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Chemistry

Cribado de modificación de histonas mediante cromatografía líquida, espectrometría de movilidad de iones atrapados y espectrometría de masas de tiempo de vuelo

Published: January 12, 2024 doi: 10.3791/65589
Automatic Translation
1, 1, 1, 2, 2, 3, 3, 1,4
1Department of Chemistry and Biochemistry, Florida International University, 2Bruker Daltonics Inc., 3Department of Biochemistry and Molecular Biophysics, Washington University School of Medicine, 4Biomolecular Sciences Institute, Florida International University

Summary

Un flujo de trabajo analítico basado en cromatografía líquida, espectrometría de movilidad de iones atrapados y espectrometría de masas de tiempo de vuelo (LC-TIMS-ToF MS/MS) para un análisis "ascendente" de alta confianza y altamente reproducible de las modificaciones e identificación de histonas en función de los parámetros principales (tiempo de retención [RT], sección transversal de colisión [CCS] y relación masa-carga [m/z] precisa).

Abstract

Las proteínas histonas son muy abundantes y se conservan entre los eucariotas y desempeñan un papel importante en la regulación génica como resultado de estructuras conocidas como modificaciones postraduccionales (PTM). La identificación de la posición y la naturaleza de cada PTM o patrón de PTM en referencia a factores externos o genéticos permite correlacionar estadísticamente esta información con respuestas biológicas como la transcripción, replicación o reparación del ADN. En el presente trabajo se describe un protocolo analítico de alto rendimiento para la detección de histonas PTM a partir de muestras biológicas. El uso de cromatografía líquida complementaria, espectrometría de movilidad de iones atrapados y espectrometría de masas de tiempo de vuelo (LC-TIMS-ToF MS/MS) permite la separación y la asignación de PTM de las modificaciones biológicamente más relevantes en un solo análisis. El enfoque descrito aprovecha los desarrollos recientes en la adquisición de datos dependientes (DDA) utilizando la acumulación paralela en la trampa de movilidad, seguida de la fragmentación secuencial y la disociación inducida por colisiones. Los PTM de Histone se asignan con confianza en función de su tiempo de retención, movilidad y patrón de fragmentación.

Introduction

En las células eucariotas, el ADN se empaqueta como cromatina en unidades funcionales llamadas nucleosomas. Estas unidades están compuestas por un octámero de cuatro histonas centrales (dos de H2A, H2B, H3 y H4)1,2,3,4. Las histonas se encuentran entre las proteínas más abundantes y mejor conservadas en los eucariotas, que son en gran parte responsables de la regulación génica5. Las modificaciones postraduccionales de histonas (PTM) desempeñan un papel importante en la regulación de la dinámica de la cromatina y en la preparación de diversos procesos biológicos, como la transcripción, replicacióny reparación del ADN. Los PTM se encuentran principalmente en la superficie accesible de las regiones N-terminales de las histonas que están en contacto con el ADN 3,7. Sin embargo, las modificaciones de la cola y el núcleo influyen en la estructura de la cromatina, alterando las interacciones entre nucleosomas y reclutando proteínas específicas 3,8.

Un reto actual durante la proteómica basada en cromatografía líquida y espectrometría de masas (LC-MS) es la posible coelución de analitos de interés. En el caso de los análisis dependientes de los datos (DDA), esto se traduce en la pérdida potencial de varios iones precursores durante el proceso de adquisición de MS/MS9. Los instrumentos de tiempo de vuelo (ToF) adquieren espectros a muy alta frecuencia 9,10 (hasta decenas de kHz)11; esto los hace capaces de escanear rápidamente el total de iones precursores dentro de una muestra compleja (MS1), lo que promete una sensibilidad óptima y velocidades de secuenciación MS/MS (hasta 100 Hz)9 y los hace ideales para el análisis de muestras biológicas10. Sin embargo, la sensibilidad disponible a estas altas velocidades de exploración está limitada por la velocidad MS/MS9. Para mitigar estas limitaciones, se utilizó la adición de espectrometría de movilidad de iones atrapados (TIMS) en combinación con un espectrómetro de masas de tiempo de vuelo cuadrupolar ortogonal (qToF). En TIMS, todos los iones precursores se acumulan en tándem y se eluyen en función de su movilidad, en lugar de seleccionar masas precursoras individuales con un cuadrupolo9. La fragmentación en serie de acumulación paralela (PASEF) permite cientos de eventos MS/MS por segundo sin pérdida de sensibilidad9.

El objetivo principal de este trabajo fue mostrar los desarrollos recientes de DDA utilizando la acumulación paralela en la trampa de movilidad seguida de fragmentación secuencial y disociación inducida por colisión (CID). Los PTM de Histone se asignaron con confianza en función de sus tiempos de retención (RT), movilidades y patrones de fragmentación.

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Protocol

NOTA: Las muestras de histonas se extrajeron utilizando un método adaptado de Bhanu et al. (2020)12.

