Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Модель аневризмы брюшной аорты мыши, индуцированная периваскулярным применением эластазы

Published: February 11, 2022 doi: 10.3791/63608
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1
1Department of Internal Medicine, Frankel Cardiovascular Center, University of Michigan, Ann Arbor

Summary

Настоящий протокол описывает стандартизированный хирургический метод для модели ААА, индуцированной эластазой, путем прямого применения эластазы к адвентициям инфраренальной брюшной аорты у мышей.

Abstract

Аневризма брюшной аорты (ААА), хотя в основном бессимптомная, потенциально опасна для жизни, поскольку разрыв ААА обычно имеет разрушительный результат. В настоящее время существует несколько различных экспериментальных моделей ААА, каждая из которых подчеркивает отдельный аспект патогенеза ААА. Модель ААА, индуцированная эластазой, является второй наиболее используемой моделью ААА грызунов. Эта модель включает прямую инфузию или применение эластазы поджелудочной железы свиней (СИЗ) к инфраренальному сегменту аорты. Из-за технических проблем большинство моделей ААА, индуцированных эластазой, в настоящее время выполняется с внешним применением, а не с внутрипросветной инфузией СИЗ. Инфильтрация эластазы вызовет деградацию эластических ламелей в медиальных слоях, что приведет к потере целостности стенки аорты и последующему расширению брюшной аорты. Однако одним из недостатков модели ААА, индуцированной эластазой, является неизбежное изменение способа проведения операции. В частности, хирургическая техника выделения инфраренального сегмента аорты, материал, используемый для обертывания аорты и инкубации СИЗ, ферментативная активность СИЗ и продолжительность применения СИЗ могут быть важными детерминантами, которые влияют на возможную скорость образования ААА и диаметр аневризмы. Примечательно, что разница в этих факторах из различных исследований ААА может привести к проблемам воспроизводимости. В этой статье подробно описан хирургический процесс модели ААА, индуцированной эластазой, путем прямого применения СИЗ к адвентиции инфраренальной брюшной аорты у мыши. После этой процедуры достижима стабильная скорость образования ААА около 80% у самцов и самок мышей. Согласованность и воспроизводимость исследований ААА с использованием модели ААА, индуцированной эластазой, может быть значительно улучшена путем установления стандартной хирургической процедуры.

Introduction

Аневризма брюшной аорты (ААА) определяется как сегментарная дилатация брюшной аорты с увеличением диаметра сосуда1 по меньшей мере на 50%. ААА потенциально смертельна, так как разрыв может привести к чрезвычайно высокому уровню смертности, даже при вмешательстве 2,3,4. Сообщалось, что ААА несет ответственность примерно за 13 000 смертей в год в США, что делает его10-й ведущей причиной смерти 1,5.

Патогенез ААА еще не до конца изучен 6,7,8. Для исследования молекулярного механизма ААА и тестирования потенциальных терапевтических мишеней было создано несколько экспериментальных моделей ААА 9,10. Модели Грызунов ААА включают модели эластазы, хлорида кальция, ангиотензина II и ксенотрансплантата, среди которых модель ААА, индуцированная эластазой, является второй наиболее используемой моделью 10,11,12,13,14,15,16,17. Эта модель включает прямую инфузию или применение эластазы поджелудочной железы свиней (СИЗ) к инфраренальному сегменту аорты. Проникновение эластазы в медиальный слой аорты вызовет деградацию эластичных ламелей и инфильтрацию воспалительных клеток, что приведет к потере целостности стенки аорты и последующему расширению брюшной аорты 7,18. Модель ААА, индуцированная эластазой, была впервые представлена Anidjar et al. в 1990 году с использованием крыс, у которых изолированный сегмент аорты был перфузирован эластазой17. Позже, в 2012 году, Bhamidipati et al.19 сообщили о модифицированной модели, использующей периадвентициальное применение СИЗ. В настоящее время большинство операций по модели ААА, индуцированной эластазой, вдохновлены группой Бхамидипати и выполняются с внешним применением, а не внутрипросветной перфузией СИЗ. Хотя внешнее применение имеет меньше требований к тонким хирургическим навыкам, уровень заболеваемости ААА относительно ниже и размер несколько меньше, чем у внутрипросветной перфузии11,19.

