Varkenslevertransplantatie zonder veno-veneuze bypass als donormodel met uitgebreide criteria
Summary
In dit protocol wordt een model van orthotopische levertransplantatie bij varkens beschreven na statische koude opslag van donororganen gedurende 20 uur zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass tijdens engraftment. De aanpak maakt gebruik van een vereenvoudigde chirurgische techniek met minimalisering van de anhepatische fase en geavanceerd volume- en vasopressorbeheer.
Abstract
Levertransplantatie wordt beschouwd als de gouden standaard voor de behandeling van een verscheidenheid aan dodelijke leverziekten. Onopgeloste problemen van chronisch transplantaatfalen, aanhoudende tekorten aan orgaandonoren en het toegenomen gebruik van marginale transplantaten vragen echter om verbetering van de huidige concepten, zoals de implementatie van orgaanmachineperfusie. Om nieuwe methoden voor entreconditionering en modulatie te evalueren, zijn translationele modellen nodig. Met betrekking tot anatomische en fysiologische overeenkomsten met mensen en recente vooruitgang op het gebied van xenotransplantatie, zijn varkens de belangrijkste grote diersoorten geworden die worden gebruikt in transplantatiemodellen. Na de eerste introductie van een varkens orthotopisch levertransplantatiemodel door Garnier et al. in 1965, zijn er de afgelopen 60 jaar verschillende modificaties gepubliceerd.
Vanwege specificeerspecifieke anatomische eigenschappen wordt een veno-veneuze bypass tijdens de anhepatische fase beschouwd als een noodzaak om darmcongestie en ischemie te verminderen, wat resulteert in hemodynamische instabiliteit en perioperatieve mortaliteit. De implementatie van een bypass verhoogt echter de technische en logistieke complexiteit van de procedure. Bovendien zijn geassocieerde complicaties zoals luchtembolie, bloeding en de noodzaak van een gelijktijdige splenectomie eerder gemeld.
In dit protocol beschrijven we een model van orthotopische levertransplantatie bij varkens zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass. De engraftment van donorlevers na statische koude opslag van 20 uur – waarbij uitgebreide criteria donorcondities worden gesimuleerd – toont aan dat deze vereenvoudigde aanpak kan worden uitgevoerd zonder significante hemodynamische veranderingen of intraoperatieve mortaliteit en met regelmatige opname van de leverfunctie (zoals gedefinieerd door galproductie en leverspecifiek CYP1A2-metabolisme). Het succes van deze aanpak wordt verzekerd door een geoptimaliseerde chirurgische techniek en een geavanceerd anesthesiologisch volume- en vasopressorbeheer.
Dit model zou van bijzonder belang moeten zijn voor werkgroepen die zich richten op het onmiddellijke postoperatieve beloop, ischemie-reperfusieletsel, geassocieerde immunologische mechanismen en de reconditionering van donororganen met uitgebreide criteria.
Introduction
Levertransplantatie blijft de enige overlevingskans bij een verscheidenheid aan verschillende ziekten die leiden tot acuut of chronisch leverfalen. Sinds de eerste succesvolle toepassing in de mensheid in 1963 door Thomas E. Starzl, is het concept van levertransplantatie geëvolueerd tot een betrouwbare behandelingsoptie die wereldwijd wordt toegepast, voornamelijk als gevolg van vooruitgang in het begrip van het immuunsysteem, de ontwikkeling van moderne immunosuppressie en de optimalisatie van perioperatieve zorg en chirurgische technieken 1,2 . Vergrijzende populaties en een hogere vraag naar organen hebben echter geleid tot donortekorten, met een toenemend gebruik van marginale grafts van donoren met uitgebreide criteria en de opkomst van nieuwe uitdagingen in de afgelopen decennia. De introductie en wijdverbreide implementatie van orgaanmachineperfusie wordt verondersteld een scala aan mogelijkheden te openen met betrekking tot transplantaatreconditionering en modulatie en om orgaantekorten te helpen verminderen en de wachtlijststerfte te verminderen 3,4,5,6.
