DNA-Protein Etkileşimlerini İncelemek için CD Spektroskopisi
Summary
ATP’ye bağımlı kromatin remodeler’in DNA ligand ile etkileşimi CD spektroskopisi kullanılarak açıklanmaktadır. Üretilen zirveler tarafından analiz edilen bir gen promotöründeki indüklenen konformasyon değişiklikleri transkripsiyonal regülasyon mekanizmasını anlamak için kullanılabilir.
Abstract
Dairesel dikroizm (CD) spektroskopisi, biyomoleküllerin ikincil yapısını ve etkileşimlerini araştırmak için basit ve kullanışlı bir yöntemdir. CD spektroskopislerindeki son gelişmeler, transkripsiyonel regülasyonun daha iyi anlaşılması için DNA-protein etkileşimlerinin ve DNA’nın konformasyonel dinamiklerinin farklı mikroçevrimlerde ayrıntılı olarak incelenmesini sağlamaktadır. Transkripsiyonun gerçekleşmesi için potansiyel bir transkripsiyon bölgesinin etrafındaki alanın çözilmesi gerekir. Bu, histon modifikasyonlarının koordinasyonunu, transkripsiyon faktörünün DNA’ya bağlanmasını ve diğer kromatin yeniden şekillendirme faaliyetlerini gerektiren karmaşık bir süreçtir. CD spektroskopisi kullanılarak, transkripsiyonu teşvik etmek için ATP’ye bağımlı kromatin remodelerleri gibi düzenleyici proteinlerin neden olduğu promotör bölgesindeki konformasyonsal değişiklikleri incelemek mümkündür. Proteinde meydana gelen konformasyon değişiklikleri de izlenebilir. Ek olarak, proteinin hedef DNA’sına ve dizi özgüllüğüne olan benzeşimi ile ilgili sorgular, hedef DNA’daki mutasyonlar dahil edilerek ele alınabilir. Kısacası, bu hassas ve ucuz yöntemin benzersiz anlayışı kromatin dinamiklerindeki değişiklikleri tahmin edebilir, böylece transkripsiyonel düzenleme anlayışını geliştirebilir.
Introduction
Dairesel dikroizm (CD), sağ elini kullanan ve solak dairesel polarize ışığın diferansiyel emilimine yol açan biyolojik makromoleküllerin doğal chiralitesine dayanan spektroskopik bir tekniktir. Bu diferansiyel emilim dairesel dikroizm olarak bilinir. Bu nedenle teknik, her ikisi de chiral merkezleri içeren proteinler ve DNA gibi biyolojik makromoleküllerin konformasyonunu tanımlamak için kullanılabilir1,2.
Elektromanyetik dalgalar hem elektrik hem de manyetik bileşenler içerir. Hem elektriksel hem de manyetik alanlar dalga yayılma yönüne dik olarak salınır. Kutuplaşmamış ışık durumunda, bu alanlar birçok yönde salınır. Işık dairesel olarak polarize edildiğinde, birbirine 90° faz farkıyla iki elektromanyetik alan elde edilir. Chiral molekülleri dairesel optik dönüş (birefringence) gösterir, böylece sağ elle dairesel polarize ışığı ve solak dairesel polarize ışığı farklı derecelerde emerler3. Elde edilen elektrik alanı, dalga boyunun bir işlevi olan elips olarak izlenecektir. CD spektrumu böylece eliptiklik (q) olarak kaydedilir ve veriler dalga boyunun bir işlevi olarak Ortalama Kalıntı Eliptikliği olarak sunulur.