Несмотря на то, что модель ААА широко используется в исследованиях ААА, индуцированная эластазой, обладает определенными ограничениями. Одним из предостережений этой модели являются неизбежные вариации того, как выполняется операция, что может привести к проблеме воспроизводимости. Например, в хирургической процедуре может существовать различие в отношении того, как изолирован инфраренальный сегмент аорты и какая часть сегмента выбрана для применения СИЗ среди различных лабораторий. Ферментативная активность СИЗ и продолжительность инкубации СИЗ также могут варьироваться. Все они, однако, являются существенными детерминантами, которые влияют на конечную скорость образования ААА и диаметр аневризмы. Изменение этих критических детерминант делает сравнение данных исследований ААА из разных групп с использованием этой модели очень трудным. Поэтому стандартизированная хирургическая процедура необходима в качестве инструмента для получения сопоставимых результатов от различных учреждений.

В этой статье описывается стандартизированный хирургический протокол для модели ААА, индуцированной эластазой, путем прямого применения СИЗ к адвентициям инфраренальной брюшной аорты у мышей. Также будут обсуждаться подробности о хирургическом материале и процедурах, необходимых для успешной и надежной генерации ААА у мышей, использующих эту модель.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Протоколы для животных были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Мичиганского университета (PRO00010092). Для экспериментов использовались самцы и самки мышей дикого типа C57BL/6J (WT), возраст ~ 7 недель.

1. Подготовка животных

  1. Кормите мышей стандартной диетой чау-чау (см. Таблицу материалов) до и после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Можно использовать различные штаммы и возраст мышей. Тем не менее, возраст в диапазоне от 5,5 до 12 недель рекомендуется для достижения максимального уровня заболеваемости.
  2. Каждой мышке вводят 5 мг/кг карпрофена подкожно за 30 мин до индукции анестезии.
  3. Через 30 мин вводят 100 мг/кг кетамина и 5 мг/кг ксилазина через внутрибрюшинную инъекцию, чтобы вызвать анестезию.

2. Подготовка к операции

  1. Подготовьте хирургический материал.
    1. Нарежьте нитриловые перчатки полосками размером 4 см х 4 мм. Разрежьте ватные диски на кусочки по размеру 3 см х 2 мм. Автоклавируйте их с другими хирургическими инструментами, включая хирургические ножницы, тканевые щипцы и гемостаты Halsted-Mosquito (см. Таблицу материалов).
  2. Поместите мышь в положение лежа на спине на стерильной абсорбирующей подушечке. Обездвижить передние и задние лапы хирургическим скотчем.
  3. Используйте аппликаторы с ватными наконечниками (см. Таблицу материалов), чтобы расчесать лосьон для удаления волос над средней и нижней частью живота, а затем смазать область хирургической марлей для удаления волос.
  4. Продезинфицируйте хирургическую область не менее трех раз круговыми движениями с чередованием применений 70% спирта и скраба на основе йода или хлоргексида. Дайте высохнуть.

