Summary
Bu makale, yetişkin Xenopus'ta hızlı ve kolay bir şekilde erişilebilen altı önemli ve çeşitli organı örneklemek için bir kılavuz sunmaktadır: kalp ventrikülü, karaciğer lobu, pankreas, yağ cisimleri, eşleştirilmiş böbrekler ve cilt.
Abstract
Xenopus , yüz yılı aşkın bir süredir omurgalı gelişimini ve hastalıklarını anlamak için güçlü bir model organizma olmuştur. Embriyonun deneysel analizi ve diseksiyon teknikleri iyi belgelenmiş olsa da, yetişkin Xenopus yapılarının ve organlarının tanımları, yetişkinlerle çalışma teknikleriyle birlikte, kantitatif proteomik ve tek hücreli transkriptomik gibi modern yaklaşımların gereksinimlerini dikkate alacak şekilde güncellenmemiştir. Hücre tipi ve gen merkezli bakış açıları, embriyonik aşamalarda yetişkin dokulardakilerle zıt gözlemler gerektirir. Larva organları, larvadan yetişkine geçiş boyunca, özellikle büyük metamorfoz yeniden şekillenmesi sırasında, genel yapılarında, morfolojilerinde ve anatomik konumlarında önemli değişikliklere uğrar. Organ tanımlama ve diseksiyon için sağlam standartlar oluşturmak, farklı laboratuvarlarda gerçekleştirilen çalışmalardan elde edilen veri kümelerinin tutarlı olmasını sağlamak için çok önemlidir. Bu protokol, yetişkin Xenopus'taki altı organı tanımlayarak, yetişkin Xenopus'un kalp ventrikülü, karaciğer, yağ gövdesi, pankreas, eşleştirilmiş böbrek ve cildin diseksiyonu ve örneklenmesi için yöntemleri göstermektedir. Koruma yöntemlerine bağlı olarak, diseke edilen organlar kantitatif proteomik, tek hücreli/çekirdekli transkriptomik, in situ hibridizasyon, immünohistokimya, histoloji vb. için kullanılabilir. Bu protokol, doku örneklemesini standardize etmeyi ve erişkin organ sistemlerinin çok laboratuvarlı araştırmalarını kolaylaştırmayı amaçlamaktadır.
Introduction
Yetişkin Xenopus'un "dijital diseksiyonu" mevcut olsa da,1, yetişkin Xenopus'un tekrarlanabilir organ ve doku örneklemesi, diğer yetişkin modeller (örneğin fareler 2,3,4) için mevcut olan ayrıntılı talimatlar olmadan zor olmaya devam etmektedir. Bu makale, larvaları için şu anda mevcut olana benzer şekilde yetişkin Xenopus'un doğru ve tekrarlanabilir organ örneklemesi için net bir rehberlik sağlamayı amaçlamaktadır5. Maksimum tazeliği korumak ve protokolü tüm kullanıcılar için erişilebilir kılmak için tamamlama kolaylığına vurgu yapılır.
Rana sp.6 için kapsamlı bir diseksiyon kılavuzunun yanı sıra diğer anuranlar7 için çok sayıda sınıf diseksiyon kılavuzu olmasına rağmen, şu anda Xenopus diseksiyon ve örnekleme kılavuzu mevcut değildir. Örnekleme uygulamalarına veya amfibi anatomisine aşina olmayanlar için, Xenopus ve diğer anuranlar arasındaki küçük farklılıklar, bu kaynakları tekrarlanabilir doku örneklemesi için yetersiz hale getirir.
Bu kılavuzda pek çok değerli doku dahil edilmemiştir ve hatta atılmıştır; Bu doku tazeliğini sağlamak içindir. Altı örnek, kullanıcının deneyimi veya beceri düzeyi ne olursa olsun, bu dokuların kalp atmaya başladıktan sonra bir saatten kısa sürede toplanabilmesini sağlayacak kadar sınırlıdır. Diğer birçok dokuyu toplamak için daha gelişmiş ve ayrıntılı kılavuzlar, ayrı tamamlayıcı makaleler olarak hazırlanmaktadır.