Proteinler söz konusu olduğunda, amino asitlerin Cα’ları (glisine hariç) chiral’dır ve bu makromolekül4’ün ikincil yapısını belirlemek için CD spektroskopisi ile yararlanılmıştır. Protein moleküllerinin CD spektrumları tipik olarak Uzak UV aralığında kaydedilir. α-sarmal proteinler 222 nm ve 208 nm’de iki negatif bant ve 193 nm4’te bir pozitif zirveye sahiptir. Anti-paralel β yaprak ikincil yapıya sahip proteinler 218 nm’de negatif bir zirve ve 195 nm4’te pozitif bir zirve gösterir. Düzensiz yapılara sahip proteinler 210 nm’ye yakın düşük eliptiklik ve 195 nm4’te negatif bir zirve gösterir. Bu nedenle, farklı ikincil yapılar için iyi tanımlanmış tepe / bantlar, CD’yi denatürasyon ve ligand bağlama sırasında proteinlerin ikincil yapısında meydana gelen konformasyonel değişiklikleri aydınlatmak için uygun bir araç haline getirir.
Nükleik asitlerin üç tane chirality kaynağı vardır: şeker molekülü, ikincil yapının helitesi ve ortamdaKI DNA’nın uzun menzilli üçüncül sırası5,6. Nükleik asitlerin CD spektrumları tipik olarak 190 ila 300 nm aralığında kaydedilir5,6. DNA’nın her uyumu, tıpkı proteinler gibi karakteristik bir spektrum sağlar, ancak tepeler / bantlar çözücü koşullar ve DNA dizilerindeki farklılıklar nedeniyle bir dereceye kadar değişebilir7. En yaygın form olan B-DNA, 260-280 nm civarında pozitif bir zirve ve 245 nm6 civarında negatif bir tepe ile karakterizedir. B formu DNA’sının zirveleri/bantları genellikle küçüktür, çünkü baz çiftleri çift sarmala diktir ve moleküle zayıf bir chirality tanır. A-DNA 260 nm’de baskın pozitif zirve ve 210 nm6 civarında negatif bir zirve verir. Solak sarmal olan Z-DNA, 290 nm’de negatif bir bant ve 260 nm6 civarında pozitif bir zirve sağlar. Bu DNA aynı zamanda 205 nm6’da son derece negatif bir zirve verir.
Bu konformasyonlara ek olarak, DNA tripleksler, dört yönlüler ve saç tokaları da oluşturabilir ve bunların hepsi CD spektroskopisi ile ayırt edilebilir. Paralel G-quadruplex 260 nm’de baskın pozitif bant verirken, paralel karşıtı G-quadruplex 260 nm’de negatif bir bant ve 290 nm’de pozitif bir zirve vererek iki dört yönlü yapı biçimini ayırt etmeyi kolaylaştırır6. Tripleks karakteristik bir spektrum vermez8. Örneğin, Na+ varlığında G.G.C ve T.A.T baz çiftlerini içeren intramoleküler üçlü sarmal oluşturma potansiyeline sahip 36 nükleotid uzunluğundaki DNA’nın spektrumu 240 nm’de güçlü bir negatif bant ve geniş bir pozitif zirve göstermektedir. Geniş pozitif zirve 266, 273 ve 286 nm’de katkıları göstermektedir. Na+ ve Zn+‘nın varlığında aynı oligonükleotid dört negatif bant (213, 238, 266 ve 282 nm) ve 258 nm’de pozitif bir zirve gösterir. Bu nedenle, tripleks DNA tayfı tuz koşullarına bağlı olarak değişebilir8.
Bu konformasyonlara ek olarak, CD spektrası X-DNA adı verilen başka bir DNA formunun tanımlanmasını sağlamış. DNA dizisi alternatif adenin ve timin kalıntıları içerdiğinde X-DNA oluşur. X-DNA’nın CD spektrumları 250 ve 280 nm’de iki negatif tepe içerir. X-DNA hakkında çok az bilgi mevcuttur, ancak pozitif supercoiling için bir lavabo işlevi görebilmiştir6,9. CD spektrumlarındaki değişiklikler ligand-protein etkileşimleri hakkında da ayrıntıları ortaya getirebilir ve bu nedenle, ilaç-protein etkileşimlerini tespit etmek için moleküler yöntemlerin cephaneliğine eklenmiştir10,11,12,13,14. CD spektrumları, katlama işlemi sırasında proteinlerin ikincil yapısındaki değişiklikleri izlemek için de kullanılmıştır15. Benzer şekilde, CD spektrumları ligand-DNA etkileşimlerini yoklamada da kullanılabilir16,17.
