Summary
설치류에서 널리 사용되는 장 허혈 재관류 손상(IRI) 수술 모델을 생성하는 방법을 설명합니다. 이 시술은 상장간막 동맥의 폐색과 혈류의 회복을 포함합니다. 이 모델은 수의학 및 인간 의학 모두에서 장내 IRI의 폐색 원인을 조사하는 연구에 유용합니다.
Abstract
장 허혈 재관류 손상(IRI)은 수의학 및 인간 의학 모두에서 무수한 상태와 관련이 있습니다. 위 확장 볼루스(GDV), 장간막 염전, 배앓이와 같은 장 IRI 상태는 개와 말과 같은 동물에서 관찰됩니다. 혈류의 초기 중단은 조직을 허혈성 상태로 만듭니다. 생존 가능한 조직을 살리는 데 필요하지만, 이후의 재관류는 더 많은 손상을 유발할 수 있습니다. IRI를 담당하는 주요 메커니즘은 손상된 조직에 산소를 재관류하고 재도입할 때 자유 라디칼 형성이지만 관련된 다른 많은 구성 요소가 있습니다. 그로 인한 국소 및 전신 영향은 종종 나쁜 예후를 초래합니다.
장 IRI는 지난 50년 동안 광범위한 연구의 대상이었습니다. 상장간막 동맥(SMA)의 기저부가 일시적으로 결찰되는 생체 내 설치류 모델은 현재 장 IRI를 연구하는 데 사용되는 가장 일반적인 방법입니다. 여기에서, 우리는 소장의 일관된 조직 병리학에 의해 입증 된 바와 같이 재현 가능한 손상을 산출하는 21 % O2 의료 공기에서 이소플루란 마취를 사용하는 장 IRI의 모델을 설명합니다. 결장, 간, 신장에서도 조직 손상이 평가되었습니다.
Introduction
허혈 재관류 손상(IRI)은 모든 장기에서 발생할 수 있으며 두 가지 순차적 구성 요소를 포함합니다. 혈류의 초기 중단은 영향을 받은 조직을 허혈성 상태로 만들고 후속 재관류는 추가 세포 손상을 유발합니다. 재관류로 인한 손상은 종종 허혈로 인한 손상을 초과한다1. IRI의 병태생리학은 복잡한 연쇄 작용을 수반하며, 그 중 가장 주목할 만한 것은 재관류 중에 발생하는 산소 재도입 시 자유 라디칼 형성이다2. 염증 세포와 사이토카인의 활성화도 중요한 역할을 한다2. 장 IRI의 경우, 내피 손상 후 혈류로의 세균 전위가 전신 염증 반응 증후군을 유발할 수 있다2. IRI로 인한 손상이 충분히 심각하면 전신 영향으로 인해 다발성 장기 부전이 발생할 수 있습니다3.
장내 IRI의 사례는 높은 이환율 및 사망률과 관련이 있다 4,5,6. 장 IRI는 수의학 및 인간 의학 모두에서 많은 병리학적 상태 및 수술 절차와 관련이 있습니다. 수의학에서 동물은 특히 위 확장 볼루스(GDV), 장간막 염전 및 배앓이와 같은 장내 IRI 상태에 걸리기 쉽습니다 7,8. 인간의 경우 IRI는 복부 대동맥류 수술, 교착 탈장, 급성 장간막 허혈, 볼루스, 외상, 쇼크, 신생아 괴사성 장염, 소장 절제 또는 이식에서 자주 발생하는 주요 문제이다9.
장 IRI에 대한 대부분의 생체 내 설치류 연구는 소장의 대부분과 대장의 근위 부분에 혈액을 공급하는 복부 대동맥의 분지인 상장간막 동맥(SMA)의 기저부 폐색을 포함합니다 10,11,12. 이 모델의 광범위한 사용과 상대적인 단순성에도 불구하고, 21%O2 의료용 공기에서 흡입제 마취를 사용하는 상세한 프로토콜은 발표되지 않았다. 표준 프로토콜의 부재는 절차에 익숙하지 않은 연구자에게 어려움을 야기하고 연구 전반에 걸쳐 일관성을 방해합니다. 8-14주 된 수컷 및 암컷 스위스 웹스터 마우스에서 장 IRI의 수술 모델을 수행하는 데 필요한 단계를 보여줍니다. 이 장 IRI 모델은 일관된 조직 병리학에 의해 입증된 바와 같이 재현 가능한 손상을 생성합니다.
Protocol
여기에 설명된 절차는 미국 국립보건원(National Institutes of Health)의 국립 심장, 폐 및 혈액 연구소(National Heart, Lung, and Blood Institute) 동물 관리 및 사용 위원회(Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았으며 실험 동물의 인도적 관리 및 사용에 관한 공중 보건 서비스 정책(The Public Health Service Policy on Humane Care and Use of Laboratory Animals), 동물 복지법(The Animal Welfare Act) 및 실험실 동물의 관리 및 사용 가이드(Guide for the Care and Use of Laboratory Animals)에 요약된 정책을 준수합니다.