Daha az deneyimli kullanıcılar için, bu protokolün, değiştirilmesi zor olan herhangi bir hayvanı (yani, transgenikler, ileri yaştaki hayvanlar, vb.) örneklemeden önce, deney dışındaki nedenlerle ötenazi yapılan hayvanlar üzerinde denenmesi her zaman önerilir. İdeal olarak, örneklenen tüm hayvanlar sağlıklı olacak ve eğer dişiyse, son iki hafta içinde yumurtlanmamış olacaktır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm deneyler Harvard Tıp Fakültesi IACUC (Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi) (IS 00001365_3) kural ve düzenlemelerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Temsili sonuçlar hem perfüze edilmiş hem de perfüze edilmemiş olgun albino erkek Xenopus laevis için gösterilmiştir.
1. Deneysel hazırlık
NOT: Numune almadan önce perfüzyon protokolü8 takip ediliyorsa, adım 2.2'ye geçin.
- Araştırma kurumunun bu protokolde açıklanan ötenazi tekniğini onayladığından emin olun.
- 5 g/L MS-222 (trikain metansülfonat) ve 5 g/L sodyum bikarbonattan oluşan bir çözelti hazırlayın (bkz. Hacim, ötenazi yapılan hayvanları tamamen kaplamak için gereken hacimden daha büyük olmalıdır. ≥7 olduğundan emin olmak için pH'ı kontrol edin.
- Xenopus'u ötenazi çözeltisine yerleştirerek birincil ötenazi gerçekleştirin; Hayvan toplam 1 saat su altında kalacaktır.
- Diseksiyon istasyonunu, örneklemeden hemen sonra tüm dokular soğutulmuş PBS veya 0.7x PBS9'da (deneysel ihtiyaçlara bağlı olarak) durulanabilecek, kontrol edilebilecek ve 5x (veya daha büyük) büyütme ışığı altında kesilebilecek şekilde ayarlayın. Bu istasyon aynı zamanda kullanıcının tüm forsepsleri ve makasları değiştirmesini veya kullanımlar arasında silerek temizlemesini sağlamalıdır.
- Kurbağa 1 saat boyunca çözelti içinde kaldıktan sonra, birincil ötenazi tamamlanmıştır. Kurbağayı çıkarın ve bir ayak çimdikleme yaparak ağrı tepkisi kaybını kontrol edin.
- Tür, tür, cinsiyet, yaş ve sağlık durumu gibi hayvan için uygun ayrıntıların yanı sıra perfüze edilip edilmediğini kaydedin. Xenopus'u tartın ve burun-havalandırma uzunluğu gibi ek ölçümler yapın.
- Kurbağayı sırt üstü yatırın ve vücudun proksimalindeki uzuvları aşağı doğru sabitleyin (Şekil 1).
- Diseksiyon makası kullanarak cildi kesin, orta çizgiye kadar kesin ve ardından yanal olarak iki flep yapın.
- Şekil 2'ye atıfta bulunarak, linea alba'yı tanımlayın ve onu kavramak ve sölomik boşluktan uzaklaştırmak için forseps kullanın. Makas kullanarak kas sistemini dikkatlice kesin. Boşluk duvarından iki kanat açın. Tüm kanatları kesin veya sabitleyin.
- Hala atmakta olan kalbi belirleyin. Kalbe daha iyi erişim sağlamak için korakoid kemikleri küçültmek için diseksiyon makası kullanın (Şekil 2).
NOT: Numune almadan önce kalp atmayı durdurduysa, numune tazeliğinin bozulduğuna dikkat edilmelidir.
2. Örnekleme
NOT: Hayvan perfüze edilmişse, adım 2.2'ye geçin.
- İnce perikardı tanımlayın ve doku forseps ile gergin bir şekilde çekin (Şekil 3).
- İridektomi makasının ucunu kullanarak, alttaki dokuları kesmemeye dikkat ederek perikardı nazikçe delin. Perikard'ı kalbin 3 odasından soyun.
- Ventrikülü apeksten kavramak için forseps kullanın, kulak kepçelerine ve arteriyel gövdeye nerede bağlandığını belirleyin (Şekil 4) ve bu ataşmanların altından kesin (Şekil 5). Gerekirse, ventrikülü, kulak kepçelerinden veya arteriyel gövdeden hiçbir doku görünmeyecek ve ventrikül içinde açık renkli kapak dokusu görünmeye devam edecek şekilde kesin.
NOT: Perfüze edilmemiş hayvanlarda, ventrikülün çıkarılması ikincil ötenazi olarak nitelendirilebilir. - Karaciğerin 3 lobu görünür olacaktır (Şekil 6 ve Şekil 7). Sol lobun dudağını (izleyicinin sağında) kavrayın ve karaciğer ve kistik kanallar görünecek şekilde yavaşça kaldırın (Şekil 8). Bu ataşmanların altındaki lobun alt 1 / 3'ünü örnek alın (Şekil 9).
- Dişi bir kurbağanın dokularına daha iyi erişim sağlamak için yumurtalığı çıkarmak faydalı olacaktır. Germinal epitel adı verilen bir viseral periton tabakasıyla sarılmış yumurtalığı tanımlayın. Bağlantı alanını görünür hale getirmek için lobları kendi yanlarına gelene kadar yavaşça kaydırın (Şekil 10). Bu ataşmanlar doğrudan eşleştirilmiş böbreğe ventraldir.
- Makas kullanarak, yumurtalıkları böbreklere zarar vermeden mümkün olduğunca yakın bir şekilde çıkarın (Şekil 11).
- Karaciğerin medial lobunu (ön lob olarak da adlandırılır) inceleyin ve mezenter ve hepatopankreatik kanal (aynı zamanda ortak safra kanalı olarak da adlandırılır) yoluyla mide ve duodenuma nasıl bağlandığını not edin (Şekil 6, Şekil 7 ve Şekil 8).
- İridektomi makası kullanarak mezenteri, hepatoduodenal ligamenti ve duodenum ile birleştiği hepatopankreatik kanalı kesin. Pankreas ve hepatopankreatik kanalın karaciğerin medial lobuna bağlantısını keser, böylece koyu renkli karaciğer dokusu bağlanmaz (Şekil 12).
- Dişli forseps ile mideyi ve doku forseps ile pankreasın üst ucunu kavrayın. 5x büyütme altında, pankreası mideden nazikçe uzaklaştırın (Şekil 13).
NOT: Temiz bir şekilde çıkmazsa, kalan pankreas dokusu görünür olacak ve parçalar halinde toplanabilir. Alternatif olarak, pankreas iridektomi makası ve doku forsepsleri kullanılarak metodik olarak ayrılabilir. - Şekil 14A'ya atıfta bulunarak, idrar kesesini tanımlayın ve kloaka mümkün olduğunca yakın keserek çıkarın. Bu dokuyu atın.
- Şekil 14B'ye bakınca, kalın bağırsağı tanımlayın ve kalın bağırsağı kloaka mümkün olduğunca yakın kesmek için gergin bir şekilde çekin. Tüm sindirim kanalını çıkarın ve atın, dalağa bağlandığı yerdeki peritonu kesin. Şişman bedenler artık tamamen erişilebilir olacak.
- Şişman cisimleri kendi taraflarında olacak şekilde ayırın. Şişman cismin karın zarına bağlandığı böbrek üzerindeki alan görünür olacaktır. Sol yağ gövdesinin tabanını (izleyicinin sağında) kavrayın ve böbreğin zarar görmemesi için küçük bir kenar boşluğu bırakarak peritondan kesmek için makas kullanın (Şekil 15).
- Kalan yağ gövdesini çıkarın ve atın. Eşleştirilmiş böbrekler artık tamamen görünür olacaktır.
- Dişi kurbağalarda veya belirgin körelmiş yumurta kanallarına sahip erkeklerde, bir yumurta kanalını kavrayın ve onu böbrek ve kloakadan uzaklaştırın (Şekil 16). Yumurta kanalını kloaka ile birleştiği yerden kesin ve böbrekten uzaklaştırmaya devam edin, belirgin hale geldikçe net peritoneal ekleri kesin. Bu dokuyu atın.
- Bu işlemi kalan yumurta kanalı ile tekrarlayın.
- Böbrekler hala berrak periton (retroperitoneal) ile kaplıdır10. Böbrekleri kavramak için forseps kullanın ve peritonu alt uçlarından kesin.