Cd spektroskopisi, bu nedenle, çok ucuz olmayan ekipman ve yazılımlara erişim olması koşuluyla, farklı DNA uyum biçimlerini ayırt etmek için kolay ve ucuz bir yöntemdir. Yöntem son derece hassas ve hızlıdır. Sadece az miktarda DNA gerektirir, bu da ona alternatif nükleer manyetik rezonans (NMR) spektroskopi tekniği üzerinde bir avantaj sağlar. Ligandlar ve substratlar ile titrasyonların yapılması da kolaydır. En büyük kısıtlama DNA’nın son derece saf olması gerektiğidir. Poliakrilamid jel elektroforez (PAGE) saflaştırılmış DNA kullanılması tavsiye edilir.
CD spektrası tarafından elde edilen bilgiler esas olarak protein yapısal özelliklerini çıkarmak ve farklı DNA uyumlularını tanımlamak için kullanılmıştır. Bu çalışmada CD spektrası, in vivo Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) deneyinden elde edilen sonuçları entegre etmek için, ilgi proteininin /tahmin edilen transkripsiyon faktörünün efektör genlerinin promotör bölgesinde konformasyonsal bir değişiklik getirip getirmeyeceğini ortaya çıkarmak için kullanılmıştır. Bu işbirliği, bir organizatörün transkripsiyon başlangıç sitesi (TSS) üzerinde ve çevresinde öngörülen transkripsiyon faktörü tarafından transkripsiyon düzenleme mekanizmasını tahmin ederek geleneksel CD spektroskopik tekniklerinin ilerlemesine yardımcı olur.
Kromatin remodeling, sıkıca paketlenmiş kromatin transkripsiyon faktörleri, DNA replikasyonu bileşenleri veya hasar onarım proteinleri gibi çeşitli düzenleyici faktörler için erişilebilir hale getirerek DNA metabolik süreçlerini düzenlediği bilinen iyi tanımlanmış bir mekanizmadır. SWI/SNF protein ailesi olarak da bilinen ATP’ye bağımlı kromatin remodelerleri, ökaryotik hücrelerde bulunan anahtar remodeler proteinlerdir18,19. Filogenetik kümeleme, SWI/SNF protein ailesini 6 alt gruba ayırmıştır20: Snf2 benzeri, Swr1 benzeri, SSO1653 benzeri, Rad54 benzeri, Rad5/16 benzeri ve uzak. Bu çalışmada ilgi çekici protein olan SMARCAL1, uzak alt gruba aittir20. Bu protein, CD spektroskopisi kullanılarak transkripsiyonal regülasyon şeklini araştırmak için kullanılmıştır.
ATP’ye bağımlı kromatin remodeling proteinlerinin üyelerinin çoğunun nükleozomları yeniden konumlandırdığı veya tahliye ettiği veya histone varyant değişimine ATP’ye bağımlı bir şekilde aracılık ettiği gösterilmiştir21,22. Ancak, bu ailenin bazı üyelerinin nükleozomları yeniden şekillendirdiği gösterilmemiştir, örneğin SMARCAL1. Çalışmalar SMARCAL1’in politen kromozomlarla ilişkili olduğunu göstermiş olsa da, nükleozomları yeniden şekillendirme yeteneğine ilişkin deneysel kanıtlar eksiktir23. Bu nedenle, SMARCAL1’in DNA24 konformasyonunu değiştirerek transkripsiyon düzenleyebileceği ileri sürüldü. CD spektroskopisi, bu hipotezi doğrulamak için kolay ve erişilebilir bir yöntem sağladı.
