Summary
Un protocole efficace de perfusion sanguine rapide est présenté ici pour préparer des échantillons de tissus de grenouilles à griffes africaines pour des études transcriptomiques et protéomiques.
Abstract
Les Xénopes sont de puissants organismes modèles pour comprendre le développement des vertébrés et les maladies depuis plus de 100 ans. Ici, un protocole de perfusion sanguine rapide dans Xenopus, visant à une réduction cohérente et drastique du sang dans tous les tissus, est défini. La perfusion est réalisée en insérant une aiguille directement dans le ventricule du cœur et en pompant une solution saline héparinée tamponnée au phosphate (PBS) à travers le système vasculaire. La procédure peut être complétée en environ 10 minutes par animal. Le sang est dominé par quelques protéines et types de cellules très abondants, créant de nombreux problèmes car ces protéines masquent la plupart des autres molécules et types de cellules d’intérêt. La caractérisation reproductible des tissus Xenopus adultes avec la protéomique quantitative et la transcriptomique unicellulaire bénéficiera de l’application de ce protocole avant l’échantillonnage d’organes. Les protocoles d’échantillonnage tissulaire sont définis dans des documents d’accompagnement. Ces procédures visent à normaliser les pratiques chez Xenopus de sexe, d’âge et d’état de santé différents, en particulier X. laevis et X. tropicalis.
Introduction
La perfusion du corps entier des amphibiens est systématiquement complétée à des fins de préservation et de fixation 1,2,3,4,5,6. Cependant, ces procédures se produisent à un rythme qui limite le nombre d’échantillons frais qui peuvent être prélevés par animal. Le but de ce travail est de développer un protocole de perfusion sanguine efficace chez Xenopus, en priorisant la vitesse de la technique. Le protocole prend moins de 10 minutes par animal pour X. tropicalis et moins de 15 minutes par animal X. laevis. Les priorités secondaires sont la facilité de réplication et l’utilisation d’équipements faciles à acquérir afin que des échantillons de haute qualité puissent être largement partagés entre les laboratoires Xenopus.
Les grenouilles Xenopus sont largement utilisées dans la recherche biomédicale pour étudier les processus biologiques et pathologiques fondamentaux conservés entre les espèces. Ce tétrapode a une relation évolutive plus étroite avec les mammifères que les autres modèles aquatiques, ayant des poumons, un cœur à trois chambres et des membres avec des doigts. La communauté internationale utilise efficacement Xenopus pour mieux comprendre les maladies humaines grâce à une modélisation approfondie des maladies et à une analyse moléculaire de la fonction des gènes liés à la maladie. Les nombreux avantages de Xenopus en tant que modèle animal en font des outils précieux pour étudier la base moléculaire du développement humain et de la maladie; Ces avantages comprennent : une grande taille d’ovocytes et d’embryons, une fécondité élevée, une facilité de logement, un développement externe rapide et une facilité de manipulation génomique. On estime que Xenopus partage ~80% des gènes de maladies humaines identifiés7.
Comparé aux modèles de mammifères populaires, Xenopus est un modèle rapide et rentable, avec la facilité d’élimination du morpholino et la disponibilité de transgéniques efficaces et de mutations génétiques ciblées à l’aide de CRISPR8. La spectrométrie de masse quantitative et la transcriptomique unicellulaire ont été appliquées avec succès aux embryons Xenopus9,10, mais un atlas cellulaire récent de Xenopus laevis montre que la composition de la plupart des tissus est dominée par les types de cellules sanguines 11. En développant une technique qui exsanguine les tissus à un rythme rapide et en utilisant des milieux réfrigérés, la fraîcheur de l’échantillon est peu affectée par la perfusion. Ceci est particulièrement important pour les applications où l’objectif est de profiler l’expression physiologiquement non perturbée de l’ARNm ou de la protéine.
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Protocol
Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux règles et règlements de la Harvard Medical School IACUC (Institutional Animal Care and Use Committee) (IS 00001365_3).
