CD-spectroscopie om DNA-eiwitinteracties te bestuderen
Summary
De interactie van een ATP-afhankelijke chromatine remodeller met een DNA-ligand wordt beschreven met behulp van CD-spectroscopie. De geïnduceerde conformatieveranderingen op een genpromotor geanalyseerd door de gegenereerde pieken kunnen worden gebruikt om het mechanisme van transcriptionele regulatie te begrijpen.
Abstract
Circulaire dichroïsme (CD) spectroscopie is een eenvoudige en handige methode om de secundaire structuur en interacties van biomoleculen te onderzoeken. Recente ontwikkelingen in CD-spectroscopie hebben de studie van DNA-eiwitinteracties en conformatiedynamiek van DNA in verschillende micro-omgevingen in detail mogelijk gemaakt voor een beter begrip van transcriptionele regulatie in vivo. Het gebied rond een potentiële transcriptiezone moet worden afgewikkeld om transcriptie te laten plaatsvinden. Dit is een complex proces dat de coördinatie van histonmodificaties, binding van de transcriptiefactor aan DNA en andere chromatineremodelleringsactiviteiten vereist. Met behulp van CD-spectroscopie is het mogelijk om conformationele veranderingen in het promotorgebied te bestuderen die worden veroorzaakt door regulerende eiwitten, zoals ATP-afhankelijke chromatineremodelleurs, om transcriptie te bevorderen. De conformatieveranderingen die zich in het eiwit voordoen, kunnen ook worden gevolgd. Bovendien kunnen vragen over de affiniteit van het eiwit ten opzichte van het doel-DNA en de sequentiespecificiteit worden beantwoord door mutaties in het doel-DNA op te nemen. Kortom, het unieke begrip van deze gevoelige en goedkope methode kan veranderingen in de chromatinedynamica voorspellen, waardoor het begrip van transcriptionele regulatie wordt verbeterd.
Introduction
Circulair dichroïsme (CD) is een spectroscopische techniek die vertrouwt op de inherente chiraliteit van biologische macromoleculen die leidt tot differentiële absorptie van rechtshandig en linkshandig circulair gepolariseerd licht. Deze differentiële absorptie staat bekend als circulair dichroïsme. De techniek kan daarom worden gebruikt om de conformatie van biologische macromoleculen, zoals eiwitten en DNA, die beide chirale centra bevatten1,2 af te bakenen.
Elektromagnetische golven bevatten zowel elektrische als magnetische componenten. Zowel het elektrische als het magnetisch veld oscilleren loodrecht op de richting van de golfvoortplanting. In het geval van ongepolariseerd licht oscilleren deze velden in vele richtingen. Wanneer het licht circulair gepolariseerd is, worden twee elektromagnetische velden verkregen met een faseverschil van 90° ten opzichte van elkaar. Chirale moleculen vertonen een cirkelvormige optische rotatie (birefringence) zodanig dat ze het rechtshandige circulair gepolariseerde licht en het linkshandige circulair gepolariseerde licht in verschillende mate zullen absorberen3. Het resulterende elektrische veld zal worden getraceerd als een ellips, een functie van de golflengte. Het CD-spectrum wordt dus geregistreerd als ellipticiteit (q) en de gegevens worden gepresenteerd als Mean Residue Ellipticity als functie van golflengte.
In het geval van eiwitten is de Cα van aminozuren (behalve glycine) chiraal, en dit wordt benut door CD-spectroscopie om de secundaire structuur van dit macromolecuul4 te bepalen. De CD-spectra van eiwitmoleculen worden meestal geregistreerd in het Verre UV-bereik. α-spiraalvormige eiwitten hebben twee negatieve banden bij 222 nm en 208 nm en één positieve piek bij 193 nm4. Eiwitten met anti-parallelle β-sheet secundaire structuur vertonen een negatieve piek bij 218 nm en een positieve piek bij 195 nm4. Eiwitten met ongeordende structuren vertonen een lage ellipticiteit in de buurt van 210 nm en een negatieve piek bij 195 nm4. De goed gedefinieerde piek/banden voor verschillende secundaire structuren maken CD dus een handig hulpmiddel om de conformatieveranderingen op te helderen die optreden in de secundaire structuur van de eiwitten tijdens denaturatie en ligandbinding.