SMARCAL1, öncelikle tavlama helicase25,26,27 olarak işlev gören atp bağımlı kromatin remodeling proteinidir. DNA konformasyonunu yeniden şekillendirerek transkripsiyonu modüle etmek için postülasyon edilmiştir24. Bu hipotezi test etmek için, doksrubisin kaynaklı DNA hasarı sırasında gen transkripsiyonunun düzenlenmesinde SMARCAL1’in rolü incelenmiştir. Bu çalışmalarda in vivo analiz için SMARCAL1, in vitro tahliller için ADAAD kullanılmıştır28,29. Önceki çalışmalar ADAAD’ın DNA’yı yapıya bağımlı ancak diziden bağımsız bir şekilde tanıyabileceğini göstermiştir30,31. Protein, kök döngü DNA’sına benzer şekilde tek iplikli geçiş bölgelerine çift iplikli dna moleküllerine en uygun şekilde bağlanır ve ATP 30,31’i hidroller.
In vivo deneyler, SMARCAL1’in organizatör bölgelerine bağlanarak MYC, DROSHA, DGCR8 ve DICER’ın ifadesini düzenlediğini gösterdi28,29. Etkileşim bölgesi ChIP deneyleri ile belirlendi28,29. ChIP tekniği, bir proteinin hücre içindeki konyak DNA’sı ile etkileşimini analiz etmek için kullanılır. Amacı, organizatörler veya diğer DNA bağlama bölgelerindeki transkripsiyon faktörleri gibi belirli proteinlerin belirli genomik alanlara bağlı olup olmadığını belirlemektir. DNA’ya bağlı protein ilk olarak formaldehit kullanılarak çapraz bağlanır. Bunu kromatin izolasyonu takip ediyor. İzole kromatin, sonikasyon veya nükleaz sindirimi ile 500 bp parçaya yamaçlanır ve DNA’ya bağlı protein, proteine özgü antikorlar kullanılarak bağışıklık sistemine bağlıdır. Çapraz bağlama tersine çevrilir ve DNA polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) veya nicel gerçek zamanlı PCR kullanılarak analiz edilir.
ChIP sonuçları, SMARCAL1’in bu genlerin promotör bölgelerinde konformasyonel bir değişiklik yaratarak transkripsiyonel düzenlemeye aracılık ettiği hipotezine yol açtı. QGRS haritalayıcı ve Mfold yazılımı, bu organizatör bölgelerinin ikincil yapılar oluşturma potansiyelini belirlemek için kullanıldı28,29. QGRS eşleyici G-quadruplexes32’yi tahmin etmek için kullanılırken, Mfold33 bir sıranın kök döngüler gibi ikincil yapılar oluşturma yeteneğini analiz eder.
İkincil yapı analizinden sonra, Escherichia coli34’ten arındırılmış SMARCAL1’in sığır homologu olan rekombinant 6X His etiketli Aktif DNA’ya bağımlı ATPase A Domain (ADAAD) ile daha fazla in vitro deney yapıldı. ATPase tahlilleri ADAAD kullanılarak gerçekleştirildi ve tanımlanan DNA dizilerinin efektör olarak işlev görebileceğini belirledi28,29. Son olarak ADAAD28,29 tarafından DNA molekülünde indüklenen konformasyon değişikliklerinin izlenmesi için CD spektroskopisi yapıldı.
Proteinin ATPase aktivitesinin DNA molekülünde konformasyonel bir değişime neden olmak için gerekli olduğunu kanıtlamak için, şelat Mg +2’ye etilenediamin tetraasetik asit (EDTA) veya SWI/SNF proteininin spesifik bir inhibitörü olan Aktif DNA’ya bağımlı ATPase A Domain Inhibitörü Neomycin (ADAADiN) eklendi35.36 . Bu CD spektroskopik tekniği, chIP veya diğer ilgili testlerle bir organizatörün tahmin edilen genomik bölgesine bağlanmak için gösterilen herhangi bir saflaştırılmış proteinle kullanılabilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu makalenin amacı, ATP’ye bağımlı kromatin remodeling proteinlerinin varlığında DNA’da meydana gelen konformasyonsal değişiklikleri incelemek ve bu konformasyonsal değişiklikleri gen ekspresyona bağlamak için bir yaklaşım olarak CD spektroskopi tekniğini tanıtmaktır. CD spektroskopisi, DNA’daki konformasyon değişikliklerini incelemek için hızlı ve kolay erişilebilir bir yöntem sağlar.
