Summary

インビボ マウス顎下腺における血管透過性検出

Published: August 04, 2022
doi:

Summary

本プロトコールでは、顎下腺(SMG)の内皮バリア機能を、2光子レーザー走査顕微鏡下で in vivo の被験動物モデルの角静脈に異なる分子量蛍光トレーサーを注入することによって評価した。

Abstract

唾液は、口腔および全体的な健康に重要な役割を果たします。血管の無傷の内皮バリア機能は唾液分泌を可能にしますが、内皮バリア機能障害は多くの唾液腺分泌障害に関連しています。本プロトコルは、マウス顎下腺(SMG)における内皮タイトジャンクション(TJ)の機能を評価するための in vivo 傍細胞透過性検出方法を記載する。まず、分子量の異なる蛍光標識デキストラン(4 kDa、40 kDa、または70 kDa)をマウスの角静脈に注入しました。その後、片側SMGを解剖し、2光子レーザー走査型顕微鏡の下でカスタマイズされたホルダーに固定し、血管、腺房、および管の画像をキャプチャしました。この方法を利用して、血管から腺房の基底側、さらには腺房上皮を越えて管への異なるサイズのトレーサーのリアルタイムの動的漏出をモニターし、生理学的または病態生理学的条件下での内皮バリア機能の変化を評価しました。

Introduction

さまざまな唾液腺が唾液を生成し、これは主に感染症に対する防御の最前線として機能し、消化を助け、それによって口腔および全体的な健康に不可欠な役割を果たします1。血液供給は、一次唾液を形成する水、電解質、および分子を常に供給するため、唾液腺分泌に不可欠です。タイトジャンクション(TJ)複合体によって調節される内皮バリア機能は、水、溶質、タンパク質、さらには循環血管から唾液腺組織に移動する細胞に対しても高い透過性である毛細血管の透過を厳密かつ繊細に制限します2,3。我々はこれまでに、コリン作動性刺激に応答して内皮TJが開口すると唾液分泌が促進されるのに対し、シェーグレン症候群では内皮バリア機能の障害が顎下腺(SMG)の分泌低下やリンパ球浸潤と相互に関連していることを見出しました4。これらのデータは、様々な唾液腺疾患に関して内皮バリア機能の寄与に十分な注意を払う必要があることを示唆している。

2光子レーザー走査型顕微鏡は、in vivoで無傷の組織内の細胞のダイナミクスを観察するための強力なツールです。この技術の利点の1つは、標本がNIRによって励起されたときに、近赤外光(NIR)が可視光または紫外線よりも組織の浸透が深く、適切な条件下で組織に明らかな光損傷を引き起こさないことです5,6。実際、唾液腺は非常に均質で表在性の組織であり、表面の腺房細胞は腺表面からわずか約30μmしか離れていません7,8。生体内共焦点顕微鏡は、生きたマウス唾液腺における外分泌とアクチン細胞骨格を細胞内分解能で研究できることが示されています8。それにもかかわらず、2光子レーザー走査顕微鏡は、従来の共焦点顕微鏡の利点があるだけでなく、より深い組織や画像をより明確に検出するためにも使用できます。ここでは、傍細胞透過性トレーサーとして頻繁に使用され、サイズが異なるという利点を有する蛍光標識デクストランスを使用して、TJ細孔9の大きさを試験することができる。本研究では、マウスSMGの内皮バリア機能をその場で評価するために、生体内リアルタイム2光子レーザー走査顕微鏡技術を確立します。マウスSMGにおけるin vivo血管透過性検出のための各作業ステップは、現在のプロトコルに記載されている。マウスSMG管結紮モデルにおける内皮バリア機能の検出例である。

Protocol

すべての実験手順は、北京大学健康科学センターの動物研究倫理委員会によって承認され、実験動物の世話と使用のためのガイド(NIH出版物第85-23号、1996年改訂)に準拠しています。8〜10週の年齢群の雄野生型(WT)マウスを本研究に使用した。実験動物は、痛みと不快感を最小限に抑えるように注意深く治療されました。 1.動物の手順 麻酔薬とトレーサ?…

Representative Results

プロトコルに従って、片側SMGをカスタムメイドのホルダーに取り付け、呼吸がモーションアーチファクトを引き起こすのを防ぐために、腺をマウスの体からできるだけ離しました。血管内の赤血球(黒い点)の急速な流れを顕微鏡で観察した。眼レンズの下の組織場を見つけた後、顕微鏡ソフトウェアを操作するために切り替える必要があります。対照群では、両方のトレーサーがマウスSMGの?…