3. Хирургическая процедура

  1. Выполните следующие действия для доступа к брюшной полости.
    1. Проверьте мышь на отсутствие реакции на защемление пальца ноги перед разрезом кожи.
    2. Сделайте продольный разрез 2,5 см на коже по средней линии средней и нижней части живота хирургическими ножницами.
    3. Осторожно подтяните нижележащую мышцу и сделайте продольный разрез 2,5 см вдоль linea alba для доступа к брюшной полости.
  2. Обнажают брюшную аорту.
    1. Используйте смачиваемые аппликаторы с хлопковыми наконечниками, чтобы переместить кишечник и желудок в правую сторону мыши.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В идеале это обнажит инфраренальный сегмент аорты. Если аорту трудно локализовать, правая почка и правая почечная артерия могут идентифицировать аорту (так как правая почка имеет немного более низкое анатомическое расположение, чем левая почка).
    2. Используйте щипцы, чтобы аккуратно удалить соединительную ткань, покрывающую брюшную аорту и нижнюю полую вену (IVC).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Брюшная аорта и IVC содержатся в одной оболочке сосуда. Нет необходимости удалять всю соединительную ткань, так как полное удаление увеличит риск повреждения этих двух сосудов.
    3. Используйте щипцы, чтобы аккуратно рассечь заднюю сторону брюшной аорты и IVC от нижележащих мышц.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Кончики щипцов должны входить в заднюю сторону оболочки поперечно и создавать отверстие в фасции, которое соединяет оболочку с нижележащими мышцами. Как только отверстие сделано, увеличьте его размер, медленно отпуская щипцы.
    4. Поместите кусок полосы перчаток размером 4 см х 4 мм (как упоминалось ранее, шаг 2.1.1) через заднюю сторону брюшной аорты и IVC, затем выпрямите полосу. Поместите полосу ~ 0,5 см от правой почечной артерии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что отверстие достаточно большое, чтобы окружающая фасция не скручивала полосу.
    5. Над полосой поместите кусок ватного диска размером 3 см х 2 мм через заднюю сторону брюшной аорты и IVC, затем выпрямите ватный диск.
  3. Инкубируют эластазу.
    1. Используйте пипетку, чтобы капнуть 30 мкл свиной поджелудочной эластазы (общая ферментативная активность 1,8 единицы, см. Таблица материалов) на сегмент аорты над ватным диском, затем обернуть ватный диск и полоску вокруг аорты и IVC. Промыть кусочек марли размером 10 см х 10 см стерильным 0,9% физиологическим раствором и поместить его на брюшко.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Марля нуждается только в частичном промывании, так как переусердствование может привести к разбавлению эластазы под ней.
    2. Через 30 мин снимите полоску и ватный диск щипцами.
  4. Закройте брюшную полость, выполнив следующие действия.
    1. Орошают аорту и брюшную полость 500 мкл стерильного 0,9% физиологического раствора. Используйте марлю размером 10 см х 10 см, чтобы впитать оставшийся физиологический раствор.
    2. Повторное оплодотворение мышечных слоев бегущим 6-0 нерассасывающимся монофиламентным швом.
    3. Закройте кожу 3-4 прерванными 6-0 нерассасывающимися монофиламентными швами.

4. Послеоперационный уход

  1. Вводят 5 мг/кг карпрофена подкожно в послеоперационный день 1.
  2. Снимают кожные швы на 10-й послеоперационный день.

5. Измерение диаметра аневризмы брюшной аорты

  1. Усыплите мышей передозировкойCO2 на послеоперационный 14-й день. Это представляет собой временную точку максимальной дилатации.
  2. Доступ к брюшной полости, как описано в шаге 3.1.
  3. Выполняют перфузию сосудов путем введения 10 мл 0,9% физиологического раствора в циркуляцию через левый желудочек.
  4. Обнажите инфраренальный сегмент брюшной аорты, как описано в шагах 3.1-3.2. Осторожно удалите окружающую соединительную ткань и отделите брюшную аорту от IVC.
  5. Измерьте диаметр брюшной аорты с помощью суппорта.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

В общей сложности двадцать три 7-недельные мыши дикого типа (WT), включая 12 самок и 11 самцов, были прооперированы в соответствии с представленным протоколом. Выживаемость составила 100% (без хирургической смертности). Максимальный диаметр брюшной аорты измерялся суппортом.

ААА определяли как расширение брюшной аорты с увеличением диаметра сосуда на 50%. Поэтому в качестве точки отсечения для успешной индукции ААА было выбрано увеличение максимального диаметра брюшной аорты на 50%. Основываясь на этом критерии, уровень заболеваемости ААА на 14-й послеоперационный день составил 91,7% для самок животных, причем у 11 из 12 человек, перенесших операцию, развилась ААА; в то время как уровень заболеваемости среди самцов животных составил 72,7%, причем у 8 из 11 человек, перенесших операцию, развилась ААА (рисунок 1А). Среди 19 животных, у которых встречается ААА, наблюдается 1,7-кратное и 1,6-кратное увеличение максимального диаметра брюшной аорты у самок и самцов по сравнению с нехирургическими контрольными группами соответственно (рисунок 1B). Репрезентативные изображения аорты из нехирургических и хирургических групп на 14-й день показаны на рисунке 1С.