Bu teknik için dikkat edilmesi gereken önemli bir nokta DNA ve proteinin …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Yazarlar CD spektrofotometresi için JNU İleri Enstrümantasyon Araştırma Tesisi’ne teşekkür eder. V.J. ve A.D. CSIR’den bir bursla desteklendi.
Materials
| 2-Mercaptoethanol | Fisher scientific | O3446I-100 | |
| Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate | Sigmaaldrich | A2383 | |
| CD Quartz Cuvette | STARNA | 21-Q-1 | |
| Chirascan V100 CD spectrometer | Applied Photophysics | Not available | |
| EDTA Disodium Salt Dihydrate | SRL | 43272 | |
| Glutathione Sepharose 4B | GE Healthcare | 17-0756-01 | Glutathione affinity chromatography |
| Hellmanex III cleaning solution | Hellma | 9-307-011-4-507 | |
| L-Lactic Dehydrogenase | Sigmaaldrich | L2625 | |
| Magnesium Acetate Tetrahydrate | Fisher scientific | BP215-500 | |
| Magnesium Chloride Hexahydrate | Fisher scientific | M33-500 | |
| NADH disodium salt | Sigmaaldrich | 10107735001 | |
| Phosphoenolpyruvate Monocyclohexylammonium Salt | SRL | 40083 | |
| Potassium Acetate | Fisher scientific | P178-3 | |
| Pyruvate Kinase | Sigmaaldrich | P1506 | |
| Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous | Fisher scientific | S374-500 | |
| Sodium Phosphate Monobasic Monohydrate | Fisher scientific | S369-500 | |
| Synergy HT microplate reader | BioTek | Not available | |
| Tris Base | Fisher scientific | BP152-500 |
References
- Woody, R. W. Circular dichroism. Methods in Enzymology. 246, 34-71 (1995).
- Kelly, S., Price, N. The Use of Circular Dichroism in the Investigation of Protein Structure and Function. Current Protein & Peptide Science. 1 (4), 349-384 (2000).
- Rodger, A., Marshall, D. Beginners guide to circular dichroism. The Biochemist. 43 (2), 58-64 (2021).
- Greenfield, N. J. Using circular dichroism spectra to estimate protein secondary structure. Nature Protocols. 1 (6), 2876-2890 (2006).
- Kypr, J., Kejnovská, I., Bednářová, K., Vorlíčková, M. Circular Dichroism Spectroscopy of Nucleic Acids. Comprehensive Chiroptical Spectroscopy. , 575-586 (2012).
- Kypr, J., Kejnovska, I., Renciuk, D., Vorlickova, M. Circular dichroism and conformational polymorphism of DNA. Nucleic Acids Research. 37 (6), 1713-1725 (2009).
- Miyahara, T., Nakatsuji, H., Sugiyama, H. Helical Structure and Circular Dichroism Spectra of DNA: A Theoretical Study. The Journal of Physical Chemistry A. 117 (1), 42-55 (2013).
- Khomyakova, E. B. Parallel intramolecular DNA triple helix with G and T bases in the third strand stabilized by Zn2+ ions. Nucleic Acids Research. 28 (18), 3511-3516 (2000).
- Kypr, J., et al. The unusual X-form DNA in oligodeoxynucleotides: dependence of stability on the base sequence and length. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 13 (6), 999-1006 (1996).
