Trasplante de hígado porcino sin bypass venovenoso como modelo de donante de criterios extendidos
Summary
En este protocolo, se describe un modelo de trasplante hepático ortotópico porcino después del almacenamiento estático en frío de órganos de donantes durante 20 h sin el uso de un bypass venovenoso durante el injerto. El enfoque utiliza una técnica quirúrgica simplificada con minimización de la fase anhepática y un sofisticado manejo del volumen y vasopresores.
Abstract
El trasplante de hígado se considera el estándar de oro para el tratamiento de una variedad de enfermedades hepáticas fatales. Sin embargo, los problemas no resueltos de la falla crónica del injerto, la escasez continua de donantes de órganos y el mayor uso de injertos marginales requieren la mejora de los conceptos actuales, como la implementación de la perfusión de la máquina de órganos. Para evaluar nuevos métodos de reacondicionamiento y modulación del injerto, se requieren modelos traslacionales. Con respecto a las similitudes anatómicas y fisiológicas con los humanos y los avances recientes en el campo del xenotrasplante, los cerdos se han convertido en la principal especie animal grande utilizada en los modelos de trasplante. Después de la introducción inicial de un modelo de trasplante hepático ortotópico porcino por Garnier et al. en 1965, se han publicado varias modificaciones en los últimos 60 años.
Debido a los rasgos anatómicos específicos específicos, un bypass venovenoso durante la fase anhepática se considera una necesidad para reducir la congestión intestinal y la isquemia que resulta en inestabilidad hemodinámica y mortalidad perioperatoria. Sin embargo, la implementación de un bypass aumenta la complejidad técnica y logística del procedimiento. Además, las complicaciones asociadas, como embolia aérea, hemorragia y la necesidad de una esplenectomía simultánea, se han informado anteriormente.
En este protocolo, describimos un modelo de trasplante hepático ortotópico porcino sin el uso de un bypass venovenoso. El injerto de hígados de donantes después de un almacenamiento en frío estático de 20 h, simulando condiciones de donantes de criterios extendidos, demuestra que este enfoque simplificado se puede realizar sin alteraciones hemodinámicas significativas o mortalidad intraoperatoria y con una captación regular de la función hepática (definida por la producción de bilis y el metabolismo CYP1A2 específico del hígado). El éxito de este enfoque está garantizado por una técnica quirúrgica optimizada y un sofisticado volumen anestésico y manejo vasopresor.
Este modelo debe ser de especial interés para grupos de trabajo centrados en el curso postoperatorio inmediato, la lesión por isquemia-reperfusión, los mecanismos inmunológicos asociados y el reacondicionamiento de órganos donantes de criterios extendidos.
Introduction
El trasplante de hígado sigue siendo la única posibilidad de supervivencia en una variedad de enfermedades diferentes que conducen a insuficiencia hepática aguda o crónica. Desde su primera aplicación exitosa en la humanidad en 1963 por Thomas E. Starzl, el concepto de trasplante hepático se ha convertido en una opción de tratamiento confiable aplicada en todo el mundo, principalmente como resultado de los avances en la comprensión del sistema inmunológico, el desarrollo de la inmunosupresión moderna y la optimización de la atención perioperatoria y las técnicas quirúrgicas 1,2 . Sin embargo, el envejecimiento de la población y una mayor demanda de órganos han dado lugar a una escasez de donantes, con un mayor uso de injertos marginales de donantes de criterios ampliados y la aparición de nuevos desafíos en las últimas décadas. Se cree que la introducción y la implementación generalizada de la perfusión de la máquina de órganos abre una serie de posibilidades con respecto al reacondicionamiento y la modulación del injerto y ayuda a mitigar la escasez de órganos y reducir la mortalidad en lista de espera 3,4,5,6.