1. Preparación de la muestra

  1. Recolección de células cultivadas
    1. Cuando las células sean confluentes en un 80%, asegúrese de que sean viables utilizando la exclusión del azul de tripano.
      NOTA: Para estos experimentos se utilizó una línea celular HeLa S3, pero este método se puede aplicar a cualquier célula cultivada.
    2. Aspire el medio, luego aplique 5 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) 1x a cada placa.
    3. Agite la(s) placa(s) para enjuagar todos los medios residuales, luego aspire PBS y aplique 5 ml de 1x PBS.
    4. Separe suavemente las células de la placa raspándolas con un elevador de células desechable.
    5. Transfiera cada suspensión celular a un tubo cónico de 15 ml.
    6. Gellet las células centrifugando a 800 x g durante 5 min.
    7. Aspire el PBS del gránulo de la célula.
    8. Proceder a la extracción de histonas.
      NOTA: Congele rápidamente el gránulo de celda en nitrógeno líquido si no se puede procesar de inmediato. Guarde los gránulos a -80 °C hasta que estén listos para continuar.
  2. Extracción de histonas
    1. Estime el volumen de cada gránulo celular y marque el menisco con un marcador permanente.
    2. Prepare suficiente tampón de aislamiento nuclear (NIB; 15 mM de Tris-HCl (pH 7,5), 15 mM de NaCl, 60 mM de KCl, 5 mM de MgCl2, 1 mM de CaCl2 y 250 mM de sacarosa) para todas las muestras. Alternativamente, si es necesario procesar muchas muestras a lo largo del tiempo, hacer el tampón a granel y almacenarlo a 2-8 °C durante un máximo de 6 meses, o alícuota y congelar a -15 °C a -25 °C indefinidamente descongelando solo la cantidad necesaria para cada extracción.
      NOTA: El búfer debe permanecer despejado durante el almacenamiento. Si el tampón adquiere una apariencia turbia o anormal en cualquier momento, deséchelo y prepare un tampón nuevo.
    3. Prepare 50 veces el volumen de los gránulos celulares de tampón de lavado y agregue los inhibidores de la siguiente manera (aproximadamente 10 ml de tampón de lavado por 2 muestras).
      1. Para preparar 10 ml de tampón de lavado, mezcle 10 ml de NIB, 30 μl de 200 mM de clorhidrato de fluoruro de 4-(2-aminoetil)bencenosulfonilo [AEBSF], 10 μl de ditiotreitol [DTT] 1 M, 20 μL de microcistina de 5 μM, 20 μL de butirato de sodio 5 M.
    4. Retire 1/5 del tampón de lavado para preparar el tampón de lisis (1/5 de volumen del tampón de lavado, 0,3% NP-40 o NP-40 alternativo).
      NOTA: No utilice Triton-X 100 en lugar de NP-40 o NP-40 alternativo, ya que puede ser demasiado abrasivo para ciertos tipos de celdas.
    5. Lavar bien el gránulo celular suspendiéndolo en 5 columnas de tampón de lavado y centrifugando a 800 x g durante 5 min a 4 °C. Complete este paso dos veces, aspirando y desechando el sobrenadante entre lavados.
    6. Asegúrese de que el volumen del gránulo de celda aún esté marcado con un marcador permanente. Vuelva a suspender en 10 volúmenes de tampón de lisis.
    7. Mezcle bien cada gránulo con una pipeta para volver a suspender, luego incube durante 15 minutos en hielo.
    8. Después de 15 minutos, centrifugar a 800 x g durante 5 minutos a 4 °C.
    9. Aspire y deseche el sobrenadante.
      NOTA: El gránulo debe reducirse a ≤ 1/2 del tamaño original del gránulo (como lo indica la línea de marcador). Si el gránulo no se ha reducido lo suficiente, repita el procedimiento de lisis e incluya un paso de homogeneización suave con un mortero para abrir las células.
    10. Una vez completada la lisis, vuelva a suspender el gránulo en 500 μL de tampón de lavado, luego centrifugue a 800 x g durante 5 min a 4 °C. Aspire y deseche el sobrenadante, luego repita el paso de lavado una vez más para eliminar todos los rastros de NP-40.
      NOTA: En este punto, el gránulo consiste en cromatina, que contiene histonas.
    11. Vuelva a suspender el gránulo en 5 volúmenes (del tamaño original del gránulo de la célula) de 0,4 N H2SO4.
    12. Incubar durante 2 h en una cámara frigorífica o frigorífica con un agitador.
    13. Después de 2 h, centrifugar la(s) muestra(s) a 3400 x g durante 5 min a 4 °C. No deseche el sobrenadante.
    14. Transfiera el sobrenadante a nuevos tubos y aumente el ácido tricloroacético (TCA) al 100% a 1/3 del volumen del contenido (la concentración final de TCA será de aproximadamente el 20%).
    15. Invierta suavemente el tubo y observe que la solución transparente e incolora se vuelve blanca y/o turbia, lo que indica precipitación de proteínas.
      NOTA: Para soluciones con bajas concentraciones de histonas, es posible que la precipitación de proteínas no se note de inmediato, pero el precipitado debe ser visible después de la incubación durante la noche.
    16. Incubar sin perturbaciones durante la noche (12-18 h) a 4 °C para precipitar completamente las proteínas histonas.
    17. Al día siguiente, centrifugar a 3400 x g durante 5 min a 4 °C.
    18. Aspire el sobrenadante, teniendo cuidado de no tocar los lados del tubo con la punta de la pipeta. En esta etapa, las histonas se depositan principalmente como una película alrededor de los lados de los tubos.
    19. Añadir 500 μL de acetona helada + 0,1% de HCl (acetona ácida) a cada tubo, utilizando una pipeta Pasteur de vidrio, e invertir suavemente los tubos varias veces. Organice las muestras en orden (1, 2, 3, etc.) mientras hace esto, ya que cualquier acetona errante puede eliminar las marcas en los tubos. Centrifugar a 3400 x g durante 5 min a 4 °C y decantar suavemente el sobrenadante.
    20. Repita este paso de enjuague con 500 μL de acetona 100% helada, también con una pipeta Pasteur de vidrio. Centrifugar a 3400 x g durante 5 min a 4 °C y decantar suavemente el sobrenadante.
    21. Deje los tubos abiertos para que se sequen a temperatura ambiente hasta que la acetona restante se haya evaporado.
    22. Cuando esté seco, agregue 100 μL de agua de grado de espectrometría de masas (MS) a cada tubo. Use esta gota para frotar todos los lados del recipiente para resuspender toda la película de histonas. Para ello, pipetee la gota en el lateral del tubo y gírela mientras pipetea hacia arriba y hacia abajo o dispensa la mitad de los 100 μL y utiliza la punta para removerla por todas partes. Una combinación de ambos métodos funciona mejor. Las histonas son fácilmente solubles en agua y estarán en la solución.
    23. Después de resuspender todas las muestras, si queda algún sólido blanco, sonicar en un baño a temperatura ambiente durante 5 min.
    24. Centrifugar a 800 x g durante 5 min a 4 °C. Transfiera la solución transparente a tubos nuevos. Deseche cualquier gránulo insoluble restante.
    25. Ejecute un SDS-PAGE en condiciones de reducción para comprobar que la extracción está limpia.
      NOTA: Los geles se pueden utilizar con cualquier concentración adecuada de poliacrilamida, siempre que pueda diferenciar proteínas en el rango de 10-20 kDa. Consulte la Tabla de materiales para conocer los geles utilizados en este protocolo.
    26. Realice un ensayo de concentración de proteínas (es decir, Bradford o BCA) para determinar la concentración total de proteínas.
  3. Derivatización química (propionilación) de los residuos de lisina