1. 수술 설정
- 무균 절차를 따르십시오. 마스크, 머리 커버, 깨끗한 점프수트/실험복/수술용 스크럽을 착용하십시오.
- 수술 기구( 재료 표 참조), 따뜻한 식염수, 면봉, 거즈, 수술용 스테이플, 수술용 커튼 및 장갑과 같은 멸균 재료를 준비하십시오. 또한 멸균할 필요가 없는 수술용 테이프를 구하십시오. 오토클레이브 또는 에틸렌옥사이드 멸균 기술로 재료를 멸균합니다.
- 수술 부위에 가열된 순환 물 담요를 놓고 멸균 수건이나 드레이프로 덮습니다.
- 정밀 이소플루란 기화기, 가압 의료용 공기(21%O2) 및 외과적 마취를 제공하기 위해 생쥐용으로 설계된 노즈콘이 있는 Bain 비재호흡 회로를 사용하십시오.
2. 동물 준비
- 챔버 부피 1리터당 0.5L/min의 속도로 2%-4% 이소플루란과 21%O2 의료용 공기를 전달하여 유도 챔버에서 마우스를 마취합니다.
알림: 혈액을O2로 포화시키면 IRI를 방해할 수 있으므로 이 특정 모델의 경우 2%O2 이상의 100%O2 의료용 공기를 사용하는 것이 바람직합니다. - 챔버에서 마우스를 제거하고 수술 부위와 분리된 깨끗한 표면으로 옮깁니다. 1.5 % 이소플루란과 21 % O2 의료용 공기를 전달하는 노즈 콘에 장착하십시오.
- 1mg/kg 부프레노르핀을 등쪽 경추 부위에 피하 주사합니다.
- 200-600 IU/kg 헤파린을 복강내로 주사하여 폐색 기간 동안 혈전 형성을 방지합니다.
- 각막 손상을 방지하기 위해 눈에 안과 연고를 바르십시오.
- 가위를 사용하여 복부의 털을 제거합니다.
- 수술 부위의 가열된 물 담요 위로 마우스를 이동합니다. 다시 말하지만, 1.5% 이소플루란과 21%O2 의료용 공기를 전달하는 노즈콘을 장착하여 수술 마취면을 달성합니다.
- 마우스를 등쪽 누운 곳에 놓고 수술용 테이프로 팔다리를 테이블에 고정합니다.
- 설치류 전용 체온계를 사용하여 동물의 체온을 직장에서 모니터링합니다. 수술 기간 내내 체온을 36.5 ± 0.5 °C로 유지하십시오.
- 클로르헥시딘 스크럽 또는 포비돈 요오드 스크럽에 적신 멸균 거즈를 사용하여 복부를 소독한 다음 70% 알코올을 뿌립니다. 이 순서를 스크럽과 알코올을 번갈아 가며 세 번 반복합니다. 매번 새로운 스크럽 세트와 알코올 거즈를 사용해야 합니다.
- 스크럽과 알코올을 수술 부위 중앙의 작은 원에서 시작하여 원의 크기를 늘려 가장자리를 향해 점차적으로 원을 그리며 바릅니다. 수술 부위의 가장자리에 도달하면 거즈를 버리십시오. 가장자리에서 중앙으로 뒤로 문지르지 마십시오.
- 발가락 꼬집기 테스트(페달 반사)를 수행하여 동물이 완전히 마취되었는지 확인합니다.
- 멸균 장갑을 착용하십시오. 수술 부위를 무균으로 드레이프합니다.
3. 수술 및 허혈
- #3 메스 칼날을 사용하여 피부에 15cm의 복부 정중선 절개를 하고 아래 근육 근막에서 자유롭게 해부하고 측면으로 반사합니다. 마이크로 해부 가위 또는 스프링이 장착된 마이크로 가위를 사용하여 linea alba를 따라 복벽을 통해 절개를 계속하고 견인기를 제자리에 놓습니다.
- 따뜻한 멸균 식염수를 적신 멸균 거즈 패드를 수술 부위 주변에 놓습니다.
- 복강에서 소장을 제거하고 두개골과 동물의 왼쪽으로 뒤집은 다음 축축한 패드 위에 놓습니다. 건조를 방지하기 위해 다른 축축한 거즈 패드를 조직 위에 놓습니다. 조직을 촉촉하게 유지하기 위해 거즈에 따뜻한 멸균 식염수를 주기적으로 떨어뜨립니다.
- 하대정맥의 복부, 복강동맥의 꼬리, 신장 동맥의 두개골에 위치한 SMA를 분리합니다.