Nucleïnezuren hebben drie bronnen van chiraliteit: het suikermolecuul, de heliciteit van de secundaire structuur en de tertiaire ordening van DNA op lange afstand in de omgeving5,6. De CD-spectra van nucleïnezuren worden meestal geregistreerd in het bereik van 190 tot 300 nm5,6. Elke conformatie van DNA geeft, net als eiwitten, een karakteristiek spectrum, hoewel de pieken / banden met enige mate kunnen variëren als gevolg van oplosmiddelomstandigheden en verschillen in DNA-sequenties7. B-DNA, de meest voorkomende vorm, wordt gekenmerkt door een positieve piek rond 260-280 nm en een negatieve piek rond 245 nm6. De pieken/banden van B-vorm DNA zijn over het algemeen klein omdat de basenparen loodrecht staan op de dubbele helix, waardoor het molecuul zwakke chiraliteit krijgt. A-DNA geeft een dominante positieve piek bij 260 nm en een negatieve piek rond 210 nm6. Z-DNA, de linkshandige helix, geeft een negatieve band bij 290 nm en een positieve piek rond 260 nm6. Dit DNA geeft ook een extreem negatieve piek bij 205 nm6.
Naast deze conformaties kan DNA ook triplexen, quadruplexen en haarspeldbochten vormen, die allemaal kunnen worden onderscheiden door CD-spectroscopie. De parallelle G-quadruplex geeft een dominante positieve band bij 260 nm, terwijl de anti-parallelle G-quadruplex een negatieve band geeft bij 260 nm en een positieve piek bij 290 nm, waardoor het gemakkelijk is om onderscheid te maken tussen de twee vormen van quadruplexstructuren6. Triplexen geven geen karakteristiek spectrum8. De spectra van een 36 nucleotide-lang DNA met de potentie om een intramoleculaire triple helix te vormen met G.G.C en T.A.T basenparen in aanwezigheid van Na+ vertonen bijvoorbeeld een sterke negatieve band bij 240 nm en een brede positieve piek. De brede positieve piek toont bijdragen op 266, 273 en 286 nm. Hetzelfde oligonucleotide in aanwezigheid van Na+ en Zn+ vertoont vier negatieve banden (213, 238, 266 en 282 nm) en een positieve piek bij 258 nm. De spectra van triplex-DNA kunnen dus variëren afhankelijk van de zoutcondities8.
Naast deze conformaties hebben CD-spectra de identificatie van een andere vorm van DNA mogelijk gemaakt, X-DNA genaamd. X-DNA wordt gevormd wanneer de DNA-sequentie alternatieve adenine- en thymineresiduen bevat. De CD-spectra van X-DNA bevatten twee negatieve pieken bij 250 en 280 nm. Er is zeer weinig informatie beschikbaar over X-DNA, hoewel er is gespeculeerd dat het functioneert als een gootsteen voor positieve supercoiling6,9. Veranderingen in CD-spectra kunnen ook details onthullen over ligand-eiwitinteracties en zijn daarom toegevoegd aan het arsenaal aan moleculaire methoden voor het detecteren van geneesmiddel-eiwitinteracties10,11,12,13,14. CD-spectra zijn ook gebruikt om de veranderingen in de secundaire structuur van eiwitten tijdens het vouwproces te volgen15. Op dezelfde manier kunnen CD-spectra ook worden gebruikt voor het onderzoeken van ligand-DNA-interacties16,17.
CD-spectroscopie is dus een eenvoudige, goedkope methode om onderscheid te maken tussen de verschillende vormen van DNA-conformatie, op voorwaarde dat er toegang is tot niet-zo-goedkope apparatuur en software. De methode is buitengewoon gevoelig en snel. Het vereist slechts een kleine hoeveelheid DNA, waardoor het een voorsprong heeft op de alternatieve techniek van nucleaire magnetische resonantie (NMR) spectroscopie. Titraties met liganden en substraten zijn ook gemakkelijk uit te voeren. De belangrijkste beperking is dat het DNA zeer zuiver moet zijn. Het is raadzaam om polyacrylamide gel elektroforese (PAGE) -gezuiverd DNA te gebruiken.
De informatie verkregen door CD-spectra is voornamelijk gebruikt om eiwitstructurele kenmerken af te leiden en om verschillende DNA-conformers te identificeren. In deze studie zijn CD-spectra gebruikt om de resultaten van een in vivo Chromatine Immunoprecipitation (ChIP) experiment te integreren om af te bakenen of het eiwit van belang / voorspelde transcriptiefactor een conformatieverandering kan teweegbrengen in het promotorgebied van zijn effectorgenen. Deze samenwerking helpt bij de voortgang van traditionele CD-spectroscopische technieken door het mechanisme van transcriptieregulatie te voorspellen door de voorspelde transcriptiefactor op en rond de transcriptiestartplaats (TSS) van een promotor.