    1. Transfiera 20 μg de histonas (determinadas por el ensayo de proteínas) a un tubo limpio. Seque esta muestra hasta <5 μL con un concentrador de vacío, luego vuelva a suspender usando 20 μL de bicarbonato de amonio 100 mM (NH4CO3) (~1 μg/μL de solución). Ajuste el pH a ~ 8 usando hidróxido de amonio si es necesario.
      PRECAUCIÓN: No utilice hidróxido de amonio (NH4OH) para resuspender, solo para ajustar el pH si es necesario. De lo contrario, las proteínas se desnaturalizarán y precipitarán.
      NOTA: Para comprobar el pH con una pérdida mínima de muestra, utilice una punta de pipeta para sumergir la muestra y frotar en una tira de pH. Este procedimiento de prueba será útil a lo largo de los pasos restantes de preparación de la muestra.
    2. Prepare el reactivo de propionilación agregando anhídrido propiónico al acetonitrilo (ACN) en una proporción de 1:3 (v/v) (es decir, para hacer 40 μL de reactivo, combine 10 μL de anhídrido propiónico con 30 μL de ACN).
      NOTA: Tradicionalmente, el metanol o el isopropanol se han utilizado en la preparación de un reactivo de propionilación. Como la propionilación es una reacción de formación de amidas, se requiere un disolvente no protónico, como el acetonitrilo, para evitar productos secundarios y reacciones no deseados, como el éster de propionil metilo, que resulta del uso de metanol. Prepare solo suficiente reactivo de propionilación para un máximo de 4 muestras a la vez para que el reactivo permanezca fresco. Utilice el reactivo dentro de 1-2 minutos de la preparación. A medida que el reactivo se asienta, el anhídrido propiónico reaccionará con la humedad ambiental y comenzará a formarse ácido acético, lo que puede cambiar la efectividad del reactivo y cambiará el pH de la solución de histonas una vez que se agregue el reactivo.
    3. Agregue reactivo de propionilación a cada muestra en un 1:4 (v/v) (es decir, para 20 μL de histonas, agregue 5 μL de reactivo de propionilación).
    4. Agregue rápidamente 1:5 (v/v) NH4OH (es decir, agregue 4 μL por 20 μL de la solución de histonas) para restablecer el pH de la solución a ~ 8. Si el pH sigue siendo demasiado bajo, agregue 1-2 μL de NH4OH a la vez hasta alcanzar un pH de 8. Normalmente, una relación de 1:5 (v/v) es adecuada.
    5. Incubar las muestras a temperatura ambiente durante 15 minutos sin alteraciones.
    6. Repita la reacción de propionilación para no más de 3-4 muestras por lote de reactivo de propionilación para garantizar una formación mínima de ácido.
    7. Repita los pasos 1.3.2 a 1.3.5 del procedimiento de propionilación. Una segunda ronda de propionilación asegura que el >95% de las lisinas disponibles estén derivatizadas.
    8. Seque las muestras hasta <5 μL con un concentrador de vacío. Esto evaporará cualquier reactivo de propionilación sin reaccionar, productos ácidos y gas amoníaco liberados por el NH4OH. Si las muestras se secan por completo, está bien, ya que no se producen pérdidas significativas de muestras.
      NOTA: Desplace el aire de la botella de anhídrido propiónico con gas argón antes de almacenarlo para evitar la formación de ácido acético debido al contacto con la humedad ambiental que queda en la botella.
  4. Digestión proteolítica con tripsina
    1. Resuspender histonas en 100 mM de NH4HCO3 para conseguir un volumen de 20 μL, consiguiendo una concentración óptima de 1 μg/μL.
      NOTA: Las soluciones de muestra con concentraciones inferiores a 1 μg/μL darán lugar a una disminución de la eficiencia de la tripsina.
    2. Añadir tripsina a las muestras de histonas en una proporción de 1:10 (peso/peso) (es decir, añadir 2 μL de solución de 1 μg/μL de tripsina a 20 μg de histonas).
    3. Incubar las reacciones a 37 °C durante 6-8 h. Alternativamente, incubar durante la noche (12-18 h) a temperatura ambiente.
    4. Detenga la digestión congelando a -80 °C durante al menos 1 h.
      NOTA: No use ácido para apagar la reacción de digestión, ya que esto causará una caída no deseada en el pH en este punto del procedimiento. La muestra se puede almacenar a -80 °C hasta que esté lista para continuar (punto de parada provisional).
  5. Derivatización química (propionilación) de péptidos N-terminales
    1. Seque las muestras a <5 μL con un concentrador de vacío.
    2. Vuelva a suspender las muestras hasta 20 μL (1 μg/μL) con 100 mM de NH4HCO3.
    3. Repita la propionilación como antes (paso 1.3).
      NOTA: Es normal que las muestras tarden más en secarse en este paso debido a una mayor proporción de fase acuosa: orgánica.
  6. Desalinización de muestras con puntas de etapa
    1. Vuelva a suspender o diluir las muestras con 50 μL de agua de grado MS + 0,1% de TFA.
    2. Con un desacanúcleos de muestras de 11-G, perfore 5 discos de material C18 de un disco de extracción en fase sólida (perfore los 5 discos antes de transferirlos a la punta de la pipeta). Inserte y asegúrese de que los discos estén encajados de forma segura y uniforme en la parte inferior de una punta de pipeta de 200 μL (Figura 1).
      NOTA: Utilice un descoronador de 15 g si desala más de 25 μg de muestra a través de una sola punta de etapa.
    3. Utilice un adaptador de centrífuga para mantener las puntas de la platina en su lugar en tubos de microcentrífuga de 1,5 ml o 2 ml.
      NOTA: Para los siguientes pasos de centrifugación, utilice una revolución lenta (400-500 x g) a 4 °C, durante 1-2 minutos a la vez; los disolventes normalmente atraviesan la resina en menos de 1 minuto, dependiendo de la fuerza con la que el material C18 esté empaquetado en las puntas.
    4. Enjuague la resina centrifugando con 50 μL de acetonitrilo al 100% para activar el material C18 y eliminar posibles contaminantes.
      NOTA: Puede ser más fácil cargar soluciones en las puntas de la platina utilizando puntas de pipeta con carga de gel. Una vez que se ha activado el material C18 , es importante no permitir que la resina se seque durante el procedimiento de desalinización.
    5. Equilibrar el material del disco con 80 μL de agua de grado MS + 0,1% de TFA por centrifugación.
    6. Acidifique la muestra a pH 4 o inferior con ácido acético glacial. Compruebe el pH con tiras de pH como antes para minimizar la pérdida de muestra.
    7. Cargue la totalidad de la muestra en el disco de resina mediante centrifugación lenta.
    8. Lavar la muestra con 80 μL de agua de grado MS + 0,1% de TFA por centrifugación.
    9. Eluir la muestra en un tubo limpio de 1,5 ml enjuagando 70 μl de acetonitrilo al 75 % y ácido acético al 0,5 % mediante centrifugación lenta. Se puede utilizar un tiempo de centrifugación adicional para garantizar que el volumen total de la muestra se eluya de la punta de la etapa. Está bien si la resina se seca con el tiempo de centrifugación adicional, ya que ya no es necesaria después de la elución de la muestra.
    10. Seque cada muestra completamente en un concentrador de vacío.
      NOTA: La(s) muestra(s) puede(n) almacenarse(n) a -80 °C hasta que estén listas para continuar (punto de parada provisional).
    11. Para el análisis LC-MS/MS, reconstituir las muestras en un volumen de disolvente A (ácido fórmico al 0,1 %) del protocolo de cromatografía líquida (LC) que dé la concentración final de 0,4 μg/μL (es decir, disolver 20 μg de histonas en 50 μl de disolvente A).

