Summary

Generation and Downstream Analysis of single-cell and single-nuclei transcriptomes in brain organoids(뇌 오가노이드에서 단세포 및 단핵체 전사체의 생성 및 다운스트림 분석)

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

여기에서는 single-cell 및 single-nucleus RNA sequencing을 사용하여 인간 뇌 오가노이드의 생성 및 다운스트림 분석을 위한 포괄적인 프로토콜을 소개합니다.

Abstract

지난 10년 동안 단세포 전사체학은 크게 발전하여 개별 세포의 유전자 발현 프로파일을 동시에 분석하기 위한 표준 실험실 방법이 되어 세포 다양성을 포착할 수 있게 되었습니다. 분리하기 어려운 세포 유형으로 인한 한계를 극복하기 위해 온전한 세포 대신 단일 핵을 회수하는 것을 목표로 하는 대체 접근 방식을 염기서열 분석에 활용하여 개별 세포의 전사체 프로파일링을 보편적으로 적용할 수 있습니다. 이러한 기술은 뇌 오가노이드 연구의 초석이 되었으며, 발달 중인 인간 뇌의 모델로 자리 잡았습니다. 뇌 오가노이드 연구에서 단세포 및 단핵 전사체학의 잠재력을 활용하는 이 프로토콜은 오가노이드 해리, 단세포 또는 핵 분리, 라이브러리 준비 및 염기서열분석과 같은 주요 절차를 포괄하는 단계별 가이드를 제공합니다. 이러한 대체 접근법을 구현함으로써 연구자들은 고품질 데이터 세트를 얻을 수 있으며, 이를 통해 신경 세포 및 비신경 세포 유형, 유전자 발현 프로필 및 세포 계통 궤적을 식별할 수 있습니다. 이를 통해 뇌 발달을 형성하는 세포 과정과 분자 메커니즘에 대한 포괄적인 연구를 용이하게 할 수 있습니다.

Introduction

지난 몇 년 동안 오가노이드 기술은 장기 유사 조직 1,2,3을 배양하는 유망한 도구로 부상했습니다. 특히 인간의 뇌와 같이 쉽게 접근할 수 없는 장기의 경우, 오가노이드는 발병 및 질병 발현에 대한 통찰력을 얻을 수 있는 기회를 제공합니다4. 따라서 뇌 오가노이드는 발달, 정신 질환 또는 신경 퇴행성 질환을 포함한 다양한 인간 뇌 질환을 조사하기 위한 실험 모델로 널리 사용되어 왔습니다 4,5,6.

단세포 전사체 프로파일링 기술의 출현으로 1차 인체 조직 및 복잡한 in vitro 모델을 전례 없는 수준의 세밀성으로 연구할 수 있게 되었으며, 건강 및 질병의 세포 하위 집단 수준에서 유전자 발현 변화에 대한 기계론적 통찰력을 제공하고 새로운 추정 치료 표적에 대한 정보를 제공할 수 있었습니다 7,8,9. 오가노이드 분야는 세포 구성, 재현성 및 뇌 오가노이드 기술의 충실도를 평가하기 위해 단일 세포 전사체 프로파일링을 활용하여 발전해 왔습니다 10,11,12. 단일 세포 RNA 염기서열 분석(scRNA-seq)은 세포 분류 및 병든 오가노이드에서 유전적 조절 장애를 식별할 수 있게 했습니다13,14. 중요한 것은 오가노이드 조직의 복잡성으로 인해 개별 세포의 프로파일링을 가능하게 하는 기술의 구현이 필요하다는 것입니다. 벌크 전사체 프로파일링(벌크 RNA 염기서열분석)과 같은 방법을 사용한 오가노이드의 특성 분석은 복잡한 조직 내의 모든 유형의 세포에서 평균화된 마스킹된 세포 이질성 및 유전자 발현 프로파일로 이어지며, 궁극적으로 건강 및 질병에서 오가노이드 발달 중 진행 과정에 대한 이해를 제한합니다 15,16,17 . scRNA-seq 방법이 계속 발전함에 따라 Allen Brain Atlas 또는 Uzquiano et al.18의 인간 뇌 오가노이드 단세포 아틀라스와 같은 리소스에서 볼 수 있는 아틀라스가 점점 더 많이 생성되고 있습니다.

