JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
自动翻译
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
生物学

Meting van de microtubulus dynamiek door draaiende schijf microscopie in monopolaire mitotische spindels

Published: November 15, 2019
doi:
10.3791/60478
,
1AG Oncophysiology,Max-Planck Institute of Experimental Medicine, 2Göttingen Graduate School for Neurosciences, Biophysics, and Molecular Biosciences (GGNB)

Summary

Hier presenteren we een robuuste en gedetailleerde methode van microtubulus dynamica analyse in cellen gesynchroniseerd in tijdens met behulp van Live-cel spinnen schijf confocale microscopie en MATLAB gebaseerde beeldverwerking.

Abstract

We beschrijven een modificatie van een gevestigde methode om de dynamiek van microtubulus in levende cellen te bepalen. Het protocol is gebaseerd op de uitdrukking van een genetisch gecodeerde marker voor de positieve uiteinden van microtubuli (EB3 gelabeld met Tdtomaat fluorescerende eiwitten) en hoge-snelheid, hoge-resolutie, Live-celbeeldvorming met behulp van draaiende schijf confocale microscopie. Celcyclus synchronisatie en verhoogde dichtheid van microtubuli worden bereikt door remming van de centrosomale scheiding in mitotische cellen, en analyse van de groei wordt uitgevoerd met behulp van open-source U-track software. Het gebruik van een helder en rood verschoven fluorescerende eiwit, in combinatie met het lagere Laser vermogen en de gereduceerde blootstellingstijd die nodig is voor het spinnen van schijf microscopie verminderen fototoxiciteit en de waarschijnlijkheid van lichtgeïnduceerde artefacten. Dit maakt een groter aantal cellen in dezelfde bereiding mogelijk, terwijl de cellen in een groeimedium onder standaardcultuur omstandigheden worden gehandhaafd. Omdat de analyse wordt uitgevoerd in een automatische gecontroleerde mode, zijn de resultaten statistisch robuust en reproduceerbaar.

Introduction

Microtubuli (MTs) zijn zeer dynamische structuren gevonden in vrijwel alle eukaryote cellen en in sommige bacteriën1. Samen met actine en tussenliggende filamenten, ze beeldhouwen het cytoskelet2,3. Cell Division4, molecuul transport5, flagellar verslaan6, de sensatie van de omgeving door primaire tril haar cilium7, hoorzitting (kinocilium)8,9, embryo Genesis10,11,12, invasie en metastase13,14, en zelfs Geheugenvorming15,16,17,18, en veel andere processen vertrouwen voornamelijk op MTs. deelname van MTs in al deze gebeurtenissen zou onmogelijk zijn zonder hun opmerkelijke vermogen om snel te schakelen tussen groei (polymerisatie) en krimp (depolymerisatie). Deze eigenschap wordt beschreven als dynamische instabiliteit19. MT dynamiciteit is veranderd in vele pathologische condities20,21,22. Vandaar, het bepalen van de aard van deze eigenschap kan helpen om te begrijpen van de ziekte mechanismen en vervolgens hun behandeling.

Er is een lange lijst met methoden ontwikkeld voor de analyse van MT Dynamics, waarvan de meeste gebaseerd zijn op beeldvormingstechnieken23. Aanvankelijk werden brede veld licht microscopen gebruikt om de vorming van tubuline-polymeren in vitro24te observeren. De ontdekking van end-binding (EB)-eiwitten die verzamelen bij mt plus-ends en de ontwikkeling van methoden tot fluorescently label eiwitten maakten het mogelijk om het gedrag van MTs direct in levende cellen met breed veld en confocale fluorescentie microscopen25,26,27te observeren. Eén EB-eiwit is eind bindende proteïne 3 (EB3)28; door het overdrukken en volgen van EB3 gesmolten tot een fluorescerende proteïne, kunnen MT plus-end assemblage percentages worden bepaald op29,30.

Confocale laser scanning fluorescentiemicroscopie (CLSM) wordt vaak gebruikt om de MT-dynamiek te volgen. Deze beeldvormings techniek vormt echter een hoog risico op fototoxiciteit en fotobleaching, twee ongewenste processen voor de beeldvorming van levende cellen en Dim-voorbeelden31. Om een betere signaal-ruis verhouding te verkrijgen, moeten de laser kracht en de blootstellingsduur hoog genoeg zijn, terwijl ze de monsters niet beschadigen, en dit vereist een opoffering van de resolutie in ruil voor snelheid. Een geschikt alternatief voor CLSM is het spinnen schijf microscopie32. Deze Imaging modaliteit is gebaseerd op het gebruik van een Nipkowschijf33, die bestaat uit een bewegende schijf met een array van pinholes, en werkt op equivalente wijze aan veel CLS microscopen die hetzelfde monster gelijktijdig34. Daarom zal het licht van de laser verschillende gebieden in het monster tegelijkertijd verlichten, maar het confocale karakter behouden. De Nipkowschijf maakt het daarom mogelijk om beelden te verkrijgen die vergelijkbaar zijn met CLSM, maar sneller en minder Laser vermogen gebruiken. De Nipkow-schijf werd verder verbeterd door Yokogawa Electric, die een tweede schijf introduceerde met een reeks micro lenzen erop die individueel direct licht in een respectieve pinhole, verdere vermindering van fototoxiciteit en photobleaching35. Dus, Spinning Disk laser scanning microscopie werd een methode van keuze voor Live Cell Imaging, en het maakt het mogelijk om beelden met een hoge signaal-ruis verhouding te verkrijgen op een hoge snelheid31,36, wat cruciaal is voor het oplossen van signalen zoals die van de snelgroeiende MT-ends.

MT Dynamics verschillen tijdelijk. Bijvoorbeeld, de mitotische MTs zijn dynamischer dan de interfase Ones37,38. Evenzo, verschillen in de groeisnelheid en krimp zijn waargenomen zelfs binnen dezelfde cel cyclus fase, zoals mitose39,40. Daarom, om valse gegevensverzameling te voorkomen, moet de meting van MT Dynamics worden beperkt tot een smal tijdvenster tijdens de celcyclus. Meting van de MT-dynamiek in tijdens kan bijvoorbeeld worden bereikt door de cellen te behandelen met dimethylenastron (DME), een monastrol-analoog dat de motor kinesin Eg541 remt en de vorming van de bipolaire mitotische spindel42verhindert. Remming van cellen bij tijdens met Eg5 remmer DME en andere monastrol derivaten heeft geen invloed op de MT Dynamics43,44,45, waardoor DME een nuttig instrument voor het bestuderen van MT Dynamics zowel in vaste en levende cellen44.

Hier combineren we de methode van MT Dynamics analyse in tijdens cellen, beschreven door ertych et al.44 met Dual Spinning Disk Imaging. Deze methode maakt meting van de MT-dynamiek in prometafase cellen verzameld uit een enkel focal vlak met een hogere Imaging rate, maar zonder photobleaching en minimale fototoxiciteit. Bovendien gebruiken we als fluorescerende reporter tandem dimeer tomaten fluorescerende eiwitten (tdTomato) die de helderheid en foto stabiliteit in vergelijking met het groene fluorescerende eiwit (EGFP) heeft verbeterd en is opgewonden met lager energie licht46. Daarom vereist tdTomato minder Laser vermogen voor excitatie en is het minder fototoxisch. In totaal verbeteren we de methode verder door de fototoxiciteit te verminderen en de resolutie en nabewerking te verbeteren die nodig zijn voor de MT Dynamics-analyse. Bovendien maken we een basis voor toekomstige wijzigingen van de methode door deze te combineren met andere synchronisatie technieken.