2. Interfaz del software TIMS

  1. Seleccione la pestaña Instrument (Instrumento ) y cambie a Operate (verifique que el nombre del instrumento se resalte en verde) (Figura 2).
  2. Verifique los parámetros de TIMS (Figura 2).
  3. Verifique la configuración de MS (inicio del escaneo, fin del escaneo, polaridad de iones, modo de escaneo) (Figura 2).
  4. Verifique la configuración de TIMS (modo, inicio de movilidad, fin de movilidad, tiempo de rampa, tiempo de acumulación, ciclo de trabajo, velocidad de rampa, velocidad de MS, promedio de MS y calibración automática) (Figura 2).
  5. Vaya a la pestaña Fuente y active la opción de jeringa (Hamilton 500 μL) solo para el paso de calibración de TuneMix (Figura 3)13.
  6. Vaya a la pestaña Calibración , haga clic en m/z, seleccione Modo de calibración y elija el modo (Q mejorado, generalmente), zoom (+0,01%) Desarrollo STD (0,24) y haga clic en Calibrar; cuando se alcanza una puntuación del 100%, aceptar (Figura 4).
  7. Vaya a la pestaña de movilidad y repita el proceso de calibración (modo lineal, generalmente), rango de detección (+5%), ancho (0,1 Da), desarrollo STD (0,1855) y, a continuación, haga clic en calibrar; cuando obtenga una puntuación ≥ 98,5%, acepte (Figura 5).
  8. Vaya al método y seleccione el método que se va a utilizar; para este ejemplo, se seleccionó Proteomic_/2023-01-19-CF/20230119-Hela Control histone_prep_pasefDIA_1-24_1_451.d/451.m-TimsControl (Figura 5).

3. LC-TIMS-PASEF-ToF MS/MS

  1. Utilice las condiciones de funcionamiento típicas de nESI: tensión capilar de 4500 V, desplazamiento de la placa final de 800 V, presión del nebulizador de 3,0 bar, gas seco de 10,0 L/min, calentador seco de 200 °C y caudal de inyección de 50 μL/min.
  2. Utilice la configuración típica de MS: energía de colisión de 6 eV, RF de colisión de 1200 Vpp, tiempo de transferencia de 75 μs, almacenamiento de prepulso de 5 μs.
  3. Determine el flujo de gas de deriva utilizando la diferencia de presión entre el embudo de entrada P1 y el embudo de salida P2. La fragmentación en serie de acumulación paralela (PASEF) se produce en la célula TIMS, acumulando todos los iones precursores simultáneamente en lugar de individualmente. A continuación, los iones precursores se liberan en picos iónicos estrechos frente a los picos normalmente mucho más anchos (unas 50 veces más cortos), lo que aumenta la relación señal-ruido y separa los péptidos coeluyentes a través de la movilidad14.
  4. Desarrollar un método LC-TIMS-ToF MS/MS para analizar péptidos proteolíticos de histonas. Acople un cromatógrafo de líquidos de alto rendimiento (HPLC) equipado con una columna C18 (300 Å, 5 μm, 4,6 mm x 250 mm) con un instrumento comercial TIMS-TOF MS con tecnología patentada PASEF.
    NOTA: Se determinó que el tamaño de esta columna proporciona una buena separación tanto a pH alto como bajo para mezclas de péptidos, con base en trabajos publicados anteriormente 15,16,17.
    1. Ajuste el volumen de inyección a 20 μl (8 μg) de muestra y un caudal de 0,4 ml/min.
    2. Ejecute un gradiente de LC no lineal de 60 minutos con agua con ácido fórmico al 0,1 % (disolvente A) y acetonitrilo con ácido fórmico al 0,1 % (disolvente B). Establezca el gradiente: 10% B durante 2,7 min, luego a 20% B en 5,3 min, 28% B en 4 min, 35% B en otros 18 min, 40% B en 13 min y 100% B en otros 2 min. Después de mantener el 100% de B durante 5 minutos, baje la concentración al 10% de B en 5 minutos y mantenga la posición durante los últimos 5 minutos.
  5. Verifique la elución de la muestra del HPLC en el TIMS-TOF a través de ionización por nanoelectrospray (nESI) en modo de ionización positiva.