뇌 오가노이드에서 성공적인 scRNA-seq 달성은 온전한 세포의 효과적인 분리 및 캡처에 달려 있습니다. 개별 세포를 얻기 위한 뇌 오가노이드의 해리는 효소 소화를 기반으로 하기 때문에 스트레스와 세포 손상을 유발하여 유전자 발현 패턴에 영향을 미칠 수 있습니다19,20. 따라서 조직을 개별 세포로 해리하는 것이 가장 중요한 단계입니다. 대안적인 접근법은 단일핵 RNA 염기서열분석(snRNA-seq)으로, 신선 및 냉동 조직21,22 모두에서 핵을 효소 없이 추출할 수 있습니다. 그러나 조직에서 핵을 분리하는 것은 관심 세포 유형의 농축 및 세포에 비해 핵의 낮은 RNA 함량과 같은 다른 문제를 제기합니다.

뇌 오가노이드의 전사체 연구는 일반적으로 scRNA-seq10,18,23을 사용하여 수행됩니다. 그러나 단일 핵의 분리는 오가노이드의 전사체 프로필을 조사하기 위한 직교 및 보충 방법을 제공할 수 있습니다. 여기에서는 뇌 오가노이드에 대한 scRNA 및 snRNA-seq 도구 상자를 소개하고 최고 품질의 염기서열 분석 데이터를 얻기 위한 중요한 사항에 대해 논의합니다.

Protocol

설명된 프로토콜은 Max Delbrück Center for Molecular Medicine(승인 번호: 138/08)의 생물안전 레벨 1 실험실에서 요구 사항에 따라 연구 윤리에 대한 EU 및 국가 규칙에 따라 수행됩니다. 1. 유도만능줄기세포(iPSC)에서 전뇌 오가노이드 유도 참고: 이 프로토콜은 여러 회사의 다양한 줄기 세포 배지에서 배양된 여러 iPSC 라인에 대해 테스트되었습니다(?…

Representative Results

scRNA-seq 및 snRNA-seq를 사용하여 뇌 오가노이드의 세포 유형 구성을 조사하기 위해 이 단계의 오가노이드는 이미 중간 전구세포와 초기 단계 뉴런으로 둘러싸인 전구세포로 구성된 신경상피 루프를 나타내기 때문에 배양 30일 후 뇌 오가노이드를 수확했습니다 4,18. 성장 및 배양 전반에 걸쳐 오가노이드의 품질을 모니터링하는 것은 신뢰할 수 있는 단세포…

Discussion

단일 세포 및 단일 핵의 전사체 분석은 복잡한 조직 내의 유전자 조절 메커니즘을 이해하기 위한 중추적인 도구로 부상했습니다. 두 방법 모두 뇌 오가노이드의 전사체 연구를 가능하게 합니다. 전반적으로 성공적인 실험을 보장하기 위해서는 출발 물질의 품질이 높은 관련성을 가져야 합니다. 따라서, 괴사성 코어(necrotic core)(26)의 형성을 방지하기 위해 오가노이드를 정기적으?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Miltenyi 신경 해리 키트에 대한 원본 지침에 대해 Valeria Fernandez-Vallone에게 감사드립니다. 또한 NP40 용해 완충액에 대한 레시피와 이 프로토콜을 설정하는 데 귀중한 조언을 제공한 Max Delbrueck Centrum의 유전체학 기술 플랫폼에도 감사드립니다. 또한 실험실 조직의 지원을 아끼지 않은 Margareta Herzog와 Alexandra Tschernycheff에게도 감사의 뜻을 전합니다.