Chromatineremodellering is een goed gedefinieerd mechanisme waarvan bekend is dat het DNA-metabolische processen reguleert door het dicht opeengepakte chromatine toegankelijk te maken voor verschillende regulerende factoren zoals transcriptiefactoren, componenten van DNA-replicatie of schadehersteleiwitten. De ATP-afhankelijke chromatine-remodelers, ook bekend als de SWI / SNF-familie van eiwitten, zijn belangrijke remodeler-eiwitten die aanwezig zijn in eukaryote cellen18,19. Fylogenetische clustering heeft de SWI/SNF-familie van eiwitten ingedeeld in 6 subgroepen20: Snf2-like, Swr1-like, SSO1653-like, Rad54-like, Rad5/16-like en distant. SMARCAL1, het eiwit van belang in deze studie, behoort tot de verre subgroep20. Dit eiwit is gebruikt om de manier van transcriptionele regulatie te onderzoeken met behulp van CD-spectroscopie.
Van de meeste leden van de ATP-afhankelijke chromatineremodelleringseiwitten is aangetoond dat ze nucleosomen herpositioneren of uitzetten of histonvariantuitwisseling op een ATP-afhankelijke manier bemiddelen21,22. Van sommige leden van deze familie is echter niet aangetoond dat ze nucleosomen hermodelleren, bijvoorbeeld SMARCAL1. Hoewel studies hebben aangetoond dat SMARCAL1 associeert met polyteenchromosomen, ontbreekt experimenteel bewijs met betrekking tot het vermogen om nucleosomen te hermodelleren23. Daarom werd gepostuleerd dat SMARCAL1 transcriptie kan reguleren door de conformatie van DNA24 te veranderen. CD-spectroscopie bood een eenvoudige en toegankelijke methode om deze hypothese te valideren.
SMARCAL1 is een ATP-afhankelijk chromatineremodelleringseiwit dat voornamelijk functioneert als een gloeiende helicase25,26,27. Het is gepostuleerd om transcriptie te moduleren door de DNA-conformatie te hermodelleren24. Om deze hypothese te testen, werd de rol van SMARCAL1 bij het reguleren van gentranscriptie tijdens doxorubicine-geïnduceerde DNA-schade bestudeerd. In deze studies werd SMARCAL1 gebruikt voor in vivo analyse en ADAAD voor in vitro assays28,29. Eerdere studies hebben aangetoond dat ADAAD DNA kan herkennen op een structuurafhankelijke maar sequentie-onafhankelijke manier30,31. Het eiwit bindt optimaal aan DNA-moleculen met dubbelstrengs naar enkelstrengs overgangsgebieden, vergelijkbaar met stamlus-DNA, en hydrolyseert ATP 30,31.
In vivo experimenten toonden aan dat SMARCAL1 de expressie van MYC, DROSHA, DGCR8 en DICER reguleert door zich te binden aan de promotorregio’s28,29. Het interactiegebied werd geïdentificeerd door ChIP-experimenten28,29. De ChIP-techniek wordt gebruikt om de interactie van een eiwit met zijn verwante DNA in de cel te analyseren. Het doel is om te bepalen of specifieke eiwitten, zoals transcriptiefactoren op promotors of andere DNA-bindingsplaatsen, gebonden zijn aan specifieke genomische gebieden. Het eiwit gebonden aan DNA wordt eerst verknoopt met behulp van formaldehyde. Dit wordt gevolgd door isolatie van het chromatine. Het geïsoleerde chromatine wordt afgeschoren tot 500 bp-fragmenten door ultrasoonapparaat of nucleasevertering, en het eiwit gebonden aan DNA wordt immunoprecipiteerd met behulp van antilichamen die specifiek zijn voor het eiwit. De cross-linking wordt omgekeerd en het DNA wordt geanalyseerd met behulp van polymerasekettingreactie (PCR) of kwantitatieve real-time PCR.