참고: 그림 1 은 수술 중 분리된 SMA의 위치를 보여줍니다. SMA는 일반적으로 하대정맥의 복부에 있으며 오른쪽으로 뻗어 있습니다. 수술 중 장이 바깥쪽으로 나오고 왼쪽으로 뒤집히면 SMA는 하대정맥의 왼쪽에 위치합니다. - 비외상성 미세혈관 클립이 복부 대동맥에서 갈라지는 SMA 기저부를 가로질러 클립이 상장간막 정맥을 막지 않도록 합니다.
- 분홍색에서 옅은 흰색으로 색이 변하고 장간막 맥박이 소실되는 것을 관찰하여 소장의 허혈을 확인합니다.
- 허혈성 기간 동안 내장을 복강 내부의 원래 위치로 되돌립니다. 견인기를 제거하고 절개 부위를 축축한 거즈로 덮습니다. 건조를 방지하고 체온을 유지하기 위해 거즈에 따뜻한 멸균 식염수를 주기적으로 첨가하십시오.
- 45분 동안 허혈이 발생한 후(클립의 초기 적용으로 시작됨) 폐색 클립을 제거합니다. 장간막 맥박과 홍조를 관찰하여 혈류의 회복을 확인합니다.
- 적절한 수분을 유지하기 위해 최종 봉합 직전에 복강내 따뜻한 멸균 식염수를 도포합니다.
- 6-0 폴리글락틴 910 봉합사로 복부 근육을 닫습니다. 통증 완화를 위해 근육 절개 라인을 따라 bupivacaine(최대 2mg/kg)을 투여합니다. 수술용 스테이플이나 상처 클립으로 피부를 닫습니다.
4. 회복과 재관류
- 마우스를 순환 물 담요, 손난로 또는 기타 적절한 열원의 따뜻한 챔버 또는 케이지로 되돌립니다. 챔버 부피의 각 리터에 대해 0.5L/min의 유속으로 21%O2 를 전달합니다. 여기서 마우스를 90분 동안 복구합니다. 5-10분마다 마우스를 모니터링하여 구부정한 자세, 곁눈질, 움직임 거부와 같은 통증이나 고통의 징후가 있는지 확인합니다.
5. 안락사와 채혈
- 90분의 회복 기간이 끝나면 마우스를 유도 챔버로 되돌리고 챔버 부피의 0.5L/min의 속도로 2%-4% 이소플루란과 21%O2 를 전달하여 완전 마취를 다시 유도합니다.
- 동물을 수술 부위로 다시 옮기고 깊은 마취를 위해 2%-4% 이소플루란과 21%O2 를 전달하는 노즈콘을 맞춥니다.
참고: CO2 는 허혈성 손상 또는 조직 분석물을 방해할 수 있는 생리학적 변화를 유도하기 때문에 이 절차에 적합한 안락사 방법이 아니다13. - 복부 정중선 절개 부위를 다시 열고 23G 바늘과 주사기를 사용하여 복정맥에서 가능한 한 많은 혈액을 채취하여 말단 출혈을 수행합니다. 0.3-0.5mL의 혈액을 수집할 것으로 예상됩니다(IRI를 받은 마우스에서는 더 적고 가짜 개복술을 받은 마우스에서는 더 많음).
참고: 말단 출혈의 목적은 인도적인 안락사를 돕고 향후 검사(예: 혈청 화학, PCR, ELISA)를 위해 혈액을 수집 및 보존하는 것입니다. - 채혈 후 복부 대동맥을 절단하여 완전한 출혈을 가능하게 합니다.
- 성공적인 안락사를 보장하기 위한 2차 조치로 자궁경부 탈구 또는 개흉술을 수행합니다.
6. 조직학을 위한 조직 가공
- 안락사 후 원하는 조직을 채취합니다. 사망 직후 자가분해가 시작되므로 조직 처리가 즉시 수행되도록 하십시오14,15.
- 창자: 소장과 대장의 전체 길이를 수집합니다. 맹장을 버리십시오.
- 간: 좌측, 좌측 정중엽, 우측 정중엽을 수집합니다.
- 신장: 양쪽 신장을 모두 모은다. 관례에 따라 왼쪽 신장은 세로로 절단하고 오른쪽 신장은 부검시 단면으로 절단합니다.
참고: 결장, 간 및 신장은 IRI의 다발성 장기 부전 또는 기타 전신 효과를 평가하는 데 사용할 수 있습니다. 소장은 원발성 손상을 평가하는 데 사용됩니다. 간엽과 신장의 개별 부분을 추적할 필요가 없으며, 각 장기가 하나의 단위로 분석되고 점수가 매겨집니다. 그러나 장 분절은 별도로 보관한 다음 개별적으로 라벨을 붙이고 점수를 매겨야 합니다.
- 장을 십이지장, 제주눔, 회장, 결장의 네 부분으로 나눕니다. 세 개의 소장 분절의 길이가 같은지 확인하십시오. 소장을 "Z"자 모양으로 접어 위쪽 선은 십이지장, 중간 선은 제주눔, 아래쪽 선은 회장입니다. 근위부와 원위부를 추적하는 것이 중요합니다.
