-CAR, NIS og luciferase-grønn fluorescerende pr…

Representative Results

Figur 1 representerer trinnene for å generere NIS+BCMA-CAR T-celler. På dag 0 isolerer du PBMCer og isolerer deretter T-celler ved negativ merking. Stimulere deretter T-celler med anti-CD3 / CD28 perler. På dag 1 transduce T celler med både NIS og BCMA-CAR lentivirus. På dag 3, 4 og 5 teller du T-celler og mater med medier for å justere konsentrasjonen til 1,0 × 106/ml. For NIS-transduserede T-celler legger du til 1 μg/ml puromycin for å velge NIS+- …

Discussion

Dette dokumentet beskriver en metodikk for å inkorporere NIS i CAR T-celler og avbildning infundert CAR T celler in vivo gjennom [18F]TFB-PET. Som konseptbevis ble NIS+BCMA-CAR T-celler generert via dobbel transduksjon. Vi har nylig rapportert at inkorporering av NIS i CAR T-celler ikke svekker CAR T-cellefunksjoner og effekt in vivo og tillater CAR T cellehandel og utvidelse30. Ettersom CAR T-celleterapier fortsetter å ekspandere utover dagens B-celle mal…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble delvis støttet gjennom Mayo Clinic K2R-rørledningen (SSK), Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) og Predolin Foundation (RS). Figur 1, 2 og 4 ble opprettet med BioRender.com.

Materials

22 Gauge needle Covidien 8881250206
28 gauge insulin syringe BD 329461
96 well plate Corning 3595
Anti-human (ETNL) NIS Imanis REA009 ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS
Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7 BioLegend 357507 Flow antibody
Anti-human CD45, clone HI30, BV421 BioLegend 304032 Flow antibody
Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7 BioLegend 103116 Flow antibody
Anti-rabbit IgG R&D F0110 Secondary antibody for NIS staining
BCMA-CAR construct, second generation IDT, Coralville, IA
BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit BD 554714
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience Invitrogen 12-0037-42
CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28 Gibco 40203D
CytoFLEX System  B5-R3-V5 Beckman Coulter C04652 flow cytometer
Dimethyl sulfoxide Millipore Sigma D2650-100ML
Disposable Syringes with Luer-Lok Tips BD 309646
D-Luciferin, Potassium Salt Gold Biotechnology LUCK-1G
D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline) Gibco 14190-144
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144
Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator) Applied Biosystems A13346
Easy 50 EasySep Magnet STEMCELL Technologies 18002
EasySep Human T Cell Isolation Kit STEMCELL Technologies 17951 negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 Invitrogen A-21235
Inveon Multiple Modality PET/CT scanner Siemens Medical Solutions USA, Inc. 10506989 VFT 000 03
Isoflurane liquid Piramal Critical Care 66794-017-10
IVIS Lumina S5 Imaging System PerkinElmer CLS148588
IVIS® Spectrum In Vivo Imaging System PerkinElmer  124262
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent Invitrogen L3000075
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Lymphoprep STEMCELL Technologies 07851
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile Thermo Scientific 450-0020
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile Thermo Scientific 450-0045
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Jackson laboratory 05557
OPM-2 DSMZ CRL-3273 multiple myeloma cell line
pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro) Addgene 80389 lentiviral vector encoding luciferase-GFP
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
PMOD software PMOD PBAS and P3D
Pooled Human AB Serum Plasma Derived Innovative Research IPLA-SERAB-H-100ML
Puromycin Dihydrochloride MP Biomedicals, Inc. 0210055210
RoboSep-S STEMCELL Technologies 21000 Fully Automated Cell Separator
RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium) Gibco 21870-076
SepMate-50 (IVD) STEMCELL Technologies 85450 density gradient separation tubes
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
T175 flask Corning 353112
Terrell (isoflurane, USP) Piramal Critical Care Inc 66794-019-10
Webcol Alcohol Prep Covidien 6818
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
  2. Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
  3. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  4. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  5. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  6. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  7. Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
  8. Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
  9. Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
  10. Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
  11. Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
  12. Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
  13. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  14. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  15. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973 (2020).
  16. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  17. Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
  18. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  19. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  20. Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
  21. Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
  22. Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
  23. Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
  25. Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
  26. Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
  27. Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
  28. Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064 (2016).
  29. Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  31. Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
  32. Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
  33. Kalled, S. L., Hsu, Y. -. M. . Anti-BCMA antibodies. , (2010).
  34. Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
  35. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  36. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  37. Absher, M., Kruse, P. F., Patterson, M. K. . Tissue Culture: Methods and Applications. , 395-397 (1973).
  38. Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
  39. Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  40. Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
  41. Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
  42. Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
  43. Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
  44. Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
  45. Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
  46. Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209 (2018).
  47. Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
  48. Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
  49. Ahn, B. -. C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
  50. Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  51. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  52. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  53. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  54. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).

Tags

CAR T-cellsPET ImagingNIS ReporterT-cell TraffickingT-cell ExpansionPBMC IsolationT-cell IsolationCell Culture[18F]tetrafluoroborate

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Sakemura, R., Cox, M. J., Bansal, A., Roman, C. M., Hefazi, M., Vernon, C. J., Glynn, D. L., Pandey, M. K., DeGrado, T. R., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography. J. Vis. Exp. (180), e62334, doi:10.3791/62334 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image