Figure 1
Рисунок 1: Характеристика ААА у мышей, перенесших операцию. Все измерения проводятся на 14-й послеоперационный день. (A) Уровень заболеваемости ААА у мышей, перенесших операцию. (B) Максимальный диаметр инфраренальной аорты у мышей как из нехирургической (n = 4 для женской, так и для мужской) групп хирургии (n = 12 для самок; n = 11 для самцов). Данные являются средними ± SEM. *p < 0,05. (C) Репрезентативные изображения аорты у мышей как из нехирургических, так и из хирургических групп. Шкала = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Модель ААА, индуцированная эластазой, была впервые сообщена Anidjar et al. с использованием крыс в 1990году 17. За последние тридцать лет были введены различные модифицированные версии, наряду со значительным улучшением хирургических методов 19,20,21,22. Сотни институтов используют модели ААА, индуцированные эластазой, в качестве второй наиболее часто используемой экспериментальной модели грызунов для исследований ААА12. Вполне естественно, что разные группы будут выполнять операцию для этой модели немного по-разному. В результате одним из предостережений этой модели являются неизбежные вариации того, как выполняется операция, что делает сравнение данных из разных групп с использованием этой модели очень трудным. Вариации включают, но не ограничиваются ими, то, как подвергается воздействию инфраренальный сегмент аорты, насколько широко очищается фасциальный слой, покрывающий аорту, как долго длится инкубационный период, а также материал, используемый для обертывания аорты и инкубации эластазы, и объем эластазы, добавленной к обертывающему материалу. Однако все они являются существенными детерминантами, которые влияют на возможный уровень заболеваемости и диаметр ААА. Стандартизированная хирургическая процедура необходима для решения проблемы воспроизводимости, вызванной этими вариациями. Здесь представлен стандартизированный хирургический протокол для модели ААА, индуцированной эластазой, путем прямого применения СИЗ к адвентиции инфраренальной брюшной аорты у мыши.

Помимо постоянной скорости индукции ААА, этот протокол обладает преимуществами низких затрат и короткого времени работы. Хирургический материал, используемый в этом протоколе, может быть легко получен при низких затратах. Среднее время работы этого протокола составляет 50 мин, включая 30 мин инкубации СИЗ. Эти преимущества позволят легче проводить многие исследования на животных, способствуя более существенной статистической мощности и воспроизводимости.

Воздействие брюшной аорты является наиболее важным шагом в этом протоколе. Важно удалить соединительную ткань в оболочке сосуда, которая окружает брюшную аорту и IVC, чтобы эластаза имела больше шансов проникнуть в медиальный слой аорты. Тем не менее, полное удаление этих соединительных тканей занимает много времени и рискует повредить основную аорту и IVC. Это шаг, от которого вызвана большая часть хирургической смертности. Если IVC или аорта повреждены, большинство животных не выживут в течение следующих 48 часов, даже если они переживут операцию, возможно, из-за непрерывного кровотечения после операции, приводящего к экссангинации. По этой причине необходимо обдумать тонкий баланс между тем, чтобы обнажить аорту в наибольшей степени и не повредить большие суда. Оставление небольшого количества соединительной ткани на оболочке сосуда значительно снизит периоперационную смертность, не влияя на возникновение ААА. Поэтому не рекомендуется полностью удалять соединительную ткань, покрывающую аорту и IVC для воздействия на брюшную аорту. Тем не менее, крайнюю осторожность необходимо соблюдать во время рассечения брюшной аорты и IVC из соседней соединительной ткани.

Анатомически брюшная аорта и IVC тесно прикреплены через тонкий слой фасции и содержатся вместе в одной оболочке сосуда. Некоторые экспериментальные модели, такие как венозный тромбоз, могут потребовать отделения аорты от соседнего IVC. Однако в модели23, индуцированной эластазой, нет необходимости делать это. Некоторые могут предпочесть повернуть оболочку сосуда по часовой стрелке, чтобы аорта была прямо над IVC, а эластаза затем могла быть применена непосредственно к аорте. В этом нет необходимости, так как ватный диск под ним насыщен эластазой, и аорта будет постоянно подвергаться воздействию эластазы независимо от ее анатомического отношения к IVC. Рекомендуется, чтобы задняя сторона аорты и IVC были адекватно отделены от нижележащих мышц с помощью щипцов. В случае, если рассечение недостаточно обширно на этом этапе, сила напряжения будет создаваться окружающими фасциями и мышцами на полосе и ватном диске, что приведет к их скручиванию и последующему неэффективному поглощению эластазы.