REMARQUE : Bien que la principale méthode d’euthanasie décrite soit considérée comme une technique acceptable pour l’euthanasie par l’American Veterinary Medical Association12, il n’a pas été constaté qu’elle entraînait l’arrêt d’un battement de cœur13. Même la méthode secondaire fréquemment utilisée de double pithing n’empêche pas cela, pas plus que le retrait du cœur de l’animal. L’exsanguination des animaux anesthésiés est considérée comme une méthode humaine et efficace pour une euthanasie réussie12. Comme le maintien de tissus frais par euthanasie est l’objectif de ce protocole, il est bénéfique que le cœur continue de battre pendant l’euthanasie primaire avec MS-222, et que la perfusion soit elle-même une méthode d’euthanasie secondaire par exsanguination.
1. Préparation
- S’assurer que l’établissement de recherche a approuvé la technique d’euthanasie et de perfusion décrite dans le présent protocole.
- Préparer une solution de 5 g/L de MS-222 (méthanesulfonate de tricaïne) et de 5 g/L de bicarbonate de sodium. Le volume doit être supérieur au volume requis pour couvrir complètement les animaux euthanasiés. Vérifiez le pH pour vous assurer qu’il est ≥7.
- Préparer 500 μL d’héparine 180 U/mL dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) par X. laevis ou 200 μL par X. tropicalis.
- Effectuer l’euthanasie primaire en plaçant le Xenopus dans cette solution (à partir de l’étape 1.2); L’animal restera immergé pendant un total de 1 h.
- Confirmer que le Xenopus a perdu sa réponse à la douleur en pinçant le pied 15 minutes dans l’euthanasie. Si l’animal est réactif, remettez-le dans la solution d’euthanasie jusqu’à ce que cette réponse soit perdue.
- Peser le Xenopus et prendre toutes les mesures supplémentaires requises avant l’échantillonnage.
- À l’aide d’une aiguille de 31 G, injecter 250 μL à X. laevis et X . tropicalis 100 μL d’héparine à 180 U/mL dans du PBS (à partir de l’étape 1.3) dans la musculature de chaque membre antérieur.
- Préparer une solution de 1 mL/g du poids animal de 54 U/mL d’héparine dans du perfusat PBS. Les personnes plus expérimentées avec ce protocole peuvent constater que moins de milieu est nécessaire pour compléter la perfusion.
- Utilisez une aiguille hypodermique de 22 G pour perfuser X. laevis et une aiguille hypodermique de 25 G pour X. tropicali s. Émoussez l’aiguille de perfusion en coupant l’extrémité à l’aide de coupe-fil (figure 1)14.
REMARQUE: Cela réduit la probabilité que l’aiguille perfore à travers le ventricule si elle est déplacée. En plus de s’émousser, l’aiguille peut être légèrement broyée avec une pierre à aiguiser ou une lime, mais rester suffisamment tranchante pour percer le ventricule. - Préparer la pompe en fixant l’aiguille parée et en faisant circuler 54 U/mL de PBS hépariné perfusé (à partir de l’étape 1.8). Assurez-vous de purger toutes les bulles d’air du tube pour éliminer la possibilité d’embolie gazeuse, ce qui entraîne une diminution de l’efficacité ou une défaillance de la perfusion (voir le tableau 1). Gardez le milieu de perfusion sur la glace pendant toute la durée de la procédure.
- Si la pompe n’est pas programmable, avec l’aiguille en place, mesurez le volume de fluide pompé sous les différents réglages pour déterminer quels réglages sont les plus proches de 5 mL/min et 10 mL/min. Ces débits seront utilisés quelle que soit l’espèce. Si la pompe de perfusion est programmable, étalonnez-la avec l’aiguille en place, en suivant les instructions du fabricant.
- Placez la surface de dissection (plateau ou feuille de mousse) inclinée dans un contenant secondaire ou disposez-la de manière à faciliter le drainage du sang.
- Une fois que la grenouille a été dans la solution pendant 1 h, l’euthanasie primaire a été complétée. Retirez la grenouille et revérifiez la perte de réponse à la douleur en effectuant un pincement du pied.
- Placez la grenouille sur le dos et épinglez chaque membre (figure 2). Si la préservation du tissu des membres est nécessaire, de fines broches peuvent être placées à travers les doigts ou des agrafes en forme de U autour des membres.