- Böbreklere zarar vermeden peritonu mümkün olduğunca yakın kesmek için makas kullanarak böbrekleri sölomik boşluktan kaldırın (Şekil 17).
- 5x büyütme altında, fazla peritonu ve kalan diğer dokuları (yağ gövdeleri, dalak) kesin. Kurbağa dişiyse, kalan yumurtalık dokusunun çıkarıldığından emin olun (Şekil 18). Kurbağa erkekse, testisi dikkatlice çıkarın ve büyütme olmadan görülemeyen körelmiş bir yumurta kanalı olup olmadığını kontrol edin (Şekil 19).
- Hayvanın pimlerini çıkarın, ventrumunun üzerine çevirin ve hayvanın uzuvlarını yeniden sabitleyin.
- Örnekleme için arka bacaklardan birini seçin ve o uzvun ayağını sabitleyin.
- Gastroknemius/tibiofibula üzerinden badem şeklinde bir deri flebi çıkarın (Şekil 20).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Şekil 1'den Şekil 20'ye kadar kullanılarak ve bu protokolün tüm adımlarını izleyerek, kalp ventrikülü, karaciğerin sol lobu, pankreas, sol yağ cisimleri, eşleştirilmiş böbrekler ve bir deri flebi ötenaziden sonraki bir saat içinde temiz bir şekilde eksize edildi. Bu süre içinde numuneler, Şekil 21'de gösterildiği gibi görünecek şekilde durulanır ve kesilir.
Resim 1: Sabitlenmiş Xenopus. Olgun bir dişi X. tropicalis her uzuvdan iğnelenmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Karın duvarı. Bir X. tropicalis dişisinin ventral derisi flepler halinde kesilir, bu da linea alba ve korakoid kemikleri görünür hale getirir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Perikard ile çevrili kalp. Kalp ventrikülünün tepesi perikard yoluyla kavranır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Kalp ventrikülü ve arteriyel gövde. Perfüze edilmiş bir X laevis'in ventrikülü, kavranır ve arteriyel gövdeye yapıştığını gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Kalp diyagramı. Ventrikülün nerede örnekleneceğini gösteren kesikli bir çizgi ile kalbin ilgili yapılarının bir diyagramı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 6: Hepatopankreatik diyagram. Karaciğer, pankreas ve ilgili organların 3 lobunun bir diyagramı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 7: Hepatopankreatik organlar. 3 loblu karaciğer, pankreas ve ilişkili organları etiketlenmiş perfüze, albino X. laevis erkek. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 8: Kistik ve karaciğer kanalları. Karaciğerin sol lobu, perfüze X. laevis'teki kistik ve hepatik kanalları gösterecek şekilde kaldırılmaktadır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 9: Karaciğer örneklemesi. Perfüze edilmemiş bir X. tropicalis'in sol karaciğer lobu, hepatik kanalların ekleri altında kesilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 10: Yumurtalık bağlanması. Yumurtalık lobları kendi taraflarındayken, germinal epitelin periton duvarına (böbrekler üzerinde) sürekliliği görülebilir. İki beyaz kesikli çizgi, bu eklerin nereden kesileceğini gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 11: Yumurtalık çıkarma. Perfüze edilmemiş bir X. laevis'in yumurtalığı, eşleştirilmiş böbreklerden çekilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 12: Mezenter kesileri. Kalp ventrikülü ve karaciğerin sol lobunun örneklenmesinin yanı sıra yumurtalığın çıkarılmasını takiben, perfüze edilmemiş bir X. laevis'in sölomik boşluğu. Beyaz kesikli bir çizgi, hepatopankreatik ligament ve kanalın nerede kesileceğini gösterirken, yeşil kesikli bir çizgi, pankreasın karaciğerin medial lobundan nerede kesileceğini gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 13: Pankreas örneklemesi. Perfüze edilmemiş bir X. laevis'in pankreası mideden alınıyor. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 14: Organın çıkarılması. (A) Perfüze edilmemiş bir X. laevis'in idrar kesesi, nerede kesileceğini gösteren kesikli bir çizgi ile kloaktan çekilir. (B) Perfüze edilmemiş bir X. laevis'in kalın bağırsağı, nerede kesileceğini gösteren kesikli bir çizgi ile kloakadan çekiliyor. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 15: Yağ cisimciği örneklemesi. Eşleştirilmiş böbreklerin üst ucundaki peritona bağlanan yağ cisimleri, nerede kesileceklerini gösteren kesikli bir çizgi ile sölomik boşluktan dışarı çekilir. Bu ekin bitişiğinde, bu erkek X. tropicalis'in 1 testisin yanı sıra bir çift farklı körelmiş yumurta kanalına sahip olduğunu unutmayın. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 16: Yumurta kanalının çıkarılması. Perfüze edilmiş bir X. laevis'in yumurta kanalı, eşleştirilmiş böbrekten çekilerek berrak peritonu görünür hale getirir. Kesikli bir çizgi, peritonun nerede kesileceğini gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 17: Böbrek örneklemesi. Perfüze edilmemiş bir X. laevis'in eşleştirilmiş böbrekleri sölomik boşluktan kaldırılıyor. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 18: Böbrek kesimi. (A) Perfüze edilmemiş bir dişi X. laevis'in ilişkili peritoneal organları bağlı eşleştirilmiş böbreğinin ventral görünümü. (B) İlişkili organları çıkarılmış ancak bir miktar periton dokusu kalmış aynı böbrek. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 19: Testisin çıkarılması. Bir testis ile perfüze edilmemiş X. tropicalis'in eşleştirilmiş böbrekleri çıkarıldı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 20: Cilt örneklemesi. (A) Bir X. tropicalis'in sağ bacağı, örneklenecek deri alanını gösteren kesikli bir çizgiye sahiptir. (B) Bir X. tropicalis'in sağ bacağı, tibiofibula üzerinden bir deri örneği çıkarılmış. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 21: Organ örneklemesinin temsili sonuçları. Perfüze edilmiş ve perfüze edilmemiş bir albino X. laevis'ten alınan kalp ventrikülü, karaciğer, pankreas, yağ cisim, eşleştirilmiş böbrek ve deri örnekleri. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu protokol tazeliği en üst düzeye çıkarmayı amaçladığından, bazı örneklerde istenmeyen dokular bulunabilir. Örneğin, hepatopankreatik kanal ve bazı mezenterler pankreas ile örneklenir ve bazı periton dokusu, adrenal bezler ve üreterler her zaman eşleştirilmiş böbrekler ile örneklenir. Tazelik bir endişe kaynağı değilse, modifiye teknikler kullanılarak daha hassas örnekleme elde edilebilir.
Organların görünümü ve yeri, cinsiyetler ve Xenopus türleri arasında karşılaştırılabilir. Bununla birlikte, dokuların rengi, hayvanların perfüze edilip edilmediğine bağlı olarak önemli ölçüde değişir. Bu nedenle hem perfüze edilmiş hem de perfüze edilmemiş hayvanların görüntüleri dahil edilmiştir.
Bu protokolün bir kısıtlaması, istenen dokunun tamamını en iyi temsil eden örneklerin toplanmasına göre hız ve tekrarlanabilirliğe öncelik verilmesidir. Örneğin, burada örneklenen karaciğerin sol lobunun bölümü, karaciğer dokusunun üç lobunu da yeterince temsil edemez. Örneklemede hatalar varsa, sorun giderme seçenekleri, dokunun farklı bölümleri arasındaki varyasyon potansiyelinden etkilenir. Örneğin, karaciğerin sağ lobunun mu, doğru yağ kütlesinin mi yoksa derinin farklı bir bölümünün mi istenen dokulara fonksiyonel alternatifler olacağı bilinmemektedir. Bu durumlarda, doku bölümlerini değiştirmeden önce araştırmanın ihtiyaçlarına göre takdir yetkisi kullanılmalıdır.
Bu protokolün bir başka sınırlaması, örneklenen hayvanlarda ciddi anatomik kusurlar veya klinik olarak önemli sağlık sorunları varsa, sölomik boşluktaki organların burada tarif edildiği gibi görünmeyebileceğidir. Mycobacterium spp.11,12 ile enfekte olmuş kurbağaların dokularında granülomlar bulunmuştur ve önceki yumurtalık hiperstimülasyon sendromu vakalarınınorganların anormal bir sunumuna yol açtığı görülmektedir 13.