- Zohoorian-Abootorabi, T., Sanee, H., Iranfar, H., Saberi, M. R., Chamani, J. Separate and simultaneous binding effects through a non-cooperative behavior between cyclophosphamide hydrochloride and fluoxymesterone upon interaction with human serum albumin: multi-spectroscopic and molecular modeling approaches. Spectrochimica Acta. Part A, Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 88, 177-191 (2012).
- Sharifi-Rad, A., Mehrzad, J., Darroudi, M., Saberi, M. R., Chamani, J. Oil-in-water nanoemulsions comprising Berberine in olive oil: biological activities, binding mechanisms to human serum albumin or holo-transferrin and QMMD simulations. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 39 (3), 1029-1043 (2021).
- Mokaberi, P., Babayan-Mashhadi, F., Amiri Tehrani Zadeh, Z., Saberi, M. R., Chamani, J. Analysis of the interaction behavior between Nano-Curcumin and two human serum proteins: combining spectroscopy and molecular stimulation to understand protein-protein interaction. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 39 (9), 3358-3377 (2021).
- Danesh, N., et al. Determining the binding site and binding affinity of estradiol to human serum albumin and holo-transferrin: fluorescence spectroscopic, isothermal titration calorimetry and molecular modeling approaches. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics. 36 (7), 1747-1763 (2018).
- Sadeghzadeh, F., et al. Characterizing the binding of angiotensin converting enzyme I inhibitory peptide to human hemoglobin: influence of electromagnetic fields. Protein and Peptide Letters. 27 (10), 1007-1021 (2020).
- Chamani, J., et al. Cooperative alpha-helix formation of beta-lactoglobulin induced by sodium n-alkyl sulfates. Journal of Colloid and Interface Science. 293 (1), 52-60 (2006).
- Dareini, M., et al. A novel view of the separate and simultaneous binding effects of docetaxel and anastrozole with calf thymus DNA: Experimental and in silico approaches. Spectrochimica Acta. Part A, Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 228, 117528 (2020).
- Dehghani Sani, F., et al. Changes in binding affinity between ofloxacin and calf thymus DNA in the presence of histone H1: Spectroscopic and molecular modeling investigations. Journal of Luminescence. 203, 599-608 (2018).
- Hargreaves, D. C., Crabtree, G. R. ATP-dependent chromatin remodeling: genetics, genomics and mechanisms. Cell Research. 21 (3), 396-420 (2011).
- Morettini, S., Podhraski, V., Lusser, A. ATP-dependent chromatin remodeling enzymes and their various roles in cell cycle control. Frontiers in Bioscience: A Journal and Virtual Library. 13, 5522-5532 (2008).
- Flaus, A., Martin, D. M. A., Barton, G. J., Owen-Hughes, T. Identification of multiple distinct Snf2 subfamilies with conserved structural motifs. Nucleic Acids Research. 34 (10), 2887-2905 (2006).
- Flaus, A., Owen-Hughes, T. Mechanisms for ATP-dependent chromatin remodelling: the means to the end. The FEBS Journal. 278 (19), 3579-3595 (2011).
- Mizuguchi, G., et al. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex. Science. 303 (5656), 343-348 (2004).
- Elizondo, L. I., et al. Schimke immuno-osseous dysplasia: SMARCAL1 loss-of-function and phenotypic correlation. Journal of Medical Genetics. 46 (1), 49-59 (2009).
- Baradaran-Heravi, A., et al. SMARCAL1 deficiency predisposes to non-Hodgkin lymphoma and hypersensitivity to genotoxic agents in vivo. American Journal of Medical Genetics. Part A. 158 (9), 2204-2213 (2012).
- Bansal, R., et al. SMARCAL1, the annealing helicase and the transcriptional co-regulator. IUBMB life. 72 (10), 2080-2096 (2020).
- Yusufzai, T., Kadonaga, J. T. HARP is an ATP-driven annealing helicase. Science. 322 (5902), 748-750 (2008).