- À l’aide de ciseaux à dissection, couper à travers la peau, remonter la ligne médiane, puis latéralement, en faisant deux volets. (Figure 2)
- Utilisez une pince pour saisir la linea alba et l’éloigner de la cavité cœlomique (Figure 3). Utilisez soigneusement des ciseaux pour couper à travers la musculature. Faites deux rabats hors de la paroi de la cavité et coupez ou épinglez tous les rabats hors du chemin.
- Utilisez des ciseaux à dissection pour découper les os coracoïdes et couper l’excès de tissu pour obtenir un meilleur accès au cœur (Figure 3).
- Le cœur devrait encore battre. Si le cœur a cessé de battre avant la perfusion, notez que la fraîcheur de l’échantillon a été compromise.
2. Perfusion
- Identifiez l’estomac et déplacez-le doucement de sorte qu’il soit au-dessus du lobe gauche du foie (à droite du spectateur), avec son système vasculaire visible pendant toute la durée de la procédure. Identifiez un poumon et saisissez-le par son extrémité à l’aide d’une pince à tissus. Tirez le poumon à l’extérieur de la cavité cœlomique et épinglez-le à travers l’extrémité (Figure 4). Faites-le doucement, car les vaisseaux sanguins brisés ne perfusent pas bien. Notez si du sang est visible dans le lobe, car cela affectera la capacité de déterminer l’achèvement de la procédure.
- Prenez une image de la cavité cœlomique pour mieux évaluer l’efficacité de la perfusion et potentiellement identifier les tissus anormaux à une date ultérieure.
- Identifiez le péricarde mince et tirez-le à l’aide d’une pince tissulaire (Figure 5). Perforez doucement le péricarde à l’aide de la pointe des ciseaux d’iridectomie, en prenant soin de ne pas couper les tissus sous-jacents. Retirez le péricarde des trois cavités du cœur.
- Utilisez une pince pour saisir doucement le ventricule par son sommet. Appliquez une pression limitée de manière à ce qu’il y ait suffisamment d’espace entre les surfaces de traction des pinces pour que l’aiguille de perfusion puisse passer (Figure 6).
- Insérez l’aiguille à travers la fermeture de la pince dans la chambre du ventricule, en prenant soin de ne pas perforer à travers le ventricule (Figure 7). Serrez les pinces tissulaires en place à l’aide d’un porte-aiguille à l’aide d’un hémostatique.
NOTE: Cette technique stabilise la position de l’aiguille, qui est encore tranchante. Le serrage de l’aiguille directement sur le ventricule causera également des dommages inutiles, ce qui rendra la récupération plus difficile si nécessaire (voir le tableau 1). - Démarrez le débit de la pompe à environ 5 mL/min. Les trois cavités du cœur et du tronc artériel s’engorgeront (Figure 8; voir tableau 1).
- Avec des ciseaux, lancez soigneusement l’oreillette droite (à gauche du spectateur); Le sang coulera. Réglez le débit à 5 mL/min ou augmentez-le à 10 mL/min.
- Continuez jusqu’à ce que le système vasculaire de l’estomac blanchisse (voir tableau 1), puis lancez l’oreillette gauche du cœur (à droite du spectateur). Si le débit est toujours de 5 mL/min, augmentez-le à environ 10 mL/min.
- Utilisez une pipette de transfert pour rincer la cavité cœlomique dans un milieu de perfusion, pour aider à maintenir la visibilité et pour mieux évaluer la couleur du perfusat qui s’écoule des oreillettes.
- Gardez l’aiguille en place jusqu’à ce que le perfusat qui s’écoule des oreillettes soit clair (voir le tableau 1) et que le poumon ait perdu sa teinte rouge (voir le tableau 1; Graphique 9).
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Representative Results
Après une perfusion réussie, tous les tissus (à l’exception du foie dans Xenopus pigmenté) seront nettement plus légers et moins saturés de sang. Les principaux vaisseaux sanguins deviendront moins visibles (figure 10) et les tissus (à l’exclusion du foie) se rinceront proprement dans le tampon après avoir été échantillonnés. Bien que la réussite de l’exécution du protocole ne puisse finalement être confirmée que par la qualité des données provenant d’échantillons de tissus exsanguinés, plusieurs problèmes typiques, leurs causes possibles et les mesures correctives suggérées sont fournis dans le tableau de dépannage (tableau 1 et figure 11).