Одним из ограничений этого протокола является конечная форма индуцированного ААА. Неизбежно, что при падении на аорту некоторое количество эластазы будет поступать в другие сегменты аорты, которые не обернуты ватным диском. Кроме того, близлежащее кровотечение, вызванное рассечением, даже небольшого количества, может смыть эластазу с ватного диска на другие сегменты аорты в течение 30-минутного инкубационного периода. Это приведет к тому, что эластаза проникнет в другие сегменты аорты, тем самым вызывая разрушение медиального слоя и расширение брюшной аорты, не ограничиваясь сегментом, обернутым ватный диск. В результате вместо проявления веретенообразных аневризм, вызванных очаговым расширением, некоторые животные демонстрируют общее расширение длинного сегмента брюшной аорты. Тем не менее, максимальный диаметр аорты у этих животных, которые имеют непрерывное расширение аорты, по-прежнему показывает увеличение более чем на 50% по сравнению с контрольной группой. Между тем, не наблюдается никакой разницы в максимальном диаметре аорты между животными, проявляющими непрерывное расширение и очаговое расширение брюшной аорты, что говорит о том, что форма аневризмы не является показателем ни успешной индукции ААА, ни фактического размера ААА в этом случае протокола.

Другим ограничением этого протокола является применение этого метода к более крупным животным. Местная модель ААА, индуцированная эластазой, должна быть легко применена к другим мелким животным, таким как крысы. Однако одной эластазы может быть недостаточно для более крупных животных, таких как свиньи или приматы, чтобы вызвать последовательный фенотип ААА. Например, Marinov et al. сообщили, что перфузия эластазы сама по себе у свиней может вызывать некоторые гистологические изменения, включая разрушение эластина, но не может вызывать последовательную аневризму24. Shannon A et al. сообщили о свиной модели инфраренальной ААА, индуцированной эластазой. Тем не менее, он требует комбинации баллонной ангиопластики, перфузии, местной эластазы и диеты, содержащей BAPN (ингибитор лизилоксидазы, предотвращающий сшивание коллагена), учитывая значительную долговечность аорты25. Таким образом, кажется, что применение стандартизированного протокола ААА, индуцированного эластазой, у крупных животных по-прежнему довольно сложно из-за разницы в размере и долговечности аорты между мышами и более крупными животными, технических проблем и потенциально высокой стоимости.

Таким образом, несмотря на некоторые ограничения, ААА может быть последовательно индуцирована как у самцов, так и у самок мышей в этом стандартизированном протоколе. Ожидается, что согласованность и воспроизводимость исследований ААА с использованием модели ААА, индуцированной эластазой, будут значительно улучшены путем установления этой стандартной хирургической процедуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Мы благодарим Отдел лабораторной медицины животных Мичиганского университета за помощь в кормлении и разведении животных. Это исследование поддерживается NIH RO1 HL138139, NIH RO1 HL153710 J. Zhang, NIH RO1 HL109946, RO1 HL134569 Y.E. Chen и грантом Американской кардиологической ассоциации 20POST35110064 G. Zhao.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
6-0 non-absorbable monofilament suture Pro Advantage P420697
Carprofen Zoetis Inc. NDC: 54771-8507
Chow Diet LabDiet 3005659-220 PicoLab 5L0D
Cotton Applicator Dynarex 4303
Cotton Pad Rael UPC: 810027130969
GraphPad Prism 8 GraphPad Software Inc. Version 8.4.3
Grarfe Forceps Fine Science Tools 11051-10
Halsted Mosquito Hemostats Fine Science Tools 13009-12
Ketamine Par Pharmaceutical NDC: 42023-0115-10
Nitrile gloves Fisherbrand 19-130-1597
Penicillin-Streptomycin Thermo Fisher 15140122
Porcine pancreatic elastase Sigma-Aldrich E1250-100MG
Scissors Fine Science Tools 14068-12
Sterile 0.9% saline solution Baxter 2B1324X
Xylazine Akorn NDC: 59399-110-20