Materials

1,4-DITHIO-DL-THREIT-LSG., F. D. MOL.-BIOL., ~1 M IN H2O (DTT) Sigma  43816-10ML
1.5 ml DNA low binding tubes  VWR 525-0130 microcentrifuge tube
10x Cellranger pipeline  analysis pipline
15 ml Falcon Falcon Centrifuge tube
2-Mercaptoethanol (BME) Life Technologies 21985023
50 ml Falcon Falcon Centrifuge tube
A83-01 Bio Technologies 379762
Antibiotic/Antimycotic Solution (100X) Life Technologies 15240062
B-27 Plus Supplement Life Technologies 17504044
B-27 Supplement without vitamin A Life Technologies 12587010
Bovine serum albumin, fatty acid free (BSA) Sigma Aldrich A8806-5G 
cAMP Biogems 6099240
cAMP Biogems 6099240
C-CHIP NEUBAUER IMPROVED VWR DHC-N01
Cell strainer 40 µm Neolab 352340
Cell strainer 70 µm (white) Nylon Sigma CLS431751-50EA
Chromium Controller & Next GEM Accessory Kit 10X Genomics 1000204
Chromium Next GEM Chip G Single Cell Kit, 16 rxns 10X Genomics 1000127
Chromium Next GEM Single Cell 3' Kit v3.1 10X Genomics 1000268
Complete,  EDTA-free Protease Inhibitor Cocktaill Roche 11873580001
DAPI MERCK Chemicals 0000001722
DMEM/F12 Life Technologies 11320074
Dounce tissue grinder set 2 mL complete Sigma Aldrich 10536355
Essential E8 Flex Medium Life Technologies A2858501
EVE Cell Counting Slides VWR EVS-050 ( 734-2676)
Foetal bovine serum tetracycline free (FBS) PAN Biotech P30-3602
Geltrex LDEV-Free (coating) Life Technologies A1413302 
gentleMACS Miltenyi Biotec dissociation maschine
GlutaMAX supplements Life Technologies 35050038
Heparin sodium cell culture tested Sigma H3149-10KU
human recombinant BDNF StemCell Technologies 78005.3
human recombinant GDNF StemCell Technologies 78058.3
Insulin Solution Human Sigma Aldrich I2643-25MG
Knockout serum replacement Life Technologies 10828028
LDN193189 Hydrochloride 98% Sigma Aldrich 130-106-540
MEM non-essential amino acid (100x) Sigma Aldrich M7145-100ml
MgCl2 Magnesium Chloride (1M) RNAse free Thermo Scientific AM9530G
mTeSR Plus StemCell Technologies 100-0276 stem cell medium
mTeSR1 StemCell Technologies 85850 stem cell medium
N2 Supplement  StemCell Technologies 17502048
Neural Tissue Dissociation Kit Miltenyi Biotec B.V. & Co. KG 130-092-628
Neurobasal Plus Life Technologies A3582901
NextSeq500 system Illumina Sequencer
NP-40 Surfact-Amps Detergent Solution Life Technologies 28324
PBS Dulbecco’s Invitrogen 14190169
PenStrep (Penicillin – Streptomycin) Life Technologies 15140122
Percoll Th. Geyer 10668276
Pluronic (R) F-127 Sigma Aldrich P2443-1KG
RiboLock RNase Inhibitor Life Technologies  EO0382
Rock Inhibitor (Y-27632 dihydrochloride) SB Biomol Cay10005583-10
SB 431542  Biogems 3014193
Sodium chloride NaCl (5M), RNase-free-100 mL Invitrogen AM9760G
StemFlex Medium Thermo Scientific A3349401 stem cell medium
StemMACS iPS-Brew XF Miltenyi Biotec 130-104-368 stem cell medium
TC-Platte 96 Well, round bottom Sarstedt 83.3925.500
TISSUi006-A TissUse GmbH https://hpscreg.eu/cell-line/TISSUi006-A
Trypan Blue T8154-20ml Sigma
TrypLE Express Enzyme, no phenol red Life Technologies 12604013 Trypsin-based reagent
UltraPure 1M Tris-HCl Buffer, pH 7.5 Life Technologies 15567027
XAV939 Enzo Life sciences BML-WN100-0005