- 20G 혈관 카테터가 부착된 10mL 주사기를 사용하여 장 분절의 내강을 식염수로 씻어냅니다.
- 절편을 만들기 전에 각 장 부분을 발광 면이 위를 향하도록 평평하게 놓습니다. 27G 바늘에 부착된 3mL 주사기를 사용하여 10% 완충 포르말린을 넉넉하게 적하하여 점막의 전체 길이를 코팅합니다. 그런 다음 각 장 분절을 개별적으로 말아서 라벨이 붙은 별도의 조직 카세트에 넣습니다.
- 굴리려면 각 세그먼트를 발광 면이 위를 향하도록 평평하게 놓은 다음 이쑤시개 주위를 원주곡으로 굴립니다. 근위 부분은 롤의 내부 부분을 형성해야 합니다. 루멘은 안쪽/중앙을 향해야 합니다. 융모가 압박되지 않도록 가능한 한 부드럽게 굴리십시오.
- 굴렸을 때 장은 스위스 롤처럼 보여야 합니다. 스위스 롤 나선형을 앞면이 위로 향하게 하여 카세트 안에 놓습니다.
- 10% 완충 포르말린으로 채워진 라벨이 붙은 바이알에 조직을 넣어 실온에서 고정합니다. 과잉 고정은 과소 고정보다 낫습니다. 바이알은 크고, 포르말린이 많이 함유되어 있어야 하며, 티슈보다 최소 20배 이상 고정성이 있어야 합니다.
- 내장: 4개의 카세트를 표본 컵에 함께 넣습니다. 24-48시간 동안 수정합니다.
- 간: 간엽을 50mL 원뿔형 튜브에 함께 넣습니다. 24-48시간 동안 수정합니다.
- 신장: 50mL 원뿔형 튜브에 신장을 함께 넣습니다. 48-72시간 동안 수정합니다.
참고: 다듬어지지 않은 신장은 다듬어진 신장보다 고치는 데 시간이 더 오래 걸립니다. 고정 시간을 24-48시간으로 단축하기 위해 신장을 정중면을 따라 세로(왼쪽 신장) 및 가로(오른쪽 신장)로 절단하고 포르말린에 침착하기 전에 카세트에 넣을 수 있습니다.
- 지정된 시간 동안 조직을 포르말린에 고정한 후 인산염 완충 식염수(PBS) 또는 증류수로 헹구고 70% EtOH로 채워진 라벨이 부착된 바이알로 옮깁니다. 조직은 조직학을 기다리는 동안 실온에서 EtOH에 무기한 보관할 수 있습니다.
- 내장: 4개의 카세트를 표본 컵에 함께 넣습니다.
- 간: 간엽을 50mL 원뿔형 튜브에 함께 넣습니다.
- 신장: 50mL 원뿔형 튜브에 신장을 함께 넣습니다.
- 준비가 되면 헤마톡실린 및 에오신(H&E) 염색을 사용하여 유리 슬라이드에서 조직을 처리합니다. 포르말린으로 고정된 조직을 다듬은 다음 파라핀에 넣습니다. 슬라이드에 5미크론 섹션을 장착하고 H&E로 염색합니다.
7. 조직 점수 매기기
- 조직 채점은 샘플 그룹에 대해 눈이 먼 숙련된 직원이 수행하는 것이 좋습니다.
- 장 허혈은 Chiu/Park 채점 시스템17을 사용하여 채점한다.
- 신장 손상은 Jablonski 채점 시스템18,19를 사용하여 채점됩니다.
- 간 손상은 스즈키 채점 시스템20,21을 사용하여 채점됩니다.
참고: 현재 장 IRI의 설치류 모델에서 조직 손상을 평가하기 위해 많은 채점 시스템이 사용되고 있습니다. 본 연구에서 사용한 채점체계는 자의적 추정을 최소화하고 의도적 정성적 평가를 극대화하기 위해 선정하였다(표 1).
Representative Results
우리는 일관되고 재현 가능한 결과를 산출한 쥐의 장 IRI 모델을 시연했습니다. 소장, 근위 결장, 신장 및 간을 절개하고 H&E로 염색했습니다. 수의학 병리학자는 앞서 언급한 채점 시스템을 사용하여 조직 손상의 등급을 매겼습니다(표 1). 통계 분석은 단일 요인 분산 분석(ANOVA)을 사용한 후 쌍별 비교를 통한 Tukey의 사후 분석을 사용하여 수행되었으며, 이를 통해 그룹 내 및 그룹 간에 데이터에 유의한 차이가 있는지 여부를 확인했습니다. 0.05보다 작거나 같은 p-값은 통계적 유의성을 확립하기 위한 컷오프로 간주되었습니다. 모든 통계 테스트 및 그래프 작성은 Real Statistics Resource Pack 애드온이 있는 스프레드시트 소프트웨어(예: Microsoft Excel)에서 수행되었습니다. 데이터는 평균의 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표시됩니다.