De ChIP-resultaten leidden tot de hypothese dat SMARCAL1 mogelijk transcriptionele regulatie bemiddelt door een conformatieverandering in de promotorregio’s van deze genen te induceren. QGRS mapper en Mfold software werden gebruikt om het potentieel van deze promotorregio’s te identificeren om secundaire structuren te vormen28,29. QGRS mapper wordt gebruikt voor het voorspellen van G-quadruplexes32, terwijl Mfold33 het vermogen van een sequentie analyseert om secundaire structuren zoals stamlussen te vormen.
Na secundaire structuuranalyse werden verdere in vitro experimenten uitgevoerd met recombinant 6X His-tagged Active DNA-dependent ATPase A Domain (ADAAD), de runderhomologe van SMARCAL1, gezuiverd van Escherichia coli34. ATPase-testen werden uitgevoerd met behulp van ADAAD om vast te stellen dat de geïdentificeerde DNA-sequenties als effectoren konden fungeren28,29. Ten slotte werd CD-spectroscopie uitgevoerd om de conformatieveranderingen te volgen die door ADAAD28,29 in het DNA-molecuul werden geïnduceerd.
Om te bewijzen dat de ATPase-activiteit van het eiwit essentieel was voor het induceren van een conformatieverandering in het DNA-molecuul, werd ofwel ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA) toegevoegd aan chelaat Mg +2 of Active DNA-afhankelijk ATPase A Domain Inhibitor Neomycin (ADAADiN), een specifieke remmer van het SWI / SNF-eiwit, werd toegevoegd35,36 . Deze CD-spectroscopische techniek kan worden gebruikt met elk gezuiverd eiwit dat is aangetoond door ChIP of een andere relevante test om te binden aan een voorspeld genomisch gebied van een promotor.
Protocol
Representative Results
Discussion
Het doel van dit artikel is om de CD-spectroscopietechniek te introduceren als een benadering om de conformatieveranderingen in het DNA te bestuderen in de aanwezigheid van ATP-afhankelijke chromatineremodelleringseiwitten en om deze conformatieveranderingen te koppelen aan genexpressie. CD-spectroscopie biedt een snelle en gemakkelijk toegankelijke methode om de conformationele veranderingen in DNA te bestuderen.
Een cruciaal punt om te overwegen voor deze techniek is de zuiverheid va…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs willen Advanced Instrumentation Research Facility, JNU, bedanken voor de CD spectrofotometer. V.J. en A.D. werden ondersteund door een fellowship van CSIR.
Materials
| 2-Mercaptoethanol | Fisher scientific | O3446I-100 | |
| Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate | Sigmaaldrich | A2383 | |
| CD Quartz Cuvette | STARNA | 21-Q-1 | |
| Chirascan V100 CD spectrometer | Applied Photophysics | Not available | |
| EDTA Disodium Salt Dihydrate | SRL | 43272 | |
| Glutathione Sepharose 4B | GE Healthcare | 17-0756-01 | Glutathione affinity chromatography |
| Hellmanex III cleaning solution | Hellma | 9-307-011-4-507 | |
| L-Lactic Dehydrogenase | Sigmaaldrich | L2625 | |
| Magnesium Acetate Tetrahydrate | Fisher scientific | BP215-500 | |
| Magnesium Chloride Hexahydrate | Fisher scientific | M33-500 | |
| NADH disodium salt | Sigmaaldrich | 10107735001 | |
| Phosphoenolpyruvate Monocyclohexylammonium Salt | SRL | 40083 | |
| Potassium Acetate | Fisher scientific | P178-3 | |
| Pyruvate Kinase | Sigmaaldrich | P1506 | |
| Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous | Fisher scientific | S374-500 | |
| Sodium Phosphate Monobasic Monohydrate | Fisher scientific | S369-500 | |
| Synergy HT microplate reader | BioTek | Not available | |
| Tris Base | Fisher scientific | BP152-500 |
References
- Woody, R. W. Circular dichroism. Methods in Enzymology. 246, 34-71 (1995).
- Kelly, S., Price, N. The Use of Circular Dichroism in the Investigation of Protein Structure and Function. Current Protein & Peptide Science. 1 (4), 349-384 (2000).
- Rodger, A., Marshall, D. Beginners guide to circular dichroism. The Biochemist. 43 (2), 58-64 (2021).
- Greenfield, N. J. Using circular dichroism spectra to estimate protein secondary structure. Nature Protocols. 1 (6), 2876-2890 (2006).
- Kypr, J., Kejnovská, I., Bednářová, K., Vorlíčková, M. Circular Dichroism Spectroscopy of Nucleic Acids. Comprehensive Chiroptical Spectroscopy. , 575-586 (2012).