References

  1. Finkbeiner, S. R., et al. Stem cell-derived human intestinal organoids as an infection model for Rotaviruses. mBio. 3 (4), e00159-e00212 (2012).
  2. Freedman, B. S., et al. Modelling kidney disease with CRISPR-mutant kidney organoids derived from human pluripotent epiblast spheroids. Nat Commun. 6, 8715 (2015).
  3. Guan, Y., et al. Human hepatic organoids for the analysis of human genetic diseases. JCI Insight. 2 (17), e94954 (2017).
  4. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).
  5. Dang, J., et al. Zika virus depletes neural progenitors in human cerebral organoids through activation of the innate immune receptor TLR3. Cell Stem Cell. 19 (2), 258-265 (2016).
  6. Inak, G., et al. Defective metabolic programming impairs early neuronal morphogenesis in neural cultures and an organoid model of Leigh syndrome. Nat Commun. 12 (1), 1929 (2021).
  7. Karlsson, M., et al. A single-cell type transcriptomics map of human tissues. Sci Adv. 7 (31), eabh2169 (2021).
  8. Piwecka, M., Rajewsky, N., Rybak-Wolf, A. Single-cell and spatial transcriptomics: deciphering brain complexity in health and disease. Nat Rev Neurol. 19 (6), 346-362 (2023).
  9. Lim, B., Lin, Y., Navin, N. Advancing cancer research and medicine with single-cell genomics. Cancer Cell. 37 (4), 456-470 (2020).
  10. Camp, J. G., et al. Human cerebral organoids recapitulate gene expression programs of fetal neocortex development. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (51), 15672-15677 (2015).
  11. Fiorenzano, A., et al. Single-cell transcriptomics captures features of human midbrain development and dopamine neuron diversity in brain organoids. Nat Commun. 13 (1), 3312 (2022).
  12. Kanton, S., et al. Organoid single-cell genomic atlas uncovers human-specific features of brain development. Nature. 574 (7778), 418-422 (2019).
  13. Notaras, M., et al. Schizophrenia is defined by cell-specific neuropathology and multiple neurodevelopmental mechanisms in patient-derived cerebral organoids. Mol Psychiatry. 27 (3), 1416-1434 (2022).
  14. Rybak-Wolf, A., et al. Modelling viral encephalitis caused by herpes simplex virus 1 infection in cerebral organoids. Nat Microbiol. 8 (7), 1252-1266 (2023).
  15. Bock, C., et al. The organoid cell atlas. Nat Biotechnol. 39 (1), 13-17 (2021).
  16. Brazovskaja, A., Treutlein, B., Camp, J. G. High-throughput single-cell transcriptomics on organoids. Cur Opinion Biotechnol. 55, 167-171 (2019).
  17. Velasco, S., et al. Individual brain organoids reproducibly form cell diversity of the human cerebral cortex. Nature. 570, 523-527 (2019).
  18. Uzquiano, A., et al. Proper acquisition of cell class identity in organoids allows definition of fate specification programs of the human cerebral cortex. Cell. 185 (20), 3770-3788.e27 (2022).
  19. Mattei, D., et al. Enzymatic dissociation induces transcriptional and proteotype bias in brain cell populations. Int J Mol Sci. 21 (21), 7944 (2020).
  20. Van Den Brink, S. C., et al. Single-cell sequencing reveals dissociation-induced gene expression in tissue subpopulations. Nat Methods. 14 (10), 935-936 (2017).
  21. Slyper, M., et al. A single-cell and single-nucleus RNA-Seq toolbox for fresh and frozen human tumors. Nat Med. 26 (5), 792-802 (2020).
  22. Santos, M. D., et al. Extraction and sequencing of single nuclei from murine skeletal muscles. STAR Protoc. 2 (3), 100694 (2021).
  23. Fleck, J. S., et al. Inferring and perturbing cell fate regulomes in human cerebral organoids. Nature. 621 (7978), 365-372 (2021).
  24. Martins-Costa, C., et al. Morphogenesis and development of human telencephalic organoids in the absence and presence of exogenous extracellular matrix. EMBO J. 42 (22), e113213 (2023).
  25. Hao, Y., et al. Integrated analysis of multimodal single-cell data. Cell. 184 (13), 3573-3587.e29 (2021).
  26. Choe, M. S., et al. A simple method to improve the quality and yield of human pluripotent stem cell-derived cerebral organoids. Heliyon. 7 (6), e07350 (2021).
  27. Giandomenico, S. L., et al. Cerebral organoids at the air-liquid interface generate diverse nerve tracts with functional output. Nat Neurosci. 22 (4), 669-679 (2019).
  28. Denisenko, E., et al. Systematic assessment of tissue dissociation and storage biases in single-cell and single-nucleus RNA-seq workflows. Genome Biol. 21 (1), 130 (2020).
  29. Wen, F., Tang, X., Xu, L., Qu, H. Comparison of single-nucleus and single-cell transcriptomes in hepatocellular carcinoma tissue. Mol Med Rep. 26 (5), 339 (2022).
  30. Alles, J., et al. Cell fixation and preservation for droplet-based single-cell transcriptomics. BMC Biol. 15 (1), 44 (2017).

Play Video

Cite This Article
Wandres, M., Aigner, D., Kastelic, N., Boltengagen, A., Rybak-Wolf, A., Rajewsky, N. Generation and Downstream Analysis of Single-Cell and Single-Nuclei Transcriptomes in Brain Organoids. J. Vis. Exp. (205), e66225, doi:10.3791/66225 (2024).

View Video