4. Análisis de datos

  1. Identificar las secuencias peptídicas y los sitios de modificación.
    1. Prepare una lista teórica de péptidos utilizando ProteinProspector [https://prospector.ucsf.edu/prospector/cgi-bin/msform.cgi?form=msdigest] en la herramienta MS-digest.
      1. Realice un resumen teórico teniendo en cuenta las condiciones del resumen (enzima utilizada), los tipos de PTM que se buscan (por ejemplo, mono-, di- o trimetilación), el rango de tamaño de los péptidos que se buscan, así como el rango de detección de masa y el número potencial de escisiones perdidas.
  2. Analice manualmente los datos adquiridos en función de los péptidos teóricos (Figura 6)12.
    1. Se busca la búsqueda de las masas en varios estados de carga (+1 a +4) para cada péptido teórico.
    2. Después de la identificación inicial de cada m/z, seleccione el pico y confirme el MS/MS utilizando una lista teórica de iones de fragmentación basada en la secuencia peptídica, incluidos los PTM.
      NOTA: Si la movilidad del péptido identificado se conocía previamente, esto también se confirma.
  3. Calcule las abundancias relativas de varios PTM e informe cada modificación como un porcentaje de la secuencia peptídica especificada.
    1. La abundancia relativa de cada PTM detectado se calcula mediante la siguiente ecuación:
      Abundancia relativa = Área de PTM/Área total de PTM no modificados y PTM para un péptido dado

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Representative Results

Un flujo de trabajo proteómico ascendente (Figura 7) suele implicar lo siguiente: extracción de la(s) proteína(s) objetivo(s) de una muestra cruda, seguida de la cuantificación de la(s) concentración(es) de la(s) proteína(s), y luego fraccionamiento, generalmente mediante electroforesis en gel o cromatografía líquida. Después del fraccionamiento, las proteínas se digieren utilizando una enzima proteolítica (a menudo tripsina) y, finalmente, el análisis por espectrometría de masas de los péptidos resultantes y la identificación de proteínas utilizando una base de datos establecida18. La información de la secuencia se deriva de iones precursores dentro del rango de masa a carga (m/z) indicado, que se someten a disociación inducida por colisión (CID), produciendo patrones de fragmentación que se identifican y secuencian utilizando una base de datos19 (Figura 8).

Para este trabajo, el objetivo principal fue desarrollar y aplicar un método LC-TIMS-PASEF-ToF MS/MS DDA siguiendo los pasos descritos anteriormente en la sección de protocolo. La determinación de la posicionalidad de las modificaciones postraduccionales en péptidos isoméricos e isobáricos ha presentado un desafío particular con respecto a la identificación e interpretación del espectro. En este estudio, se utilizaron como muestras patrones de histonas humanas recombinantes y células HeLa S3.

El análisis de histonas PTM de los estándares de histonas humanas a través de ESI-TIMS-PASEF-ToF MS/MS produjo péptidos de tamaño mediano a grande (3-30 aminoácidos de longitud) detectados con hasta 5 cargas por péptido. El procedimiento de propionilación tuvo éxito en la producción de péptidos más largos e informativos que los comúnmente producidos por la digestión tríptica. Tras el análisis de los datos, se identificaron péptidos en diversos estados modificados. Como ventaja, el método basado en TIMS diferenció algunos péptidos isoméricos posicionales que portan los mismos PTM. Por ejemplo, dos especies isoméricas pueden superponerse en tiempo de retención y m/z; sin embargo, las dos señales podrían separarse en el dominio de la movilidad (Figura 9).

Los espectros de fragmentación correspondientes para los péptidos que se muestran en la Figura 9 se anotaron mediante un software de análisis proteómico utilizando los archivos FASTA apropiados. En la Figura 9A, el péptido no modificado se ve con tres grupos de propionilo (+56.03) (en el N-terminal, lisina 18 y lisina 23). En la Figura 9B, el péptido se observa con un grupo acetilo (+42.02) en la lisina 18 y dos grupos propionilo (uno en el N-terminal y otro en la lisina 23). Finalmente, en la Figura 9C se observa el péptido con una acetilación observada en la lisina 23 y dos grupos propionilo (en el N-terminal y en la lisina 18). Como se ha publicado anteriormente, la ventaja de PASEF podría utilizarse para aumentar la velocidad y la sensibilidad de la secuenciación centrándose repetidamente en la misma característica9. Esto permite al usuario obtener más información estructural de las muestras biológicas. En este caso, esto se aplica al tipo y la posición de los PTM que se producen en cada histona.

El análisis de modificación postraduccional también se puede representar visualmente como un gráfico de cobertura de secuencia, como se ve en la Figura 10. En la Figura 10A, la histona H3 estándar que ha sido propionililada antes de la digestión, presenta péptidos más largos de lo que habría resultado de otro modo, denotados por las líneas azules. Las histonas extraídas de las células HeLa S3 se procesaron de la misma manera, como se representa en la Figura 10B. Se indicaron varios PTM, incluyendo muchos patrones diferentes en las mismas posiciones de aminoácidos. Esto es de esperar de las muestras biológicas. Cabe destacar que las pocas líneas grises en la Figura 10B denotan péptidos que se identificaron de manera ambigua debido a la falta de un MS2 resultante de la baja intensidad.