- Kypr, J., Kejnovska, I., Renciuk, D., Vorlickova, M. Circular dichroism and conformational polymorphism of DNA. Nucleic Acids Research. 37 (6), 1713-1725 (2009).
- Miyahara, T., Nakatsuji, H., Sugiyama, H. Helical Structure and Circular Dichroism Spectra of DNA: A Theoretical Study. The Journal of Physical Chemistry A. 117 (1), 42-55 (2013).
- Khomyakova, E. B. Parallel intramolecular DNA triple helix with G and T bases in the third strand stabilized by Zn2+ ions. Nucleic Acids Research. 28 (18), 3511-3516 (2000).
- Kypr, J., et al. The unusual X-form DNA in oligodeoxynucleotides: dependence of stability on the base sequence and length. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 13 (6), 999-1006 (1996).
- Zohoorian-Abootorabi, T., Sanee, H., Iranfar, H., Saberi, M. R., Chamani, J. Separate and simultaneous binding effects through a non-cooperative behavior between cyclophosphamide hydrochloride and fluoxymesterone upon interaction with human serum albumin: multi-spectroscopic and molecular modeling approaches. Spectrochimica Acta. Part A, Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 88, 177-191 (2012).
- Sharifi-Rad, A., Mehrzad, J., Darroudi, M., Saberi, M. R., Chamani, J. Oil-in-water nanoemulsions comprising Berberine in olive oil: biological activities, binding mechanisms to human serum albumin or holo-transferrin and QMMD simulations. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 39 (3), 1029-1043 (2021).
- Mokaberi, P., Babayan-Mashhadi, F., Amiri Tehrani Zadeh, Z., Saberi, M. R., Chamani, J. Analysis of the interaction behavior between Nano-Curcumin and two human serum proteins: combining spectroscopy and molecular stimulation to understand protein-protein interaction. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 39 (9), 3358-3377 (2021).
- Danesh, N., et al. Determining the binding site and binding affinity of estradiol to human serum albumin and holo-transferrin: fluorescence spectroscopic, isothermal titration calorimetry and molecular modeling approaches. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 36 (7), 1747-1763 (2018).
- Sadeghzadeh, F., et al. Characterizing the binding of angiotensin converting enzyme I inhibitory peptide to human hemoglobin: influence of electromagnetic fields. Protein and Peptide Letters. 27 (10), 1007-1021 (2020).
- Chamani, J., et al. Cooperative alpha-helix formation of beta-lactoglobulin induced by sodium n-alkyl sulfates. Journal of Colloid and Interface Science. 293 (1), 52-60 (2006).
- Dareini, M., et al. A novel view of the separate and simultaneous binding effects of docetaxel and anastrozole with calf thymus DNA: Experimental and in silico approaches. Spectrochimica Acta. Part A, Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 228, 117528 (2020).
- Dehghani Sani, F., et al. Changes in binding affinity between ofloxacin and calf thymus DNA in the presence of histone H1: Spectroscopic and molecular modeling investigations. Journal of Luminescence. 203, 599-608 (2018).
- Hargreaves, D. C., Crabtree, G. R. ATP-dependent chromatin remodeling: genetics, genomics and mechanisms. Cell Research. 21 (3), 396-420 (2011).
- Morettini, S., Podhraski, V., Lusser, A. ATP-dependent chromatin remodeling enzymes and their various roles in cell cycle control. Frontiers in Bioscience: A Journal and Virtual Library. 13, 5522-5532 (2008).
- Flaus, A., Martin, D. M. A., Barton, G. J., Owen-Hughes, T. Identification of multiple distinct Snf2 subfamilies with conserved structural motifs. Nucleic Acids Research. 34 (10), 2887-2905 (2006).
- Flaus, A., Owen-Hughes, T. Mechanisms for ATP-dependent chromatin remodelling: the means to the end. The FEBS Journal. 278 (19), 3579-3595 (2011).
- Mizuguchi, G., et al. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex. Science. 303 (5656), 343-348 (2004).
- Elizondo, L. I., et al. Schimke immuno-osseous dysplasia: SMARCAL1 loss-of-function and phenotypic correlation. Journal of Medical Genetics. 46 (1), 49-59 (2009).