Figure 1 : Aiguilles non taillées et taillées14. À l’aide de coupe-fils, émoussez l’aiguille en coupant son extrémité. Il sera assez tranchant pour percer le cœur, mais la perforation du ventricule sera moins probable en cas d’erreur humaine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : X. tropicalis femelle mature épinglée dans chaque membre. Utilisez des pinces à dissection dentées pour tirer la peau près du cloaque appris à la perforer avec des ciseaux de dissection et à créer deux volets. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Paroi musculaire. Avec la peau ventrale ouverte mais la paroi musculaire intacte, la linea alba est visible. Pour réduire la probabilité d’endommager les tissus sous-jacents, saisissez la linea alba et tirez-la avant la coupe. Les os coracoïdes sont visibles à travers le péritoine. Une fois la cavité cœlomique ouverte, ces os doivent être réduits pour donner un meilleur accès au cœur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : La cavité cœlomique d’un mâle mature de X. tropicalis. Les os coracoïdes ont été réduits, donnant accès au cœur fermé au péricarde. L’estomac a été déplacé devant le lobe gauche du foie et son système vasculaire est clairement visible. Le poumon gauche a été retiré de la cavité cœlomique par son extrémité et épinglé pour s’assurer qu’il ne se rétracte pas pendant le processus de rinçage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Péricarde. Le péricarde est une membrane mince et dure qui entoure le cœur. À l’aide d’une pince à tissus, saisissez doucement le péricarde, puis utilisez la pointe des ciseaux d’iridectomie pour le perforer. Une fois perforé, pelez-le, loin du cœur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Diagrammes de placement des aiguilles d’anatomie cardiaque. (A) Diagramme ventral d’un cœur de X. laevis. (B) Diagramme du cœur, avec le péricarde enlevé, montrant le placement correct de l’aiguille et de la pince. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Anatomie cardiaque et photographie de placement de l’aiguille. Une fois le péricarde retiré, les trois cavités du cœur et du tronc artériel sont facilement visibles. Utilisez une pince pour saisir doucement le ventricule par son sommet, puis insérez l’aiguille à travers la pince. Veillez à ne pas endommager inutilement le ventricule ou d’autres chambres, car cela compromettrait l’efficacité de la perfusion. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : La perfusion est en cours. L’oreillette droite a été lancée, et le ventricule, le tronc artériel et l’oreillette gauche sont visiblement engorgés. L’estomac blanchit et les milieux qui s’écoulent de l’animal et le tissu pulmonaire sont fortement saturés de sang. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : La cavité cœlomique après une perfusion et un rinçage rapides réussis. Le système vasculaire de l’estomac et d’autres organes n’est plus facilement visible. À moins que le Xenopus ne soit albinos, le foie restera fortement pigmenté. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Échantillons de tissus prélevés sur un mâle albinos X. laevis non perfusé et perfusé. Les différences de pigmentation et de visibilité du système vasculaire sont prononcées. Tous les échantillons se trouvent dans des puits de 3,5 cm de diamètre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 11 : Diagrammes de dépannage d’un cœur Xenopus. (A) Le ventricule a une perforation (en rouge); Cette perforation est isolée par la pince et n’affectera pas l’efficacité de perfusion. (B) Un cœur avec un ventricule gravement endommagé. L’aiguille peut être guidée dans le tronc artériel et serrée en place. Il est particulièrement important de s’assurer que l’aiguille est bien émoussée lors de l’utilisation de cette technique14. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : Évaluation de l’efficacité de la perfusion chez les albinos. Un albinos X. laevis avant (A) et après (B) perfusion rapide. L’albinisme permet de déterminer plus facilement la compétence de la perfusion que chez un animal pigmenté. Ceci est particulièrement évident dans les tissus pulmonaires et hépatiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Tableau 1 : Tableau de dépannage. Plusieurs problèmes typiques, leurs causes possibles et les mesures correctives suggérées sont fournis. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
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Discussion
Ce protocole décrit les techniques de dissection traditionnelles pour accéder à la cavité cœlomique. D’autres techniques sont également acceptables, à condition qu’elles causent des dommages minimes aux tissus, que le cœur soit accessible et que les poumons et l’estomac soient visibles. De même, la plupart des outils de dissection énumérés peuvent être facilement remplacés par des éléments comparables.