장 허혈 재관류 손상(IRI; N = 7) 대 가짜 개복술을 받은 사람들(Sham; N = 6)(그림 2 및 그림 3). 이러한 데이터에 대한 표준 오차는 좁았으며, 이는 그룹 내 및 그룹 간 결과의 일관성을 보여줍니다. 샴 그룹의 각 장 분절은 정확히 동일한 평균 Park/Chiu 점수 0.83을 산출했습니다. 샴 그룹의 십이지장, 제주눔, 회장의 SEM은 각각 0.31, 0.40, 0.31이었다. IRI 그룹의 십이지장, 제주눔, 회장의 평균 박/치우 점수는 각각 0.44± 4.07점, 0.46± 4.14점, 0.40점± 5.14점이었다.
이 연구에서는 60분 허혈과 120분 재관류(60/120 그룹)를 겪은 초기 쥐의 50%(3/6)가 사망했습니다. 세 마리의 쥐 중 두 마리는 부검을 위해 제출되었습니다. 두 쥐 모두 상피 괴사, 울혈 및 소장 출혈이 있었습니다. 또한, 생쥐는 생리적 스트레스와 관련된 비특이적 변화인 림프구 용해증을 겪었습니다. 두 쥐 모두 심장, 폐, 간 또는 신장에 병변이 없었다. 45분 허혈 및 90분 재관류로 시간을 단축하고 400IU/kg 헤파린(45/90/H 그룹)을 추가한 결과 장 손상 점수의 변화 없이 사망률이 20%(1/5)로 낮아졌습니다(그림 4). 60/120 그룹의 평균 Park/Chiu 점수는 4.56 ± 0.38(N=3)이었고, 45/90/H 그룹의 평균 점수는 4.375 ± 0.38(N=4)이었습니다.
근위 결장, 간, 신장의 손상을 나타내는 현미경적 소견은 60/120 마우스 또는 45/90/H 마우스에서 관찰되지 않았습니다.
표 1: 장, 신장 및 간에 대한 채점 시스템. 장 손상은 Chiu/Park 시스템17을 사용하여 등급을 매겼다. 신장 손상은 Jablonski 채점 시스템18,19를 사용하여 등급을 매겼습니다. 간 손상은 Suzuki 점수 시스템20,21을 사용하여 등급을 매겼습니다. 이 표는 Quaedackers et al.17, Du et al.19 및 Behrends et al.21에 제시된 채점 시스템의 권한으로 조정되었습니다. 이 표를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.
그림 1: 상장간막 동맥(SMA)의 위치 및 격리. (A) 일반적으로 SMA는 하대정맥의 복부에 있으며 동물의 오른쪽을 향해 뻗어 있습니다. 그것은 셀리악 동맥과 신장 동맥 사이에 위치하고 있습니다. 이 그림은 마가렛 쿡(Margaret Cook, 1965)22의 The Anatomy of the Laboratory Mouse의 허가를 받아 각색되었습니다. (B) 이 절차에서 창자는 외부화되고 왼쪽으로 뒤집히므로(이 그림에서는 축축한 거즈로 덮여 있음) SMA(노란색 화살표)는 하대정맥(파란색 화살표)의 왼쪽에 있습니다. 약어: RK = 오른쪽 신장; D = 십이지장. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 헤마톡실린(hematoxylin)과 에오신(eosin)으로 염색된 소장 분절. 샴 그룹의 쥐에서 채취한 jejunum (A)과 ileum (B) 절편은 길고 가느다란 융모를 특징으로 했다. IRI 그룹의 마우스에서 채취한 jejunum(C)과 회장(D) 절편은 괴사(별표)와 출혈 부위를 특징으로 하며, 나머지 융모(화살표)가 무뎌지고 뒤틀렸습니다. 사진은 45분 허혈과 90분 재관류를 거쳐 400IU/kg 헤파린을 투여받은 쥐의 사진입니다. 사진은 10% 줌으로 20배 배율로 촬영되었습니다. 스케일 바 = 100 μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 소장 분절에 대한 Park/Chiu 점수. 장 허혈 재관류 손상(IRI)을 받은 동물의 세 가지 장 분절(십이지장, 제주눔 및 회장) 모두에 대한 미세한 손상은 가짜 개복술(Sham)을 받은 동물에 비해 유의하게 증가했습니다. * p < IRI 대 Sham의 경우 0.05. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 60분 허혈 및 120회 재관류를 겪는 소장에 대한 Park/Chiu 점수와 400IU/kg 헤파린을 사용한 45분 허혈 및 90분 재관류. 60분 허혈 및 120분 재관류(60/120)에서 45분 허혈 및 400IU/kg 헤파린(45/90/H)으로 90분 재관류로 시간을 줄인 것은 IRI 그룹 마우스의 소장의 Park/Chiu 손상 점수에 통계적으로 유의한 차이를 만들지 않았습니다. 그러나 사망률을 50%에서 20%로 줄였습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
이 장 IRI 모델이 널리 사용되고 있음에도 불구하고 한계가 없는 것은 아닙니다. 예를 들어, SMA 기저부만 완전히 막힌다고 해서 장으로 가는 혈류가 완전히 차단되는 것은 아닙니다. 이는 장간막의 광범위한 측부 순환 때문일 수 있으며, 이는 복부 대동맥의 인접 가지에서 혈액을 끌어올 수 있습니다. 고양이를 대상으로 한 한 연구에서 SMA 폐색은 근위 십이지장에서 35%, 원위 십이지장에서 61%, 정장과 회장에서 71%, 근위 결장에서 63%의 혈류를 감소시켰습니다. 혈류는 하장간막 동맥(inferior mesenteric artery)에서 많은 순환을 받는 중위대장과 원위결장에서 감소되지 않았다23. 설치류에서 jejunum과 ileum은 SMA 폐색 후 가장 심각한 조직 손상을 초래하는 장 분절로 가장 자주 언급된다9.
SMA 폐색 후 허혈 시간은 1분에서 90분 이상까지 문헌에 인용되어 있습니다. 다른 허혈성 시간은 다른 수준의 재관류 손상을 초래합니다. Park 등은 허혈 간격이 40분에서 60분 사이일 때 재관류 손상을 관찰했지만, 허혈 간격이 더 짧거나 더 길었을 때는 관찰하지 않았다24. 이러한 결과는 짧은 시간은 재관류 손상을 유발하기에 충분한 허혈을 일으키지 않는 반면, 더 긴 시간은 조직을 너무 심하게 손상시켜 뒤따르는 재관류 손상을 입증하는 것이 불가능하다는 것을 시사합니다. 또한 허혈성 시간이 길어지면 사망률이 증가할 위험이 있습니다. 우리의 연구에서 볼 수 있듯이, 60분 허혈을 겪은 초기 쥐의 50%(3/6)는 단지 90분의 재관류 후에 죽었습니다. 허혈 시간을 45분으로 단축하면 조직 손상 점수의 변화 없이 사망률을 20%(1/5)로 낮출 수 있습니다. 우리의 연구에 따르면, 허혈성 손상의 이상적인 창은 약 45분 동안 SMA 폐색에 의해 달성될 수 있는 것으로 보입니다.
또 다른 변수는 조직 채취 전의 재관류 시간입니다. 허혈 시간과 마찬가지로 재관류 시간은 60분에서 24시간 이상까지 연구에 따라 크게 다릅니다. 몇몇 논문은 장 점막이 2-3 시간의 재관류에서 최대 형태 학적 손상을 일으키고 24 시간 25,26,27에서 완전한 복구가 이루어진다고보고했습니다. 이 2-3시간 전에 조직을 채취하면 재관류 손상의 전체 범위를 포착하지 못할 위험이 있는 반면, 24시간 가까이 채취한 조직은 이미 복구 과정을 시작했을 것입니다. 처음에는 재관류 시간을 120분으로 선택했지만, 사망률을 낮추기 위해 90분으로 변경했습니다. 이 변화는 조직 손상 결과를 바꾸지 않았으며, 이는 2-3시간 창에서 30분 편차가 허용될 수 있음을 시사합니다.
산소 농도는 IRI 발달에 중요한 변수이기도 합니다. Wilding et al.은 21 % O2 를 투여받은 마우스와 비교하여 100 % O2 로 전달 된 이소플루란으로 마취 된 마우스는 무기폐로 인한 환기 - 관류 불일치를 경험했습니다. 같은 연구에서, 100%O2 를 투여받은 쥐는 급성 호흡기 산증을 일으켰고 평균 동맥압이 상승했다28. 이러한 생리적 변화는 여러 가지 전신 요인이 관련된 IRI와 같은 부상을 유발할 때 피하는 것이 가장 좋습니다. 따라서, 21%O2 가 100%O2 보다 이소플루란 송달을 위한 운반 가스로서 더 적합한 것으로 보인다.
이 프로토콜에서 헤파린을 사용하는 것은 논쟁의 여지가 있습니다. 헤파린은 항응고 및 항염증 효과가 있는 것으로 알려져있다 29. 60분 허혈 및 120분 재관류에서 400IU/kg 헤파린으로 45분 허혈 및 90분 재관류로 변경해도 미세한 장 손상은 변하지 않았지만 사망률은 낮아졌습니다. 한 가지 가능한 설명은 헤파린이 폐와 뇌와 같은 먼 장기에 대한 치명적인 혈전 색전증을 예방했다는 것이지만, 우리는 죽은 초기 두 마리의 쥐에 대한 총체적 또는 현미경적 검사에 의해 부검에서 이에 대한 증거를 찾지 못했습니다. 헤파린 없이 더 짧은 허혈 및 재관류 시간을 사용하는 것도 사망률을 줄이는 데 효과적일 수 있습니다. 만약 그렇다면, IRI와의 간섭을 최소화하기 위해 헤파린의 사용을 포기하는 것이 현명할 것이다. 그러나 수술 환자는 종종 수술 전후에 헤파린을 투여받기 때문에 프로토콜에 헤파린을 포함하는 것이 IRI의 외과적 원인을 모델링하려는 사람들에게 적합할 수 있습니다.
이소플루란은 장 염증 및 허혈의 경우 조직 보호 효과가 있는 것으로 나타났으며, 이소플루란의 사용은 임상적으로 관련된 IRI 모델30,31,32를 방해할 수 있습니다. 그러나 유기불소 흡입제(즉, 이소플루란, 세보플루란)는 수의학 및 인간 의학 모두에서 일반적으로 사용되는 마취제입니다. 또한, 이 프로토콜에 필요한 마취 시간은 120분을 초과하므로 재투여가 필요한 단기 작용 주사제보다 흡입제가 더 적합합니다.
근위 결장, 간 또는 신장에는 미세한 병변이 없었습니다. 미세한 변화가 없었던 것은 아마도 90분에서 120분의 재관류 시간이 상대적으로 짧았기 때문일 것입니다. 또한 근위 결장은 하장간막 동맥에서 혈액을 공급합니다. 그러나 눈에 띄는 손상이 없다고 해서 전신 손상이 배제되는 것은 아닙니다. 역전사-정량적 중합효소연쇄반응(RT-qPCR)은 TNF-α와 같은 염증성 사이토카인을 측정하여 전신 손상을 입증하는 더 나은 방법일 수 있습니다.
이 장 IRI 모델의 몇 가지 변형이 수년에 걸쳐 개발되었습니다. 1990년, Megison et al.은 SMA와 함께 측부 혈관을 막는 것이 장간막 혈류의 보다 일관된 감소를 가져오지만 사망률은 증가시킨다는 것을 입증했다33. 보다 최근의 연구에 따르면 SMA의 기저부를 막는 대신, 말초 및 측부 가지를 결찰하여 원위 회장의 허혈을 유도하면 사망률 없이 재현 가능한 손상이 발생한다34. 국소 동맥 가지의 폐색은 최대 허혈을 보장하고 SMA를 기저부에서 결찰할 때 나타나는 혈류의 다초점, 분절 감소 문제를 해결할 수 있습니다. 장 IRI를 모델링하는 이 대체 방법은 장 IRI의 국소 조직 효과에 대한 연구에 적용되지만, 장 손상과 관련될 수 있는 전신 염증 및 다장기 부전을 정확하게 모델링할 수 있는지는 알려져 있지 않습니다.
SMA 폐색은 모든 유형의 장 IRI에 적합한 모델은 아닙니다. 예를 들어, 비폐색성 장간막 허혈은 심박출량 감소로 인한 스플랑크닉 저관류가 특징입니다. 따라서 이 기술은 심근경색, 울혈성 심부전, 대동맥 기능 부전, 신장 또는 간 질환에 의한 장 IRI를 연구하는 데 최적이 아니다35. 그러나 Kozar et al.은 SMA 폐색이 충격에 의해 유도된 장내 IRI에 대해 임상적으로 유의미한 모델이라고 보고했다36. 덜 경제적이기는 하지만, 돼지와 같은 다른 종의 사용은 특정 장 손상 상태를 모델링하는 데 설치류보다 이점이 있을 수 있습니다. 2014년 Gonzalez et al.의 포괄적인 검토에서는 현재 장내 IRI9를 조사하는 데 사용되는 동물 모델에 대해 설명합니다.
이러한 한계에도 불구하고, SMA의 기저부를 폐색하는 기술은 장 허혈의 가장 일반적으로 사용되는 설치류 모델 중 하나로 남아 있다9. 하나의 혈관 클램프와 기본 설정만 필요하기 때문에 수술 자체는 매우 간단합니다. 또한 여기에 제시된 데이터에서 알 수 있듯이 재현 가능한 부상을 초래합니다. 설치류의 SMA 폐색은 장 IRI의 폐색 원인을 안정적으로 모델링할 수 있으며 수의학 및 인간 의학 모두에 실제로 적용할 수 있습니다. 따라서 여기에 설명된 절차를 일관성 있게 수행하는 것이 중요합니다.
Disclosures
이 논문의 저자는 공개할 이해 상충이 없습니다.
Acknowledgments
이 프로젝트에 대한 자금은 미국 국립보건원(National Institutes of Health) 산하 국립 심장, 폐 및 혈액 연구소(National Heart, Lung, and Blood Institute)의 교내 연구 부서(Division of Intramural Research)에서 제공했습니다.
제임스 호킨스 박사의 멘토링과 지원에 감사드립니다. 또한 상장간막 동맥을 찾는 데 도움을 주신 Mihai Oltean 박사와 Robert Linford 박사님께 감사드립니다. 이 프로토콜을 개발하는 동안 전문 지식을 제공해 주신 Patricia Carvalho Obeid Ellrich 박사, Claudio Correa Natalini 박사 및 George Howell III 박사에게 감사의 말씀을 전합니다. 마지막으로, 이 논문에 실린 아름다운 현미경 사진을 확보하는 데 도움을 준 Stephen Wincovitch와 최종 그림에 라벨을 붙이고 렌더링하는 데 도움을 준 Alicia Olivier 박사에게 감사의 말씀을 전합니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Roboz | RS-5236 | Surgical instrument |
| Alm retractor | Roboz | RS-6510 | Surgical instrument |
| Anesthesia machine | Datex-Ohmeda | Aestiva 5 | |
| Anesthesia: isoflurane | Baxter Healthcare Corporation | NDC 10019-360-40 | Dose: 1-4%, INH |
| Angiocath 20 g x 2 | Smiths Medical | 5057 | Flushing intestines with saline and formalin |
| Atraumatic microvascular clip | Teleflex | 065100 | Surgical instrument |
| Buffered formalin 10% | Fisher Scientific | 23-245684 | Tissue fixation |
| Bupivicaine 0.25% | Hospira, Inc. | NDC 0409-1160-18 | Dose: up to 2 mg/kg drop-wise |
| Buprenorphine | Par Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | Dose: 1 mg/kg, SQ |
| Chlorhexidine scrub 2% | Vet One | 510083 | Surgical site prep |
| Circulating water blanket | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | Body temp maintenance |
| Clippers - Wahl BravMini, Purple Hair clippers | Lambert Vet Supply | 008WA-41590-0438 | Surgical site prep |
| Conical tubes 50 ml | Fisher Scientific | 14-432-22 | Tissue fixation and storage |
| Dry ice | N/A | N/A | PCR tissue samples |
| EtOH 200 proof | The Warner-Graham Company | 64-17-5 | Tissue storage |
| Heparin (optional) | Meitheal Pharmaceuticals | NDC 71288-402-11 | Dose: 200-600 IU/kg |
| Induction chamber | VetEquip | 941456 | |
| Indus Instruments THM100 Rodent Monitor | Indus Instruments | N/A | For monitoring rodent body temperature during surgery |
| Isopropyl Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | For scrubbing surgical site |
| Microcentrifuge Tubes: 0.6mL | Fisher Scientific | 05-408-121 | PCR tissue samples. 8 per mouse, Terminal bleed collection, serum storage |
| Microsoft Excel | Microsoft | N/A | |
| Nose cone | N/A | N/A | Can be homemade with syringe tube or bubble tubing |
| O2 medical air 21% | Roberts Oxygen | N/A | Rate: 0.5 L/min for each L chamber volume |
| Ophthalmic ointment | Akorn, Inc. | NDC 17478-062-35 | Surgical prep |
| PBS pH 7.4 (1x) | ThermoFisher Scientific | 10010-031 | For tissue rinsing and making 70% EtOH |
| Specimen cups | Cardinal Healthcare | C13005 | For holding tissue cassettes in formalin |
| Sterile Castroviejo Needle Holder | Roboz | RS-6412 | Surgical instrument |
| Sterile cotton swabs | Medline | BXTA50002Z | |
| Sterile gauze | Medline | PRM21423Z | |
| Sterile Micro Dissecting Scissors | Roboz | RS-5980 | Surgical instrument |
| Sterile micro dissecting spring scissors | Roboz | RS-5693 | Surgical instrument |
| Sterile micro forceps | Roboz | RS-5264 | Surgical instrument |
| Sterile saline (0.9%) | Braun | R5201-01 | Must be warmed |
| Sterile scalpel blade #15 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-015 | Surgical instrument |
| Sterile scalpel handle | Roboz | RS-9843 | Surgical instrument |
| Sterile surgical drape | Medline | DYNJSD1092 | |
| Sterile surgical gloves | Medline | MSG2270 | |
| Sterile surgical stapler | Roboz | RS-9260 | Surgical instrument |
| Sterile surgical staples | Roboz | RS-9262 | Abdominal skin closure |
| Sterile suture: Vicryl (polyglactin 910) 6-0, 27" Taper RB-1 Needle | Ethicon | J212G | Closing abdominal muscle |
| Surgical tape | Medline | MMM15271Z | Securing mouse in dorsal recumbancy |
| Syringe 10 ml x 2 | Medline | SYR110010 | Flushing intestines with saline and formalin |
| Tissue cassettes | Fisher Scientific | 22-038-665 | Rolled intestinal segments. 4 per mouse. |
| Towel or drape | Medline | GEM2140 | Water blanket cover |
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