Figure 1
Figura 1: Representación esquemática y producción de puntas de escenario. (A-G) Guía paso a paso sobre la fabricación de una punta de platina de disco de sílice C18. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Procesamiento de datos: 20210804 Péptido Mix_QC de histonas estándar propioniladas. Antes de comenzar a procesar los datos, asegúrese de preparar la lista teórica de posibles estados de carga y sus fragmentaciones (1550.9013; 775.9543; 517.6386; etc.) para extraer esos valores del cromatograma de pico base (BPC + All MS). Después de extraer cada péptido, asegúrese de que se parezca a la lista de análisis que se muestra en la figura. Se seleccionó como ejemplo el pico 775.9543. En el lado derecho de la figura, se muestran tres gráficos: el primero corresponde al cromatograma (gráfico de intensidad vs. tiempo), el segundo al mobilograma y el tercero al espectro de masas con fragmentación PASEF incluida. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Pasos 1 a 4 del protocolo timsControl. La figura muestra los primeros cuatro pasos del procedimiento timsControl. En la parte superior izquierda, haga clic en el botón Instrumento para activar y desactivar la conexión entre el instrumento y el software. Antes de ejecutar cualquier tarea, hay que asegurarse de que el software está en modo de funcionamiento. Por último, verifique que los parámetros de TIMS sean correctos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Parámetros de origen. En este caso, la jeringa Hamilton de 500 μL se utilizó solo para TuneMix. Verifique que los demás parámetros sigan siendo correctos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5: Calibración de la masa a la carga (m/z). Seleccione Calibrar hasta que se haya obtenido una puntuación del 100% en el panel inferior izquierdo Modo de calibración. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6: Calibración de la movilidad. Seleccione Calibrar hasta que se haya obtenido una puntuación de al menos el 98,5 % en el modo de calibración del panel inferior izquierdo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 7
Figura 7: Flujo de trabajo típico de proteómica ascendente. Paso a paso de los procedimientos ascendentes, desde la preparación de la muestra hasta la identificación9. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 8
Figura 8: Tiempo de retención, patrón isotópico y perfiles de movilidad H3 18-26. (A) propionillado sin modificar, (B) péptido K23Ac propionillado en las otras dos posiciones, y (C) propionilado K18Ac en las otras dos posiciones. Observe las ventajas de la separación de movilidad para el caso de los isómeros estructurales que se muestran en los paneles B y C. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 9
Figura 9: Ejemplo de secuenciación de péptidos de fragmentación MS/MS mediante PASEF. Los espectros de fragmentos se obtuvieron a partir de un software de análisis proteómico para el péptido H3 con posiciones de aminoácidos 18-26. (A) propionillado sin modificar, (B) péptido K23Ac propionilado en las otras dos posiciones, y (C) propionilado K18Ac en las otras dos posiciones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 10
Figura 10: Ejemplo de un resumen de análisis de PTM de histonas visuales. Resultados de péptidos y PTMs observados de (A) un estándar H3 y (B) H3 de células HeLa S3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla 1: Características estándar y del péptido HeLa S3 LC-TIMS-ToF MS/MS. Lista de péptidos diana y observados, incluidas las propiedades experimentales (es decir, tiempo de retención, m/z, 1/Ko y áreas de pico de LC). Haga clic aquí para descargar esta tabla.

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Discussion

Las histonas son proteínas básicas que regulan la estructura de la cromatina interactuando con el ADN en forma de octámeros formados por las cuatro histonas centrales (dos de H2A, H2B, H3 y H4)20. Las histonas contienen numerosos residuos de lisina y arginina, que se modifican fácilmente, lo que da lugar a extensos PTM que alteran la química de la cromatina al influir en la función de las histonas o al unirse a otras proteínas celulares21. Los PTM pueden provocar respuestas biológicas trabajando en conjunto, y se han descrito grupos específicos de PTM en varias enfermedades, en particular, en varios tipos de cáncer22.

Cuando se reconoce el daño en el ADN a nivel celular, es seguido instantáneamente por la acción de una compleja cascada de señalización donde se marcan las lesiones, seguida de la coordinación de la progresión del ciclo celular y la activación de las vías de reparación requeridas. Además, el daño en el ADN induce diversas modificaciones, como los aductos de acetilo y metilo, que facilitan el reclutamiento de proteínas23. La gran variedad de PTMs que están implicados en las lesiones del ADN lleva a preguntarse cómo estos mecanismos moleculares regulan su coexistencia y cuál es la importancia funcional de defender la integridad del genoma a través de una red integrada extremadamente compleja. Por ejemplo, la trimetilación de la lisina 9 de la histona H3 (H3K9me3) se ha relacionado con diferentes patologías en diversas enfermedades24. Por razones como esta, es necesario desarrollar metodologías analíticas instrumentales que permitan la caracterización completa de estas modificaciones a nivel celular23.

El análisis de las extracciones de histonas HeLa S3 utilizando un software de análisis manual de datos y un software de análisis proteómico reveló PTM, incluida la acetilación (+42,01 Da), la metilpropionilación (+70,04 Da), la dimetilación (+28,03 Da) y la trimetilación (+42,05) para varias proteínas histonas. Además, el método MS/MS basado en PASEF fue capaz de diferenciar algunos péptidos isoméricos posicionales que portan los mismos PTM.

En la introducción, se describen brevemente las ventajas del acoplamiento LC-TIMS-ToF MS/MS en el estudio de PTMs para mostrar los desarrollos recientes de DDA utilizando la acumulación paralela en la trampa de movilidad seguida de fragmentación secuencial y disociación inducida por colisión. La idea principal es establecer una metodología que permita la resolución de señales procedentes de diferentes péptidos y que, hasta ahora, las técnicas clásicas no han sido capaces de resolver. El proceso de derivatización con anhídrido propiónico evita la escisión de los terminales C de lisina por la tripsina, generando péptidos más largos e informativos. Los péptidos con el mismo m/z y tiempo de retención pudieron ser identificados por sus patrones de fragmentación, pero también se vio que algunas de estas especies podían ser separadas en el dominio de movilidad utilizando este método LC-TIMS-PASEF-ToF MS/MS.

Para entenderlo mejor, la Figura 8 representa tres características principales de cualquier molécula, permitiendo así la identificación de un compuesto, ya sean proteínas intactas, lípidos o péptidos (en este caso, histona H3 18-26), por citar algunos ejemplos. Estas características incluyen el tiempo de retención (min) de un compuesto en la columna cromatográfica, la relación masa-carga (m/z) de cada compuesto y la movilidad (1/Ko) que presentan estos compuestos cuando interactúan con el gas de deriva. En la Figura 8A, se muestra que el péptido H3 no modificado 18-26 tiene un RT de 28,15 min y que presenta dos bandas en su espectro de movilidad, lo que indica que tiene al menos dos conformaciones, resultado que se sospecha que es consecuencia de las dos lisinas (18 y 23) que han sido propionicoladas siguiendo el protocolo descrito anteriormente. Los siguientes espectros (Figura 8B,C) muestran el mismo péptido (H3 18-26) pero variando la posición del grupo acetilación (42.02) entre B, K18Ac y C, K23Ac. Estos dos isómeros (K18Ac y K23Ac) han sido identificados a través del mobilograma, ya que presentan diferentes distribuciones espaciales, lo que da lugar a diferentes interacciones con el gas en la célula TIMS. La importancia de este método radica en la posibilidad de identificar y estudiar con más detalle los diferentes PTM que se han asociado a diferentes enfermedades a través, por ejemplo, del daño en el ADN.