Bien que des tentatives aient été faites pour optimiser l’efficacité de cette procédure, les résultats peuvent varier en fonction de l’expérience et de la variabilité entre les grenouilles individuelles. Un aspect intéressant de la perfusion sanguine qui est resté en dehors de la portée de cet article est la façon dont cette procédure se compare à d’autres moyens de perfusion pour les animaux qui subissent une intervention chirurgicale. Une autre variable inexplorée est la façon dont la perfusion sanguine fonctionnerait chez les très jeunes animaux ou les animaux d’âge avancé où le système vasculaire pourrait être excessivement fragile. Des remarques supplémentaires sont fournies pour faciliter l’application de ce protocole. Le tableau 1 présente plusieurs problèmes typiques, leurs causes possibles et les mesures correctives suggérées.
Une limitation de cette procédure est que l’efficacité de perfusion peut être affectée négativement par sa vitesse. Si l’efficacité de la perfusion prime sur la perfusion rapide, l’adaptation d’une technique d’axolotl est recommandée1 (Saltman et al. utilisent le terme aorte pour désigner le tronc artériel).
La durée de la procédure et le volume de support utilisé dépendent d’un certain nombre de variables. En général, les mâles X. tropicalis prennent entre 2 et 3 minutes pour réussir à perfuser avec 15 à 25 ml de milieu, tandis que les femelles de X. tropicalis prennent entre 3 et 4 minutes avec 25 à 40 ml de milieu. Une variation significativement plus importante d’un animal à l’autre a été observée lors de l’utilisation de X. laevis. Bien qu’un débit plus élevé réduirait le temps nécessaire pour perfuser les animaux plus gros, l’augmentation de la pression de la conduite peut facilement entraîner le délogement des raccords de tube et la défaillance de la pompe.
Naturellement, il est beaucoup plus facile d’évaluer l’efficacité de la perfusion chez les animaux albinos. La différence est particulièrement apparente dans les tissus pulmonaires et hépatiques (figure 12). Ainsi, l’utilisation d’albinos est recommandée, en particulier lors de la première tentative de perfusion ou de la formation.
En ajustant le débit et la taille de l’aiguille, le protocole est adaptable à toutes les espèces de Xenopus. En raison de l’homologie de l’anatomie cardiaque et de la circulation sanguine entre Xenopus et la plupart des autres amphibiens15, ainsi que les reptiles non crocodiliens, cette technique peut être modifiée pour la perfusion rapide du corps entier d’autres modèles à cœur à trois chambres16. Si un modèle de reptile non crocodilien est utilisé qui nécessite exclusivement la perfusion de l’un des arcs aortiques, d’autres protocoles sont recommandés17.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le OD031956 de subvention OD R24 des NIH et le HD073104 de subvention NICHD R01. Nous remercions Darcy Kelly pour ses discussions utiles et ses premiers commentaires sur ce protocole. Nous tenons également à remercier Samantha Jalbert, Jill Ralston et Wil Ratzan pour leur aide et leur soutien, ainsi que nos trois pairs examinateurs anonymes pour leurs commentaires.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5x Magnifying glass with LED light and stand | amazon.com | B08QJ6J8P1 | light must not produce heat |
| Disposable transfer pipets | VWR | 414004-036 | |
| Dissecting fine-pointed forceps | Fisher Scinetific | 08-875 | |
| Dissecting scissors sharp piont, straight 6.5" | VWR | 76457-374 | |
| Dissection tray | Fisher Scinetific | 14-370-284 | styrofoam sheets are an acceptable alternative |
| Euthanasia container | US Plastic | Item 2860 | alternative opaque containers acceptable |
| Euthanasia container lid | US Plastic | Item 3047 | |
| Fine dissection pins | Living Systems Instrumentation | PIN-#3 | |
| General use hypodermic needles, 22 G | Fisher Scientific | 14-826-5A | for X. laevis |
| General use hypodermic needles, 25 G | Fisher Scientific | 14-826AA | for X. tropicalis |
| Heparin, porcine intestinal mucosa | MilliporeSigma | 37-505-410MG | |
| Iridectomy scissors 6" | vwr | 470018-938 | iris scissors are an acceptable alternative |
| Luer-to-barb adapter male Luer with lock ring | amazon.com | B09PTX6M2Z | size will be dependant on the hosing of the pump used |
| Mayo-Hegar needle holder | Fisher Scinetific | 08-966 | mosquito forceps are an acceptable alternative |
| MS-222: Syncaine (formerly tricaine) | Pentair AES | TRS1 | |
| PBS 1x | Corning | 21-040-CV | |
| Peristaltic liquid pump dosing pump 5–100 mL/min | amazon.com | B07PWY4SM6 | any peristaltic pump capable of pumping 5-10mL/min is acceptable |
| Sharpening stone | VWR | 470150-112 | optional; for dulling needles |
| Sodium bicarbonate, powder, USP | Fisher Scientific | 18-606-333 | |
| Specimen forceps, serrated | VWR | 82027-442 | |
| T-Pins for dissecting | Fisher Scinetific | S99385 | |
| Ultra-fine short insulin syringes, 31 G | VWR | BD328438 | |
| Wire flush cutters, 6-inch ultra sharp & powerful side cutter clippers | amazon.com | B087P191LP |
References
- Saltman, A. J., Barakat, M., Bryant, D. M., Brodovskaya, A., Whited, J. L. DiI perfusion as a method for vascular visualization in Ambystoma mexicanum. Journal of Visualized Experiments. (124), e55740 (2017).