- Baradaran-Heravi, A., et al. SMARCAL1 deficiency predisposes to non-Hodgkin lymphoma and hypersensitivity to genotoxic agents in vivo. American Journal of Medical Genetics. Part A. 158 (9), 2204-2213 (2012).
- Bansal, R., et al. SMARCAL1, the annealing helicase and the transcriptional co-regulator. IUBMB life. 72 (10), 2080-2096 (2020).
- Yusufzai, T., Kadonaga, J. T. HARP is an ATP-driven annealing helicase. Science. 322 (5902), 748-750 (2008).
- Yusufzai, T., Kong, X., Yokomori, K., Kadonaga, J. T. The annealing helicase HARP is recruited to DNA repair sites via an interaction with RPA. Genes & Development. 23 (20), 2400-2404 (2009).
- Patne, K., et al. BRG1 and SMARCAL1 transcriptionally co-regulate DROSHA, DGCR8 and DICER in response to doxorubicin-induced DNA damage. Biochimica et Biophysica Acta. 1860 (9), 936-951 (2017).
- Sharma, T., Bansal, R., Haokip, D. T., Goel, I., Muthuswami, R. SMARCAL1 negatively regulates c-Myc transcription by altering the conformation of the promoter region. Scientific Reports. 5, 17910 (2015).
- Muthuswami, R., Truman, P. A., Mesner, L. D., Hockensmith, J. W. A eukaryotic SWI2/SNF2 domain, an exquisite detector of double-stranded to single-stranded DNA transition elements. The Journal of Biological Chemistry. 275 (11), 7648-7655 (2000).
- Nongkhlaw, M., Dutta, P., Hockensmith, J. W., Komath, S. S., Muthuswami, R. Elucidating the mechanism of DNA-dependent ATP hydrolysis mediated by DNA-dependent ATPase A, a member of the SWI2/SNF2 protein family. Nucleic Acids Research. 37 (10), 3332-3341 (2009).
- Kikin, O., D’Antonio, L., Bagga, P. S. QGRS Mapper: a web-based server for predicting G-quadruplexes in nucleotide sequences. Nucleic Acids Research. 34, 676-682 (2006).
- Zuker, M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction. Nucleic Acids Research. 31 (13), 3406-3415 (2003).
- Gupta, M., et al. Ligand-induced conformation changes drive ATP hydrolysis and function in SMARCAL1. The FEBS Journal. 282 (19), 3841-3859 (2015).
- Dutta, P., et al. Global epigenetic changes induced by SWI2/SNF2 inhibitors characterize neomycin-resistant mammalian cells. PloS One. 7 (11), 49822 (2012).
- Muthuswami, R., et al. Phosphoaminoglycosides inhibit SWI2/SNF2 family DNA-dependent molecular motor domains. Biochemistry. 39 (15), 4358-4365 (2000).
- Gondeau, C. Circular dichroism and UV melting studies on formation of an intramolecular triplex containing parallel T*A:T and G*G:C triplets: netropsin complexation with the triplex. Nucleic Acids Research. 26 (21), 4996-5003 (1998).
- Nongkhlaw, M., Gupta, M., Komath, S. S., Muthuswami, R. Motifs Q and I are required for ATP hydrolysis but not for ATP binding in SWI2/SNF2 proteins. Biochemistry. 51 (18), 3711-3722 (2012).
- Luchnik, A. N. DNA conformational transitions induced by supercoiling control transcription in chromatin. Gene Regulation and Systems Biology. 8, 89-96 (2014).
- Siddiqui-Jain, A., Grand, C. L., Bearss, D. J., Hurley, L. H. Direct evidence for a G-quadruplex in a promoter region and its targeting with a small molecule to repress c-MYC transcription. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (18), 11593-11598 (2002).
- Uribe, D. J., Guo, K., Shin, Y. -. J., Sun, D. Heterogeneous nuclear ribonucleoprotein K and nucleolin as transcriptional activators of the vascular endothelial growth factor promoter through interaction with secondary DNA structures. Biochemistry. 50 (18), 3796-3806 (2011).
- Young, S. L., Krawczyk, S. H., Matteucci, M. D., Toole, J. J. Triple helix formation inhibits transcription elongation in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (22), 10023-10026 (1991).
- Dürr, H., Flaus, A., Owen-Hughes, T., Hopfner, K. -. P. Snf2 family ATPases and DExx box helicases: differences and unifying concepts from high-resolution crystal structures. Nucleic Acids Research. 34 (15), 4160-4167 (2006).