Bu yöntem laboratuvar Xenopus için geliştirilmiş olsa da, bu organların birçok caecilian olmayan amfibi ve uzuvlu sürüngenlerde görünümünde önemli benzerlikler vardır14. Bu protokolün örnekleme kısmı, aksolotllar veya yeşil anol gibi diğer modeller için kolayca değiştirilebilir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarlar hiçbir rakip çıkar beyan etmezler.
Acknowledgments
Bu çalışma, NIH'nin OD hibe R24OD031956 tarafından desteklenmiştir. Yardımları ve destekleri için Samantha Jalbert, Jill Ralston ve Cora Anderson'a ve ayrıca yararlı geri bildirimleri için editörümüz ve anonim hakemlerimize teşekkür ederiz
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5x Magnifying Glass with LED Light and Stand | amazon.com | B08QJ6J8P1 | light must not produce heat |
| Disposable Transfer Pipets | VWR | 414004-036 | |
| Dissecting Fine-Pointed Forceps | Fisher Scinetific | 08-875 | |
| Dissecting scissors sharp piont, straight 6.5" | VWR | 76457-374 | |
| Dissection Tray | Fisher Scinetific | 14-370-284 | styrofoam sheets are an acceptable alternative |
| Euthanasia container | US Plastic | Item 2860 | alternative opaque containers acceptable |
| Euthanasia container lid | US Plastic | Item 3047 | |
| Iridectomy Scissors 6" | vwr | 470018-938 | iris scissors are an acceptable alternative |
| MS-222: Syncaine (formerly tricaine) | Pentair AES | TRS1 | |
| PBS 1x | Corning | 21-040-CV | |
| Sodium Bicarbonate, Powder, USP | Fisher Scientific | 18-606-333 | |
| Specimen Forceps, Serrated | VWR | 82027-442 | |
| T-Pins for Dissecting | Fisher Scinetific | S99385 |
References
- Porro, L. B., Richards, C. T. Digital dissection of the model organism Xenopus laevis using contrast-enhanced computed tomography. J Anat. 231 (2), 169-191 (2017).
- Ruehl-Fehlert, C., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1. Exp Toxicol Pathol. 55 (23), 91-106 (2003).
- Kittel, B., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).
- Morawietz, G., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice - Part 3 - A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).
- Patmann, M. D., Shewade, L. H., Schneider, K. A., Buchholz, D. R.
- Lőw, P., Molnár, K., Kriska, G. Dissection of a Frog (Rana sp.). Atlas of Animal Anatomy and Histology. , 213-263 (2016).
- O'Rourke, D. P. Amphibians used in research and teaching. ILAR J. 48 (3), 183-187 (2007).
- Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. Effective rapid blood perfusion in Xenopus. JoVE. (issue), e65287 (2023).
- Balls, M., Worley, R. S. Amphibian cells in vitro. II. Effects of variations in medium osmolarity on a permanent cells line isolated from Xenopus. Exp Cell Res. 76 (2), 333-336 (1973).
- Holz, P. H., Raidal, S. R. Comparative renal anatomy of exotic species. Vet North Am Exot Anim Pract. 9 (1), 1-11 (2006).
- Trott, K. A., et al. Characterization of a Mycobacterium ulcerans-like infection in a colony of African tropical clawed frogs (Xenopus tropicalis). Comp Med. 54 (3), 309-317 (2004).
- Fremont-Rahl, J. J., et al. Mycobacterium liflandii outbreak in a research colony of Xenopus (Silurana) tropicalis frogs. Vet Pathol. 48 (4), 856-867 (2011).
- Green, S. L., Parker, J., Davis, C., Bouley, D. M. Ovarian hyperstimulation syndrome in gonadotropin-treated laboratory South African clawed frogs (Xenopus laevis). J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 64-67 (2007).
- Vitt, L. J., Caldwell, J. P. Anatomy of amphibians and reptiles. Herpetol. Herpetol. , 35-81 (2009).