Discussion

血管の恒常性維持には内皮バリア機能の維持・調節が不可欠です。内皮細胞とその細胞間接合部は、血管の完全性の維持と制御に重要な役割を果たします12。血流、成長因子、および炎症因子のせん断力は、血管透過性の変化を引き起こし、したがって、高血圧、糖尿病、および自己免疫疾患などの全身性疾患の発生および発症に関与する可能性がある13,14,15</s…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、中国国家自然科学財団(助成金31972908、81991500、81991502、81771093、81974151)および北京自然科学基金会(助成金7202082)の支援を受けました。

Materials

2-photon microscope (TCS-SP8 DIVE) Leica, Germany
4 kDa FITC-labeled dextran Sigma Aldrich 46944
70 kDa rhodamine B-labeled dextran Sigma Aldrich R9379
Blunt tissue separation nickel Bejinghuabo Company NZW28
Depilatory cream Veet
Disposable sterile syringe Zhiyu Company 1 mL
Image J software National Institutes of Health
Insulin syringe Becton, Dickinson and Company 0253316 1 mL
Leica Application Suite X software Leica Microsystems
Microtubes Axygen MCT-150-C 1.5 mL
Phosphate buffered saline 1x Servicebio G4207-500
Tissue scissors Bejinghuabo Company M286-05
Tribromoethanol JITIAN Bio JT0781

References

  1. Carpenter, G. H. The secretion, components, and properties of saliva. Annual Review of Food Science and Technology. 4, 267-276 (2013).
  2. Garrett, J. R. The proper role of nerves in salivary secretion: A review. Journal of Dental Research. 66 (2), 387-397 (1987).
  3. Berndt, P., et al. Tight junction proteins at the blood-brain barrier: Far more than claudin-5. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (10), 1987-2002 (2019).
  4. Cong, X., et al. Disruption of endothelial barrier function is linked with hyposecretion and lymphocytic infiltration in salivary glands of Sjögren’s syndrome. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Basis of Disease. 1864 (10), 3154-3163 (2018).
  5. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  6. Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
  7. Masedunskas, A., Sramkova, M., Weigert, R. Homeostasis of the apical plasma membrane during regulated exocytosis in the salivary glands of live rodents. Bioarchitecture. 1 (5), 225-229 (2011).
  8. Masedunskas, A., et al. Role for the actomyosin complex in regulated exocytosis revealed by intravital microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (33), 13552-13557 (2011).
  9. Balda, M. S., et al. Functional dissociation of paracellular permeability and transepithelial electrical resistance and disruption of the apical-basolateral intramembrane diffusion barrier by expression of a mutant tight junction membrane protein. The Journal of Cell Biology. 134 (4), 1031-1049 (1996).
  10. Enis, D. R., et al. Induction, differentiation, and remodeling of blood vessels after transplantation of Bcl-2-transduced endothelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (2), 425-430 (2005).
  11. Wang, X., et al. Application of digital subtraction angiography in canine hindlimb arteriography. Vascular. 30 (3), 474-480 (2022).
  12. Trani, M., Dejana, E. New insights in the control of vascular permeability: vascular endothelial-cadherin and other players. Current Opinion in Hematology. 22 (3), 267-272 (2015).
  13. Viazzi, F., et al. Vascular permeability, blood pressure, and organ damage in primary hypertension. Hypertension Research. 31 (5), 873-879 (2008).
  14. Scheppke, L., et al. Retinal vascular permeability suppression by topical application of a novel VEGFR2/Src kinase inhibitor in mice and rabbits. The Journal of Clinical Investigation. 118 (6), 2337-2346 (2008).
  15. Blanchet, M. R., et al. Loss of CD34 leads to exacerbated autoimmune arthritis through increased vascular permeability. Journal of Immunology. 184 (3), 1292-1299 (2010).
  16. Egawa, G., Ono, S., Kabashima, K. Intravital Imaging of vascular permeability by two-photon microscopy. Methods in Molecular Biology. 2223, 151-157 (2021).
  17. Vestweber, D., Wessel, F., Nottebaum, A. F. Similarities and differences in the regulation of leukocyte extravasation and vascular permeability. Seminars in Immunopathology. 36 (2), 177-192 (2014).
  18. Schulte, D., et al. Stabilizing the VE-cadherin-catenin complex blocks leukocyte extravasation and vascular permeability. The EMBO Journal. 30 (20), 4157-4170 (2011).
  19. Uhl, B., et al. A novel experimental approach for in vivo analyses of the salivary gland microvasculature. Frontiers in Immunology. 11, 604470 (2020).
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Cite This Article
Mao, X., Min, S., He, Q., Cong, X. In Vivo Vascular Permeability Detection in Mouse Submandibular Gland. J. Vis. Exp. (186), e64167, doi:10.3791/64167 (2022).

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