Om deze concepten en hun effecten in vivo te evalueren, zijn translationele transplantatiemodellen nodig7. In 1983 introduceerden Kamada et al. een efficiënt orthotopisch levertransplantatiemodel bij ratten dat sindsdien uitgebreid is aangepast en toegepast door werkgroepen over de hele wereld 8,9,10,11. Het orthotopische levertransplantatiemodel bij muizen is technisch veeleisender, maar ook waardevoller in termen van immunologische overdraagbaarheid, en werd voor het eerst gerapporteerd in 1991 door Qian et al.12. Ondanks voordelen met betrekking tot beschikbaarheid, dierenwelzijn en kosten, zijn knaagdiermodellen beperkt in hun toepasbaarheid in klinische omgevingen7. Daarom zijn grote diermodellen vereist.
In de afgelopen jaren zijn varkens de belangrijkste diersoort geworden die wordt gebruikt voor translationeel onderzoek vanwege hun anatomische en fysiologische overeenkomsten met mensen. Bovendien zou de huidige vooruitgang op het gebied van xenotransplantatie het belang van varkens als onderzoeksobjecten verder kunnen vergroten 13,14.
Garnier et al. beschreven al in 1965 een levertransplantatiemodel bij varkens15. Verschillende auteurs, waaronder Calne et al. in 1967 en Chalstrey et al. in 1971, rapporteerden vervolgens wijzigingen, die uiteindelijk leidden tot een veilig en haalbaar concept van experimentele varkenslevertransplantatie in de decennia die volgen 16,17,18,19,20,21.
Meer recent hebben verschillende werkgroepen gegevens verstrekt met betrekking tot actuele problemen bij levertransplantatie met behulp van een techniek van orthotopische levertransplantatie bij varkens, bijna altijd inclusief een actieve of passieve veno-veneuze, d.w.z. porto-caval, bypass19,22. De reden hiervoor is een soortspecifieke intolerantie voor het klemmen van de vena cava inferior en de poortader tijdens de anhepatische fase als gevolg van een relatief grotere darm en minder porto-caval of cavo-caval shunts (bijv. Gebrek aan een vena azygos), resulterend in verhoogde perioperatieve morbiditeit en mortaliteit23. Vena cava inferieur-sparende transplantatietechnieken die als alternatief bij menselijke ontvangers worden toegepast, zijn niet haalbaar omdat het varkensvlees vena cava inferior wordt omhuld door leverweefsel23.
Het gebruik van een veno-veneuze bypass verhoogt echter de technische en logistieke complexiteit in een reeds veeleisende chirurgische procedure, waardoor werkgroepen mogelijk niet kunnen proberen het model helemaal te implementeren. Afgezien van de directe fysiologische en immunologische effecten van een bypass, hebben sommige auteurs gewezen op de significante morbiditeit zoals bloedverlies of luchtembolie tijdens shuntplaatsing en de noodzaak van een gelijktijdige splenectomie, die mogelijk van invloed is op de resultaten op korte en lange termijn na engraftment24,25.
Het volgende protocol beschrijft een eenvoudige techniek van orthotopische levertransplantatie van varkens na statische koude opslag van donororganen gedurende 20 uur, die uitgebreide criteria donorcondities vertegenwoordigt zonder het gebruik van een veno-veneuze bypass tijdens engraftment, inclusief donorleveraankoop, back-table voorbereiding, ontvanger hepatectomie en anesthesiologische pre- en intraoperatieve behandeling.
Dit model zou van bijzonder belang moeten zijn voor chirurgische werkgroepen die zich richten op het onmiddellijke postoperatieve beloop, ischemie-reperfusieletsel, de reconditionering van donororganen met uitgebreide criteria en bijbehorende immunologische mechanismen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Recente technische ontwikkelingen zoals de introductie van machineperfusie hebben het potentieel om een revolutie teweeg te brengen op het gebied van levertransplantatie. Om transplantaatreconditionerings- of modificatieconcepten te vertalen naar klinische settings, zijn reproduceerbare transplantatiemodellen bij grote dieren onvermijdelijk.
Na de eerste introductie van orthotopische levertransplantatie bij varkens hebben verschillende auteurs de afgelopen vijf decennia gewerkt aan de verbeter…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs bedanken Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel en Ingrid Meder voor hun inzet en inzet. Verder bedanken de auteurs Tom Figiel voor het produceren van het beeldmateriaal.
Materials
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 – 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l’Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs — Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes’ normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