- Lametschwandtner, A., Minnich, B. Microvascular anatomy of the brain of the adult pipid frog, Xenopus laevis (Daudin): A scanning electron microscopic study of vascular corrosion casts. Journal of Morphology. 279 (7), 950-969 (2018).
- Lametschwandtner, A., Minnich, B. Microvascular anatomy of the urinary bladder in the adult African clawed toad, Xenopus laevis: A scanning electron microscope study of vascular casts. Journal of Morphology. 282 (3), 368-377 (2021).
- Lametschwandtner, A., et al. Microvascular anatomy of the gallbladder of the adult South African clawed toad, Xenopus laevis Daudin: A scanning electron microscope study of vascular corrosion casts. Microscopy and Microanalysis. 13, 492-493 (2007).
- Lametschwandtner, A., Spornitz, U., Minnich, B. Microvascular anatomy of the non-lobulated liver of adult Xenopus laevis: A scanning electron microscopic study of vascular casts. Anatomical Record. 305 (2), 243-253 (2022).
- Miodoński, A. J., Bär, T. Arterial supply of the choriocapillaris of anuran amphibians (Rana temporaria, Rana esculenta). Scanning electron-microscopic (SEM) study of microcorrosion casts. Cell and Tissue Research. 249 (1), 101-109 (1987).
- Nenni, M. J., et al. Xenbase: Facilitating the use of Xenopus to model human disease. Frontiers in Physiology. 10, 154 (2019).
- Tandon, P., Conlon, F., Furlow, J. D., Horb, M. E. Expanding the genetic toolkit in Xenopus: Approaches and opportunities for human disease modeling. Developmental Biology. 426 (2), 325-335 (2017).
- Peshkin, L., et al. The protein repertoire in early vertebrate embryogenesis. bioRxiv. , (2019).
- Briggs, J. A., et al. The dynamics of gene expression in vertebrate embryogenesis at single-cell resolution. Science. 360 (6392), (2018).
- Liao, Y., et al. Cell landscape of larval and adult Xenopus laevis at single-cell resolution. Nature Communications. 13 (1), 4306 (2022).
- AVMA (American Veterinary Medical Association). AVMA guidelines for the euthanasia of animals, 2020 edition. AVMA. , Schaumburg, Illinois. 37 (2020).
- Navarro, K., Jampachaisri, K., Chu, D., Pacharinsak, C. Bupivacaine as a euthanasia agent for African Clawed Frogs (Xenopus laevis). PLoS One. 17 (12), e0279331 (2022).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).
- Heinz-Taheny, K. M. Cardiovascular physiology and diseases of amphibians. Veterinary clinics of North America. The Veterinary Clinics of North America. Exotic Animal Practice. 12 (1), 39-50 (2009).
- Stephenson, A., Adams, J. W., Vaccarezza, M. The vertebrate heart: an evolutionary perspective. Journal of Anatomy. 231 (6), 787-797 (2017).
- Hoops, D. A perfusion protocol for lizards, including a method for brain removal. MethodsX. 2, 165-173 (2015).