- Yusufzai, T., Kong, X., Yokomori, K., Kadonaga, J. T. The annealing helicase HARP is recruited to DNA repair sites via an interaction with RPA. Genes & Development. 23 (20), 2400-2404 (2009).
- Patne, K., et al. BRG1 and SMARCAL1 transcriptionally co-regulate DROSHA, DGCR8 and DICER in response to doxorubicin-induced DNA damage. Biochimica et Biophysica Acta. 1860 (9), 936-951 (2017).
- Sharma, T., Bansal, R., Haokip, D. T., Goel, I., Muthuswami, R. SMARCAL1 negatively regulates c-Myc transcription by altering the conformation of the promoter region. Scientific Reports. 5, 17910 (2015).
- Muthuswami, R., Truman, P. A., Mesner, L. D., Hockensmith, J. W. A eukaryotic SWI2/SNF2 domain, an exquisite detector of double-stranded to single-stranded DNA transition elements. The Journal of Biological Chemistry. 275 (11), 7648-7655 (2000).
- Nongkhlaw, M., Dutta, P., Hockensmith, J. W., Komath, S. S., Muthuswami, R. Elucidating the mechanism of DNA-dependent ATP hydrolysis mediated by DNA-dependent ATPase A, a member of the SWI2/SNF2 protein family. Nucleic Acids Research. 37 (10), 3332-3341 (2009).
- Kikin, O., D’Antonio, L., Bagga, P. S. QGRS Mapper: a web-based server for predicting G-quadruplexes in nucleotide sequences. Nucleic Acids Research. 34, 676-682 (2006).
- Zuker, M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction. Nucleic Acids Research. 31 (13), 3406-3415 (2003).
- Gupta, M., et al. Ligand-induced conformation changes drive ATP hydrolysis and function in SMARCAL1. The FEBS Journal. 282 (19), 3841-3859 (2015).
- Dutta, P., et al. Global epigenetic changes induced by SWI2/SNF2 inhibitors characterize neomycin-resistant mammalian cells. PloS One. 7 (11), 49822 (2012).
- Muthuswami, R., et al. Phosphoaminoglycosides inhibit SWI2/SNF2 family DNA-dependent molecular motor domains. Biochemistry. 39 (15), 4358-4365 (2000).
- Gondeau, C. Circular dichroism and UV melting studies on formation of an intramolecular triplex containing parallel T*A:T and G*G:C triplets: netropsin complexation with the triplex. Nucleic Acids Research. 26 (21), 4996-5003 (1998).
- Nongkhlaw, M., Gupta, M., Komath, S. S., Muthuswami, R. Motifs Q and I are required for ATP hydrolysis but not for ATP binding in SWI2/SNF2 proteins. Biochemistry. 51 (18), 3711-3722 (2012).
- Luchnik, A. N. DNA conformational transitions induced by supercoiling control transcription in chromatin. Gene Regulation and Systems Biology. 8, 89-96 (2014).
- Siddiqui-Jain, A., Grand, C. L., Bearss, D. J., Hurley, L. H. Direct evidence for a G-quadruplex in a promoter region and its targeting with a small molecule to repress c-MYC transcription. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (18), 11593-11598 (2002).
- Uribe, D. J., Guo, K., Shin, Y. -. J., Sun, D. Heterogeneous nuclear ribonucleoprotein K and nucleolin as transcriptional activators of the vascular endothelial growth factor promoter through interaction with secondary DNA structures. Biochemistry. 50 (18), 3796-3806 (2011).
- Young, S. L., Krawczyk, S. H., Matteucci, M. D., Toole, J. J. Triple helix formation inhibits transcription elongation in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (22), 10023-10026 (1991).
- Dürr, H., Flaus, A., Owen-Hughes, T., Hopfner, K. -. P. Snf2 family ATPases and DExx box helicases: differences and unifying concepts from high-resolution crystal structures. Nucleic Acids Research. 34 (15), 4160-4167 (2006).