Para evaluar estos conceptos y sus efectos in vivo, son necesarios modelos de trasplante traslacional7. En 1983, Kamada et al. introdujeron un modelo ortotópico eficiente de trasplante hepático en ratas que desde entonces ha sido ampliamente modificado y aplicado por grupos de trabajo de todo el mundo 8,9,10,11. El modelo ortotópico de trasplante hepático en ratones es técnicamente más exigente, pero también más valioso en términos de transferibilidad inmunológica, y fue reportado por primera vez en 1991 por Qian et al.12. A pesar de las ventajas en cuanto a disponibilidad, bienestar animal y costos, los modelos de roedores son limitados en su aplicabilidad en entornos clínicos7. Por lo tanto, se requieren modelos animales grandes.
En los últimos años, los cerdos se han convertido en la principal especie animal utilizada para la investigación traslacional debido a sus similitudes anatómicas y fisiológicas con los humanos. Además, los avances actuales en el campo de los xenotrasplantes podrían aumentar aún más la importancia de los cerdos como objetos de investigación13,14.
Garnier et al. describieron un modelo de trasplante hepático en cerdos ya en 196515. Varios autores, incluidos Calne et al. en 1967 y Chalstrey et al. en 1971, informaron posteriormente modificaciones, lo que finalmente condujo a un concepto seguro y factible de trasplante experimental de hígado porcino en las décadas siguientes 16,17,18,19,20,21.
Más recientemente, diferentes grupos de trabajo han proporcionado datos con respecto a los problemas actuales en el trasplante hepático utilizando una técnica de trasplante hepático ortotópico porcino, que casi invariablemente incluye un veno-venoso activo o pasivo, es decir, porto-caval, bypass19,22. La razón de esto es una intolerancia específica de la especie al pinzamiento de la vena cava inferior y la vena porta durante la fase anhepática debido a un intestino comparativamente más grande y menos derivaciones porto-cavas o cavo-cavas (por ejemplo, falta de una vena ácigos), lo que resulta en un aumento de la morbilidad y mortalidad perioperatoria23. Las técnicas de trasplante con preservación inferior de vena cava aplicadas en receptores humanos como alternativa no son factibles ya que la vena cava inferior porcina está encerrada por tejido hepático23.
Sin embargo, el uso de un bypass venovenoso aumenta aún más la complejidad técnica y logística en un procedimiento quirúrgico ya exigente, por lo tanto, posiblemente impida que los grupos de trabajo intenten implementar el modelo por completo. Además de los efectos fisiológicos e inmunológicos directos de un bypass, algunos autores han señalado la morbilidad significativa como la pérdida de sangre o embolia aérea durante la colocación de la derivación y la necesidad de una esplenectomía simultánea, lo que puede afectar los resultados a corto y largo plazo después del injerto24,25.
El siguiente protocolo describe una técnica simple de trasplante hepático ortotópico porcino después del almacenamiento estático en frío de órganos del donante durante 20 h, que representa condiciones de donantes de criterios extendidos sin el uso de un bypass venovenoso durante el injerto, incluida la obtención de hígado del donante, la preparación de la mesa posterior, la hepatectomía del receptor y el manejo anestésico pre e intraoperatorio.
Este modelo debe ser de especial interés para grupos de trabajo quirúrgicos centrados en el curso postoperatorio inmediato, la lesión por isquemia-reperfusión, el reacondicionamiento de órganos donantes de criterios extendidos y los mecanismos inmunológicos asociados.
Protocol
Representative Results
Discussion
Los desarrollos técnicos recientes, como la introducción de la perfusión por máquina, tienen el potencial de revolucionar el campo del trasplante hepático. Para traducir los conceptos de reacondicionamiento o modificación del injerto a entornos clínicos, los modelos de trasplante reproducibles en animales grandes son inevitables.
Después de la introducción inicial del trasplante hepático ortotópico porcino, varios autores han trabajado en la mejora de estas técnicas en las últimas…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores agradecen a Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel e Ingrid Meder por su diligencia y compromiso. Además, los autores agradecen a Tom Figiel por producir el material fotográfico.
Materials
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 – 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
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