Cuando los datos de fragmentación son escasos, la identificación de una modificación en un residuo específico es un reto porque dos o más modificaciones diferentes pueden ocurrir simultáneamente en (o casi) los mismos residuos y pueden entenderse como una sola modificación25. Esto podría resolverse asegurándose de que se ha identificado el péptido no modificado, especialmente mediante el uso de un estándar para confirmar o negar la presencia de una sola modificación en lugar de múltiples modificaciones (Tabla 1).

Para evitar la contaminación excesiva o las extracciones de histonas impuras, es importante comprobar la calidad de los reactivos antes de su uso. Por ejemplo, si la solución tampón NIB se almacena y se usa a granel, asegúrese de que la solución sea transparente y no tenga apariencia externa de turbidez o presentación anormal. La turbidez puede ser el resultado del crecimiento bacteriano, que contaminaría las muestras y podría dar lugar a una mezcla de histonas y proteínas bacterianas. Además, se recomienda preparar nuevas curvas de calibración para los ensayos, como el ensayo BCA o Bradford utilizado para determinar la concentración de proteínas, asegurándose de que la proteína utilizada para la curva de calibración no esté caducada o degradada.

Este método puede extenderse a otros tipos de células u organismos, por ejemplo, los mosquitos. En el caso de organismos enteros o parciales, la selección de un número adecuado de organismos es especialmente importante para garantizar que la concentración final de histonas sea adecuada para el análisis.

Además, como pauta general para el mantenimiento del espectrómetro de masas, la parte delantera debe limpiarse periódicamente para evitar la acumulación en el instrumento y la contaminación entre corridas. Esta limpieza debe incluir la cortina, la placa de orificio y el cuadrupolo, según sea necesario.

Generalmente, cuando se utiliza una LC, es necesario tener en cuenta la preparación de la(s) fase(s) móvil(es) fresca(s) cada semana utilizando disolventes de grado MS. Es una buena práctica mantener pipetas y cristalería dedicadas para la preparación de la fase móvil y purgar las líneas LC cada vez que se colocan nuevas soluciones en el sistema. Por lo general, las columnas de protección y separación deben reemplazarse cada 100-200 inyecciones y 500-1500 inyecciones, respectivamente26. Asegúrese de inyectar los espacios en blanco antes y después de ejecutar un lote de muestras. Si hay un gran número de muestras dentro de un lote determinado, también se puede considerar la posibilidad de ejecutar un espacio en blanco en varios intervalos dentro del lote.

El protocolo proporciona un flujo de trabajo DDA basado en PASEF para la detección de PTM de histonas y la diferenciación de especies isobáricas e isoméricas en función de la movilidad iónica.

Este protocolo requiere una preparación exhaustiva de la muestra, y se debe tener en cuenta el tiempo total de preparación de la muestra experimental. En promedio, el protocolo de preparación de muestras requiere de 2 a 3 días hábiles para completarse. Además, las diferencias entre los laboratorios y las versiones de los instrumentos pueden afectar a la sensibilidad general del análisis.

Muy pocos programas de análisis de datos proteómicos se han considerado adecuados para su uso en el análisis de histonas mediante métodos ascendentes sin ajuste o corrección manual 27,28,29. Los resultados deben confirmarse (al menos al principio) mediante el análisis manual, que también requiere mucho tiempo. Si se utiliza software analítico, debe tener capacidades de anotación MS/MS, que generalmente son fáciles de confirmar o rechazar.

También vale la pena mencionar que es imposible separar isómeros a través de espectrometría de masas a menos que se inserte una celda TIMS y se utilicen valores de movilidad; por ejemplo, las posiciones de las modificaciones de histonas se pueden determinar utilizando patrones de fragmentación (PASEF).

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Disclosures

Melvin A. Park y Matthew Willetts son empleados de Bruker Daltonics Inc., el fabricante del instrumento timsTOF.