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kent, K. C. Clinical practice: Abdominal aortic aneurysms. The New England Journal of Medicine. 371 (22), 2101-2108 (2014).
  2. Karthikesalingam, A., et al. Mortality from ruptured abdominal aortic aneurysms: Clinical lessons from a comparison of outcomes in England and the USA. Lancet. 383 (9921), 963-969 (2014).
  3. Noel, A. A., et al. Ruptured abdominal aortic aneurysms: The excessive mortality rate of conventional repair. Journal of Vascular Surgery. 34 (1), 41-46 (2001).
  4. Lederle, F. A., et al. Rupture rate of large abdominal aortic aneurysms in patients refusing or unfit for elective repair. JAMA. 287 (22), 2968-2972 (2002).
  5. Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: Final data for 2009. National Vital Statistics Reports. 60 (3), 1 (2011).
  6. Daugherty, A., Cassis, L. A. Mechanisms of abdominal aortic aneurysm formation. Current Atherosclerosis Reports. 4 (3), 222-227 (2002).
  7. Quintana, R. A., Taylor, W. R. Cellular mechanisms of aortic aneurysm formation. Circulation Research. 124 (4), 607-618 (2019).
  8. Kuivaniemi, H., Ryer, E. J., Elmore, J. R., Tromp, G. Understanding the pathogenesis of abdominal aortic aneurysms. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 13 (9), 975-987 (2015).
  9. Trollope, A., Moxon, J. V., Moran, C. S., Golledge, J. Animal models of abdominal aortic aneurysm and their role in furthering management of human disease. Cardiovascular Pathology. 20 (2), 114-123 (2011).
  10. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysms development. Physiological Research. 66 (6), 899-915 (2017).
  11. Senemaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (3), 401-410 (2017).
  12. Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (4), 487-499 (2016).
  13. Tsui, J. C. Experimental models of abdominal aortic aneurysms. Open Cardiovascular Medicine Journal. 4, 221-230 (2010).
  14. Manning, M. W., Cassi, L. A., Huang, J., Szilvassy, S. J., Daugherty, A. Abdominal aortic aneurysms: Fresh insights from a novel animal model of the disease. Vascular Medicine. 7 (1), 45-54 (2002).
  15. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. Journal of Surgical Research. 99 (2), 371-376 (2001).
  16. Allaire, E., Guettier, C., Bruneval, P., Plissonnier, D., Michel, J. B. Cell-free arterial grafts: Morphologic characteristics of aortic isografts, allografts, and xenografts in rats. Journal of Vascular Surgery. 19 (3), 446-456 (1994).
  17. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  18. Sun, J., et al. Mast cells modulate the pathogenesis of elastase-induced abdominal aortic aneurysms in mice. Journal of Clinical Investigation. 117 (11), 3359-3368 (2007).
  19. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  20. Pyo, R., et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1641-1649 (2000).
  21. Tanaka, A., Hasegawa, T., Chen, Z., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. Journal of Vascular Surgery. 50 (6), 1423-1432 (2009).
  22. Busch, A., et al. Four surgical modifications to the classic elastase perfusion aneurysm model enable haemodynamic alterations and extended elastase perfusion. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 56 (1), 102-109 (2018).
  23. Liang, W., et al. KLF11 protects against venous thrombosis via suppressing tissue factor expression. Thrombosis and Haemostasis. , (2021).
  24. Marinov, G. R., et al. Can the infusion of elastase in the abdominal aorta of the Yucatan miniature swine consistently produce experimental aneurysms. Journal of Investigative Surgery. 10 (3), 129-150 (1997).
  25. Shannon, A. H., et al. Porcine model of infrarenal abdominal aortic aneurysm. Journal of Visualized Experiments. (153), e60169 (2019).

Tags

Биология выпуск 180
Модель аневризмы брюшной аорты мыши, индуцированная периваскулярным применением эластазы
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen,… More

Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse Abdominal Aortic Aneurysm Model Induced by Perivascular Application of Elastase. J. Vis. Exp. (180), e63608, doi:10.3791/63608 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter