Summary

चिकन भ्रूण में इनट्रेसलोमिक प्रत्यारोपण के माध्यम से किडनी ऑर्गेनोइड्स का कुशल वैस्कुलराइजेशन

Published: February 17, 2023
doi:

Summary

यहां, हम चिकन भ्रूण के सेलोमिक गुहा में किडनी ऑर्गेनोइड्स के प्रत्यारोपण के लिए एक विस्तृत प्रोटोकॉल प्रस्तुत करते हैं। यह विधि 8 दिनों के भीतर ऑर्गेनोइड्स के वैस्कुलराइजेशन और बढ़ी हुई परिपक्वता को प्रेरित करती है और इन प्रक्रियाओं का कुशल तरीके से अध्ययन करने के लिए उपयोग की जा सकती है।

Abstract

मानव प्रेरित प्लुरिपोटेंट स्टेम कोशिकाओं से प्राप्त किडनी ऑर्गेनोइड्स में नेफ्रॉन जैसी संरचनाएं होती हैं जो एक निश्चित डिग्री तक वयस्क गुर्दे से मिलती-जुलती होती हैं। दुर्भाग्य से, उनकी नैदानिक प्रयोज्यता एक कार्यात्मक वाहिका की कमी और परिणामस्वरूप विट्रो में सीमित परिपक्वता से बाधित होती है। चिकन भ्रूण के सेलोमिक गुहा में गुर्दे के ऑर्गेनोइड्स का प्रत्यारोपण ग्लोमेरुलर केशिकाओं के गठन सहित संक्रमित रक्त वाहिकाओं द्वारा वैस्कुलराइजेशन को प्रेरित करता है, और उनकी परिपक्वता को बढ़ाता है। यह तकनीक बहुत कुशल है, जिससे बड़ी संख्या में ऑर्गेनोइड्स के प्रत्यारोपण और विश्लेषण की अनुमति मिलती है। यह पेपर चिकन भ्रूण में किडनी ऑर्गेनोइड्स के इंट्रासेलोमिक प्रत्यारोपण के लिए एक विस्तृत प्रोटोकॉल का वर्णन करता है, इसके बाद फ्लोरोसेंटली लेबल लेक्टिन का इंजेक्शन होता है ताकि संक्रमित वाहिका को दाग दिया जा सके, और इमेजिंग विश्लेषण के लिए प्रत्यारोपित ऑर्गेनोइड्स का संग्रह। इस विधि का उपयोग इन प्रक्रियाओं को बढ़ाने और रोग मॉडलिंग में सुधार के लिए सुराग खोजने के लिए ऑर्गनॉइड वैस्कुलराइजेशन और परिपक्वता को प्रेरित करने और अध्ययन करने के लिए किया जा सकता है।

Introduction

मानव प्रेरित प्लुरिपोटेंट स्टेम सेल (एचआईपीएससी) -व्युत्पन्न किडनी ऑर्गेनोइड्स को विकासात्मक अध्ययन 1,2,3,4, विषाक्तता स्क्रीनिंग 5,6, और रोग मॉडलिंग5,7,8,9,10,11,12,13 के लिए क्षमता दिखाया गया है।. हालांकि, इन और अंतिम नैदानिक प्रत्यारोपण उद्देश्यों के लिए उनकी प्रयोज्यता संवहनी नेटवर्क की कमी से सीमित है। भ्रूण के गुर्दे के विकास के दौरान, पोडोसाइट्स, मेसांगियल कोशिकाएं और संवहनी एंडोथेलियल कोशिकाएं (ईसी) ग्लोमेरुलस की जटिल संरचना बनाने के लिए बातचीत करती हैं। इस बातचीत के बिना, ग्लोमेरुलर निस्पंदन बाधा, जिसमें पोडोसाइट्स, ग्लोमेरुलर बेसमेंट झिल्ली (जीबीएम), और ईसी शामिल हैं, ठीक से विकसित नहीं हो सकते हैं। हालांकि इन विट्रो में किडनी ऑर्गेनोइड्स में कुछ ईसीएस होते हैं, ये एक उचित संवहनी नेटवर्क बनाने में विफल रहते हैं और समयके साथ कम हो जाते हैं। इसलिए यह आश्चर्य की बात नहीं है कि ऑर्गेनोइड अपरिपक्व रहते हैं। चूहों में प्रत्यारोपण गुर्दे के ऑर्गेनोइड्स 18,19,20,21 के वैस्कुलराइजेशन और परिपक्वता को प्रेरित करता है। दुर्भाग्य से, यह एक श्रम-गहन प्रक्रिया है जो बड़ी संख्या में ऑर्गेनोइड ्स के विश्लेषण के लिए अनुपयुक्त है।

चिकन भ्रूण का उपयोग एक सदी से अधिक समय से वैस्कुलराइजेशन और विकास का अध्ययन करने के लिए किया गयाहै। वे आसानी से सुलभ हैं, कम रखरखाव की आवश्यकता होती है, पूरी तरह कार्यात्मक प्रतिरक्षा प्रणाली की कमी होती है, और अंडे के खोल 23,24,25,26 को खोलने के बाद सामान्य रूप से विकसित हो सकते हैं। उनके कोरियोलांटोइक झिल्ली (सीएएम) पर ऑर्गेनोइड्स के प्रत्यारोपण को वैस्कुलराइजेशन27 का कारण दिखाया गया है। हालांकि, सीएएम पर प्रत्यारोपण की अवधि, साथ ही ग्राफ्ट की परिपक्वता का स्तर, सीएएम गठन द्वारा सीमित है, जिसे पूरा होने में भ्रूण के दिन 7 तक का समय लगता है। इसलिए, चिकन भ्रूण28 में इंट्रासेलोमिक प्रत्यारोपण के माध्यम से कुशलतापूर्वक संवहनी और परिपक्व किडनी ऑर्गेनोइड्स के लिए एक विधि हाल ही में विकसित की गई थी। चिकन भ्रूण की सेलोमिक गुहा 1930 के दशक से भ्रूण के ऊतकों29,30 के भेदभाव के लिए एक अनुकूल वातावरण के रूप में जानी जाती है। यह भ्रूण के विकास में जल्दी पहुँचा जा सकता है और सभी दिशाओं में ग्राफ्ट के अपेक्षाकृत असीमित विस्तार की अनुमति देता है।

यह पेपर दिन 4 चिकन भ्रूण के सेलोमिक गुहा में एचआईपीएस-व्युत्पन्न किडनी ऑर्गेनोइड्स के प्रत्यारोपण के लिए एक प्रोटोकॉल की रूपरेखा तैयार करता है। यह विधि 8 दिनों के भीतर ऑर्गेनोइड्स के वैस्कुलराइजेशन और बढ़ी हुई परिपक्वता को प्रेरित करती है। भ्रूण का त्याग करने से पहले फ्लोरोसेंटली लेबल लेंस कलिनेरिस एग्लूटीनिन (एलसीए) का इंजेक्शन कॉन्फोकल माइक्रोस्कोपी के माध्यम से ऑर्गेनोइड्स के भीतर संक्रमित रक्त वाहिकाओं के विज़ुअलाइज़ेशन को सक्षम बनाता है।

Protocol

डच कानून के अनुसार, इस शोध के लिए पशु कल्याण समिति द्वारा अनुमोदन की आवश्यकता नहीं थी। 1. प्रत्यारोपण के लिए एचआईपीएस-व्युत्पन्न किडनी ऑर्गेनोइड्स तैयार करना ताकासाटो एट अल.4,18,31…

Representative Results

किडनी ऑर्गेनोइड्स के लिए एचआईपीएससी के विभेदन के लिए विधि और समयरेखा, निषेचित चिकन अंडे के इनक्यूबेशन, किडनी ऑर्गेनोइड्स के प्रत्यारोपण, एलसीए के इंजेक्शन और ऑर्गेनोइड्स के संग्रह को चित्रा 1…

Discussion

इस पांडुलिपि में, चिकन भ्रूण में एचआईपीएससी-व्युत्पन्न किडनी ऑर्गेनोइड्स के इनट्रैसेलोमिक प्रत्यारोपण के लिए एक प्रोटोकॉल का प्रदर्शन किया गया है। प्रत्यारोपण पर, ऑर्गेनोइड्स को संक्रमित रक्त वाह?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

हम चिकन भ्रूण इंजेक्शन के साथ उनकी मदद के लिए जॉर्ज गैलारिस (एलयूएमसी, लीडेन, नीदरलैंड) को धन्यवाद देते हैं। हम सास्किया वैन डेर वाल-मास (एनाटॉमी और भ्रूण विज्ञान विभाग, एलयूएमसी, लीडेन, नीदरलैंड), कोनी वैन मुंस्टरेन (एनाटॉमी और भ्रूणविज्ञान विभाग, एलयूएमसी, लीडेन, नीदरलैंड), मैनन ज़ुरमंड (एलयूएमसी, लीडेन, नीदरलैंड), और एनेमेरी डी ग्राफ (एलयूएमसी, लीडेन, नीदरलैंड) के समर्थन को स्वीकार करते हैं। M. Koning is is of ‘Nephrosearch Stichting tot steun van het wetenschappelijk onderzoek van de afdeling Nierziekten van het LUMC’. यह काम लीडेन यूनिवर्सिटी फंड “प्रोफेसर जाप डी ग्रेफ-लिंगलिंग वियाधनर्मा फंड” जीडब्ल्यूएफ 2019-02 द्वारा समर्थित था। यह काम पुनर्योजी चिकित्सा क्रॉसिंग बॉर्डर्स (RegMedXB) और हेल्थ हॉलैंड, टॉप सेक्टर लाइफ साइंसेज एंड हेल्थ के भागीदारों द्वारा समर्थित है। वैन डेन बर्ग और टीजे राबेलिंक को नोवो नॉर्डिस्क फाउंडेशन सेंटर फॉर स्टेम सेल मेडिसिन (आरईन्यू) द्वारा समर्थित किया जाता है, नोवो नॉर्डिस्क फाउंडेशन सेंटर फॉर स्टेम सेल मेडिसिन नोवो नॉर्डिस्क फाउंडेशन अनुदान (एनएनएफ 21सीसी0073729) द्वारा समर्थित है।

Materials

0.2 µm filter: Whatman Puradisc 30 syringe filter 0.2 µm Whatman 10462200
35 mm glass bottom dishes  MatTek Corporation P35G-1.5-14-C
Aspirator tube assemblies for calibrated microcapillary pipettes Sigma-Aldrich A5177-5EA Contains silicone tubes, mouth piece and connector
Confocal microscope: Leica White Light Laser Confocal Microscope  Leica TCS SP8
Dissecting forceps, simple type. Titanium, curved, with fine sharp tips Hammacher Karl HAMMHTC091-10
Dissecting forceps, simple type. Titanium, straight, with fine sharp tips Hammacher Karl HAMMHTC090-11
Dissecting microscope  Wild Heerbrugg 355110
Dissecting scissors, curved, OP-special, extra sharp/sharp Hammacher Karl HAMMHSB391-10
Donkey serum Sigma-Aldrich D9663
Donkey-α-mouse Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A-212-02 dilution 1:500
Donkey-α-sheep Alexa Fluor 647 ThermoFisher Scientific A-21448 dilution 1:500
Double edged stainless steel razor blades Electron Microsopy Sciences 72000
DPBS, calcium, magnesium (DPBS-/-) ThermoFisher Scientific 14040133
DPBS, no calcium, no magnesium (DPBS+/+) ThermoFisher Scientific 14190094
Egg cartons or custom made egg holders  NA NA
Fertilized white leghorn eggs (Gallus Gallus Domesticus Drost Loosdrecht B.V. NA
Incubator Elbanton BV ET-3 combi
Lotus Tetragonolobus lectin (LTL) Biotinylated Vector Laboratories B-1325 dilution 1:300
Micro scissors, straight, sharp/sharp, cutting length 10 mm Hammacher Karl HAMMHSB500-09
Microcapillaries: Thin wall glass capillaries 1.5 mm, filament World Precision Instruments TW150F-3
Micropipette puller Sutter Instrument Company Model P-97 We use the following settings: Heat 533, Pull 60, Velocity 150, Time 200
Microscalpel holder: Castroviejo blade and pins holder, 12 cm, round handle, conical 10 mm jaws. Euronexia L-120
Mounting medium: Prolong Gold Antifade Mountant  ThermoFisher Scientific P36930
Olivecrona dura dissector 18 cm  Reda 41146-18
Parafilm  Heathrow Scientific HS234526B
Penicillin-streptomycin 5,000 U/mL ThermoFisher Scientific 15070063
Perforated spoon  Euronexia S-20-P
Petri dish 60 x 15 mm  CELLSTAR 628160
Plastic transfer pipettes  ThermoFisher Scientific PP89SB
Purified mouse anti-human CD31 antibody BD Biosciences 555444 dilution 1:100
Rhodamine labeled Lens Culinaris Agglutinin (LCA) Vector Laboratories RL-1042 This product has recently been discontinued. Vectorlabs does still produce Dylight 649 labeled LCA (DL-1048-1) and fluorescein labeled LCA (FL-1041-5)
Sheep anti-human NPHS1 antibody R&D systems AF4269 dilution 1:100
Sterile hypodermic needles, 19 G BD microlance 301500
Streptavidin Alexa Fluor 405 ThermoFisher Scientific S32351 dilution 1:200
Syringe 5 mL BD Emerald 307731
Transparent tape  Tesa 4124 Available at most hardware stores
Triton X Sigma-Aldrich T9284
Tungsten wire, 0.25 mm dia  ThermoFisher Scientific 010404.H2

References

  1. Taguchi, A., et al. Redefining the in vivo origin of metanephric nephron progenitors enables generation of complex kidney structures from pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 14 (1), 53-67 (2014).
  2. Morizane, R., et al. Nephron organoids derived from human pluripotent stem cells model kidney development and injury. Nature Biotechnology. 33 (11), 1193-1200 (2015).
  3. Kim, Y. K., et al. Gene-edited human kidney organoids reveal mechanisms of disease in podocyte development. Stem Cells. 35 (12), 2366-2378 (2017).
  4. Takasato, M., et al. Kidney organoids from human iPS cells contain multiple lineages and model human nephrogenesis. Nature. 526 (7574), 564-568 (2015).
  5. Hale, L. J., et al. 3D organoid-derived human glomeruli for personalised podocyte disease modelling and drug screening. Nature Communications. 9 (1), 5167 (2018).
  6. Vanslambrouck, J. M., et al. Enhanced metanephric specification to functional proximal tubule enables toxicity screening and infectious disease modelling in kidney organoids. Nature Communications. 13 (1), 5943 (2022).
  7. Tanigawa, S., et al. Organoids from nephrotic disease-derived iPSCs identify impaired NEPHRIN localization and slit diaphragm formation in kidney podocytes. Stem Cell Reports. 11 (3), 727-740 (2018).
  8. Forbes, T. A., et al. Patient-iPSC-derived kidney organoids show functional validation of a ciliopathic renal phenotype and reveal underlying pathogenetic mechanisms. American Journal of Human Genetics. 102 (5), 816-831 (2018).
  9. Freedman, B. S., et al. Modelling kidney disease with CRISPR-mutant kidney organoids derived from human pluripotent epiblast spheroids. Nature Communications. 6, 8715 (2015).
  10. Cruz, N. M., et al. Organoid cystogenesis reveals a critical role of microenvironment in human polycystic kidney disease. Nature Materials. 16 (11), 1112-1119 (2017).
  11. Gupta, N., et al. Modeling injury and repair in kidney organoids reveals that homologous recombination governs tubular intrinsic repair. Science Translational Medicine. 14 (634), eabj4772 (2022).
  12. Hiratsuka, K., et al. Organoid-on-a-chip model of human ARPKD reveals mechanosensing pathomechanisms for drug discovery. Scencei Advances. 8 (38), eabq0866 (2022).
  13. Dorison, A., et al. Kidney organoids generated using an allelic series of NPHS2 point variants reveal distinct intracellular podocin mistrafficking. Journal of the American Society of Nephrology. , (2022).
  14. Eremina, V., et al. Glomerular-specific alterations of VEGF-A expression lead to distinct congenital and acquired renal diseases. The Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 707-716 (2003).
  15. Kitamoto, Y., Tokunaga, H., Tomita, K. Vascular endothelial growth factor is an essential molecule for mouse kidney development: glomerulogenesis and nephrogenesis. The Journal of Clinical Investigation. 99 (10), 2351-2357 (1997).
  16. Sison, K., et al. Glomerular structure and function require paracrine, not autocrine, VEGF-VEGFR-2 signaling. Journal of the American Society of Nephrology. 21 (10), 1691-1701 (2010).
  17. Ryan, A. R., et al. Vascular deficiencies in renal organoids and ex vivo kidney organogenesis. Developmental Biology. 477, 98-116 (2021).
  18. vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  19. Sharmin, S., et al. Human induced pluripotent stem cell-derived podocytes mature into vascularized glomeruli upon experimental transplantation. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (6), 1778-1791 (2016).
  20. Bantounas, I., et al. Generation of functioning nephrons by implanting human pluripotent stem cell-derived kidney progenitors. Stem Cell Reports. 10 (3), 766-779 (2018).
  21. vanden Berg, C. W., Koudijs, A., Ritsma, L., Rabelink, T. J. In vivo assessment of size-selective glomerular sieving in transplanted human induced pluripotent stem cell-derived kidney organoids. Journal of the American Society of Nephrology. 31 (5), 921-929 (2020).
  22. Asai, R., Bressan, M., Mikawa, T. Avians as a model system of vascular development. Methods in Molecular Biology. 2206, 103-127 (2021).
  23. Jankovic, B. D., et al. Immunological capacity of the chicken embryo. I. Relationship between the maturation of lymphoid tissues and the occurrence of cell-mediated immunity in the developing chicken embryo. Immunology. 29 (3), 497-508 (1975).
  24. Alkie, T. N., et al. Development of innate immunity in chicken embryos and newly hatched chicks: a disease control perspective. Avian Pathology. 48 (4), 288-310 (2019).
  25. Rawles, M. E. Transplantation of normal embryonic tissues. Annalls of the New York Academy of Sciences. 55 (2), 302-312 (1952).
  26. Rawles, M. E. The development of melanophores from embryonic mouse tissues grown in the coelom of chick embryos. Proceedings of the National Academy of Sciences. 26 (12), 673-680 (1940).
  27. Garreta, E., et al. Fine tuning the extracellular environment accelerates the derivation of kidney organoids from human pluripotent stem cells. Nature Materials. 18 (4), 397-405 (2019).
  28. Koning, M., et al. Vasculogenesis in kidney organoids upon transplantation. NPJ Regenerative Medicine. 7 (1), 40 (2022).
  29. Hamburger, V. Morphogenetic and axial self-differentiation of transplanted limb primordia of 2-day chick embryos. Journal of Experimental Zoology. 77 (3), 379-399 (1938).
  30. Dossel, W. E. New method of intracelomic grafting. Science. 120 (3111), 262-263 (1954).
  31. Takasato, M., Er, P. X., Chiu, H. S., Little, M. H. Generation of kidney organoids from human pluripotent stem cells. Nature Protocols. 11 (9), 1681-1692 (2016).
  32. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Developmental Dynamics. 195 (4), 231-272 (1992).
  33. Aleksandrowicz, E., Herr, I. Ethical euthanasia and short-term anesthesia of the chick embryo. ALTEX. 32 (2), 143-147 (2015).
  34. . ACUC. Guideline: The Use and Euthanasia Procedures of Chicken/Avian Embryos. , (2012).
check_url/65090?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Koning, M., Lievers, E., Jaffredo, T., van den Berg, C. W., Rabelink, T. J. Efficient Vascularization of Kidney Organoids through Intracelomic Transplantation in Chicken Embryos. J. Vis. Exp. (192), e65090, doi:10.3791/65090 (2023).

View Video