Acknowledgments

Este material se basa en el trabajo apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias bajo la Subvención No. HRD-1547798 y la Subvención No. HRD-2111661. Estas subvenciones de la NSF fueron otorgadas a la Universidad Internacional de Florida como parte del Programa de los Centros de Excelencia en Investigación en Ciencia y Tecnología (CREST). Esta es la contribución número 1672 del Instituto de Medio Ambiente, un programa preeminente de la Universidad Internacional de Florida. El Instituto Nacional de Salud prestó apoyo adicional en el marco de la subvención No. R21AI135469 a Francisco Fernández-Lima y a la Subvención No. R01HD106051 a Benjamín A. García, así como por la Fundación Nacional de Ciencias bajo la Subvención No. CHE-2127882 a Benjamín A. García. Los autores desean agradecer el apoyo inicial del Dr. Mario Gómez Hernández durante el desarrollo inicial del método.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
-80 °C Freezer
1x Phosphate Buffered Saline (PBS), pH 7.4 Thermo Fisher Scientific 10010023 Animal Origin-Free
1 mL Pipette Tips Thermo Fisher Scientific 94060710 Finntip Flex 1000 μL, nonsterile, nonfiltered, racked tips
1.5 mL Microcentrifuge Tubes Thermo Fisher Scientific 14-282-300 Use these tubes for the simple and safe processing of sample volumes up to 1.5 mL
10 µL Pipette Tips Thermo Fisher Scientific 94060100 Finntip Flex, 10 μL, nonsterile, non-filtered, racked
10% NP-40 Thermo Fisher Scientific 28324 NP-40 Surfact-Amps Detergent Solution
10x Dulbecco’s PBS without Ca2+/Mg2+ (Mediatech) MT21031CM
15 mL Conical Tubes Corning 352196 Falcon Conical Centrifuge Tubes
200 µL Gel-Loading Pipette Tips Thermo Fisher Scientific 02-707-138 Fisherbrand Gel-Loading Tips, 1–200 μL
200 µL Pipette Tips Thermo Fisher Scientific 94060310 Finntip Flex 200μL, nonsterile, nonfiltered, racked tips
2x Laemmli Sample Buffer Bio-Rad 1610737 Premixed protein sample buffer for SDS-PAGE
50 mL Conical Tubes Corning 352070 Falcon Conical Centrifuge Tubes
96-well flat bottom plate Thermo Fisher Scientific 12565501
96-well plate, V-Bottom 600 μL Axygen P-DW-500-C-S
Acetone Sigma Aldrich 179124 ACS reagent, ≥99.5%
Acetonitrile (ACN) Thermo Fisher Scientific A998 HPLC, Fisher Chemical
Acetonitrile with 0.1% Formic acid (v/v), LC/MS Grade Thermo Fisher Scientific LS120 Optima LC/MS Grade, Thermo Scientific
AEBSF Thermo Fisher Scientific 328110500 AEBSF hydrochloride, 98%
Ammonium bicarbonate, NH4HCO3 Sigma Aldrich 09830 BioUltra, ≥99.5% (T)
Ammonium hydroxide solution, NH4OH Sigma Aldrich AX1303 Meets ACS Specifications, Meets Reagent Specifications for testing USP/NF monographs GR ACS
Argon (Ar) Airgas AR HP 300
BEH C18 HPLC column Waters 186003625 XBridge Peptide BEH C18 Column, 300 Å, 5 µm, 4.6 mm X 250 mm, 1K–15K
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma Aldrich A7906 Heat shock fraction, pH 7, ≥98%
Calcium chloride, CaCl2 Sigma Aldrich C4901 Anhydrous, powder, ≥97%
Cell dissociation buffer Thermo Fisher Scientific 13151014
Ceramic scoring wafer Restek 20116
Compass DataAnalysis 6.0 Bruker Datonics
Compass HyStar 6.2 Bruker Daltonics
Compass IsotopePattern Bruker Daltonics
Compass timsControl 4.1 Bruker Daltonics
Coomassie Brilliant Blue R-250 Bio-Rad 1610436
Deep Well, 96-Well Microplate, 2.0 mL Thermo Fisher Scientific 89237526
Disposable Cell Lifters Thermo Fisher Scientific  08100240 Fisherbrand Cell Lifters; Disposable lifters quickly remove cell layers
Disposable Pellet Pestles Thermo Fisher Scientific 12-141-363 Fisherbrand Pellet Pestles; Resuspend protein and DNA pellets or grind soft tissue in microcentrifuge tubes
Dithiothreitol (DTT) Thermo Fisher Scientific P2325 1 M
Formic acid (FA) Sigma Aldrich 695076 ACS reagent, ≥96%
Fused silica capillary 75 μm ID x 363 μm OD (Molex (Polymicro) TSP075375
Glacial Acetic Acid Thermo Fisher Scientific A38S Acetic Acid, Glacial (Certified ACS), Fisher Chemical
Glass Pasteur Pipettes Sigma Aldrich BR747725-1000EA
High-Performance Liquid Chromatograph  Shimadzu Shimadzu Prominence 20 HPLC UFLC System
Hydrochloric acid, HCl Sigma Aldrich 258148 ACS reagent, 37%
Hypercarb 30-40 μm Carbon 150–300 Å Thermo Fisher Scientific 60106-402
Hypersep cartridge Thermo Fisher Scientific 60109-404
LC/MS Calibration Standard, for ESI-ToF Agilent G1969-85000 TuningMix
Magnesium chloride, MgCl2 Sigma Aldrich M8266 Anhydrous, ≥98%
Methanol, for HPLC Thermo Fisher Scientific A454 Optima for HPLC, Fisher Chemical  
Microcentrifuge Tube Adapters GL Sciences 501021514
Microcystin Thermo Fisher Scientific 50-200-8727 Enzo Life Sciences Microcystin-LA
MS sample vial, LaPhaPack, Snap, 12 mm x 32 mm LEAP PAL Parts LAP.11190933
Nanodrop Thermo Fisher Scientific model: ND3300
Nitrogen (N2) Airgas NI UHP300
PEAKS Studio X+ Bioinformatic Solutions
pH indicator strips, Instachek Micro Essential Lab JR-113 Model: Hydrion
Potassium chloride, KCl Sigma Aldrich P3911 ACS reagent, 99.0%–100.5%
Pressure Injection Cell Next Advance  model: PC77
Propionic Anhydride Sigma Aldrich 8.00608 For synthesis
Refrigerated Centrifuge (700–18,000 x g) NuAire, model: Nuwind NU-C200V
Reprosil-Pur 120 C18-AQ 3 μm, 3 g ESI Source Solutions r13.aq.0003
SDS-PAGE Gels Bio-Rad 4569035 Any kD precast polyacrylamide gel, 8.6 cm × 6.7 cm (W × L), for use with Mini-PROTEAN Electrophoresis Cells
Sodium butyrate Thermo Fisher Scientific A11079.06 98+%
Sodium chloride, NaCl Sigma Aldrich S9888 ACS reagent, ≥99.0%
SPE disk, C18 VWR 76333-134 Empore SPE disk, C18, CDS Analytical, 90 mm x 0.5 mm, 12 µm
SpeedVac+ vacuum pump and plate rotor Savant model: SC210A
Sucrose Millipore 1.07651 suitable for microbiology
Sulfuric acid, H2SO4  Sigma Aldrich 339741 99.999%
TIMS-ToF Mass Spectrometer Bruker Daltonics model Tims tof ms
Trichloroacetic acid solution, TCA Sigma Aldrich T0699 6.1 N
Trifluoroacetic acid (TFA) Sigma Aldrich 302031 Suitable for HPLC, ≥99.0%
Triversa Nanomate Advion model: TR263
TrypsinProtease, MS Grade Thermo Fisher Scientific 90057
Tube rotator Thermo Fisher Scientific 88881001
Vortex Mixer Thermo Fisher Scientific 88880017
Water with 0.1% Formic acid (v/v), LC/MS Grade Thermo Fisher Scientific LS118 Optima LC/MS Grade, Thermo Scientific 

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Química Número 203
Cribado de modificación de histonas mediante cromatografía líquida, espectrometría de movilidad de iones atrapados y espectrometría de masas de tiempo de vuelo
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Fernandez-Rojas, M., Fuller, C. N.,… More

Fernandez-Rojas, M., Fuller, C. N., Valadares Tose, L., Willetts, M., Park, M. A., Bhanu, N. V., Garcia, B. A., Fernandez-Lima, F. Histone Modification Screening using Liquid Chromatography, Trapped Ion Mobility Spectrometry, and Time-Of-Flight Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (203), e65589, doi:10.3791/65589 (2024).

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