Protocol

1. zaaien van HeLa-cellen Bereid 2 mL van 5 μg/mL fibronectine oplossing in fosfaatgebufferde Saline (PBS) en voeg hieraan 450 μL toe in elke put van een 4 well Chambered dekslip (#1.5). Incuberen de glijbaan gedurende 15 minuten bij 37 °C en 5% CO2. Spoel asynchroon groeiende HeLa-cellen af met Dulbecco’s fosfaat gebufferde zoutoplossing (DPBS) en inincuberen met trypsine-EDTA (0,05%: 0,02%; w:v) gedurende 5 minuten bij 37 °C. Stop de enzymatische reactie door de toevoeging van Roswell…

Representative Results

Na het gegeven protocol in Figuur 1awerd de PEB3-tdTomato plasmide transitief uitgedrukt in asynchroon groeiende HeLa-cellen. De cellen werden gesynchroniseerd 48 h na de transfectie bij tijdens door DME behandeling (Figuur 1b). Deze stap zorgde ervoor dat de meting van de MT-dynamiek altijd in dezelfde fase van de celcyclus werd uitgevoerd. De timelapse-films werden verder verwerkt en geanalyseerd met U-track v 2.2.0, zoals beschreven in de aanvullende document…

Discussion

Hier beschrijven we een wijziging van een methode die voor het eerst werd vastgesteld door Ertych et al.44. Samen met een aantal andere modificaties, combineren we deze techniek van MT Dynamics analyse met Dual Spinning Disk confocale Imaging. Het gebruik van de Dual Spinning Disk verbetert de resolutie van de groeiende MTs en vermindert fototoxiciteit36. We verminderen verder de fotobleaching en laserlicht veroorzaakte schade van de cellen door over te schakelen naar een l…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wij danken de leden van de lichte microscopie faciliteit, Max-Planck Instituut voor experimentele geneeskunde, voor hun deskundig advies en ondersteuning.

Materials

Dimethylenastron Merck 324622
DMEM w/o phenol red Gibco 31053-28
DPBS Gibco 14190-094
Fetal bovine serum Biochrom S0415
Fibronectin Bovine Plasma Merck F4759 Sterile powder
GlutaMAX Gibco 35050-038 Stable glutamine substitutive
jetPRIME Polyplus 114-15
EB3-TdTomato Addgene plasmid #50708
RPMI 1640 Gibco 61870-010
Trypan Blue Merck T8154-20ML
Trypsin/EDTA solution Biochrom L2143 0.05% / o.02 % w/o calcium and magnesium
µ-slide Ibidi 80426 4-well slide with #1.5 coverslip
Eclipse Ti Inverted microscope Nikon NA
Objective Nikon MRD01991 CFI Apo TIRF 100XC Oil
ACAL Laser Excahnger Nikon Laser box. 405, 458, 488, 514, 561 and 647nm
Spinning disk module Andor CSU-W
Camera Andor iXon Ultra 888
Environmental Chamber Okolab Dark chamber equipped with CO2 supply, tmeperature control and humidifier
HeLa Cells DSMZ ACC-57
NIS Elements v4 Nikon Spinning disk microscope. Acquisition Software
MATLAB Mathworks Computing environment
Prism 8 GraphPad Statistical analysis and display software
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Erickson, H. P. Evolution of the cytoskeleton. Bioessays. 29 (7), 668-677 (2007).
  2. Pollard, T. D., Goldman, R. D. Overview of the Cytoskeleton from an Evolutionary Perspective. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (7), (2018).
  3. Wade, R. H. On and around microtubules: an overview. Molecular Biotechnology. 43 (2), 177-191 (2009).
  4. Forth, S., Kapoor, T. M. The mechanics of microtubule networks in cell division. Journal of Cell Biology. 216 (6), 1525-1531 (2017).
  5. Franker, M. A., Hoogenraad, C. C. Microtubule-based transport – basic mechanisms, traffic rules and role in neurological pathogenesis. Journal of Cell Science. 126, 2319-2329 (2013).
  6. Lindemann, C. B., Lesich, K. A. Flagellar and ciliary beating: the proven and the possible. Journal of Cell Science. 123, 519-528 (2010).
  7. Wheway, G., Nazlamova, L., Hancock, J. T. Signaling through the Primary Cilium. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 6, 8 (2018).
  8. Falk, N., Losl, M., Schroder, N., Giessl, A. Specialized Cilia in Mammalian Sensory Systems. Cells. 4 (3), 500-519 (2015).
  9. Spoon, C., Grant, W. Biomechanical measurement of kinocilium. Methods in Enzymology. 525, 21-43 (2013).
  10. Zenker, J., et al. A microtubule-organizing center directing intracellular transport in the early mouse embryo. Science. 357 (6354), 925-928 (2017).
  11. Goldstein, B. Embryonic polarity: a role for microtubules. Current Biology. 10 (22), 820-822 (2000).
  12. Uchida, S., Shumyatsky, G. P. Deceivingly dynamic: Learning-dependent changes in stathmin and microtubules. Neurobiology of Learning and Memory. 124, 52-61 (2015).
  13. Fife, C. M., McCarroll, J. A., Kavallaris, M. Movers and shakers: cell cytoskeleton in cancer metastasis. British Journal of Pharmacology. 171 (24), 5507-5523 (2014).
  14. Bouchet, B. P., Akhmanova, A. Microtubules in 3D cell motility. Journal of Cell Science. 130 (1), 39-50 (2017).
  15. Dent, E. W. Of microtubules and memory: implications for microtubule dynamics in dendrites and spines. Molecular Biology of the Cell. 28 (1), 1-8 (2017).
  16. Craddock, T. J., Tuszynski, J. A., Hameroff, S. Cytoskeletal signaling: is memory encoded in microtubule lattices by CaMKII phosphorylation. PLOS Computational Biology. 8 (3), (2012).
  17. Smythies, J. Off the beaten track: the molecular structure of long-term memory: three novel hypotheses-electrical, chemical and anatomical (allosteric). Frontiers in Integrative Neuroscience. 9, 4 (2015).
  18. Kaganovsky, K., Wang, C. Y. How Do Microtubule Dynamics Relate to the Hallmarks of Learning and Memory. Journal of Neuroscience. 36 (22), 5911-5913 (2016).
  19. Mitchison, T., Kirschner, M. Dynamic instability of microtubule growth. Nature. 312 (5991), 237-242 (1984).
  20. Dubey, J., Ratnakaran, N., Koushika, S. P. Neurodegeneration and microtubule dynamics: death by a thousand cuts. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 343 (2015).
  21. Parker, A. L., Kavallaris, M., McCarroll, J. A. Microtubules and their role in cellular stress in cancer. Frontiers in Oncology. 4, 153 (2014).
  22. Honore, S., Pasquier, E., Braguer, D. Understanding microtubule dynamics for improved cancer therapy. Cell and Molecular Life Sciences. 62 (24), 3039-3056 (2005).
  23. Straube, A. . Methods in Molecular Biology. , (2011).
  24. Budde, P. P., Desai, A., Heald, R. Analysis of microtubule polymerization in vitro and during the cell cycle in Xenopus egg extracts. Methods. 38 (1), 29-34 (2006).
  25. Gierke, S., Kumar, P., Wittmann, T. Analysis of microtubule polymerization dynamics in live cells. Methods in Cell Biology. 97, 15-33 (2010).
  26. Matov, A., et al. Analysis of microtubule dynamic instability using a plus-end growth marker. Nature Methods. 7 (9), 761-768 (2010).
  27. Bailey, M., Conway, L., Gramlich, M. W., Hawkins, T. L., Ross, J. L. Modern methods to interrogate microtubule dynamics. Integrative Biology (Camb). 5 (11), 1324-1333 (2013).
  28. Galjart, N. Plus-end-tracking proteins and their interactions at microtubule ends. Current Biology. 20 (12), 528-537 (2010).
  29. Stepanova, T., et al. Visualization of microtubule growth in cultured neurons via the use of EB3-GFP (end-binding protein 3-green fluorescent protein). Journal of Neuroscience. 23 (7), 2655-2664 (2003).
  30. Zwetsloot, A. J., Tut, G., Straube, A. Measuring microtubule dynamics. Essays in Biochemistry. 62 (6), 725-735 (2018).
  31. Bayguinov, P. O., et al. Modern Laser Scanning Confocal Microscopy. Current Protocols in Cytometry. 85 (1), 39 (2018).
  32. Nakano, A. Spinning-disk confocal microscopy — a cutting-edge tool for imaging of membrane traffic. Cell Structure and Function. 27 (5), 349-355 (2002).
  33. Nipkow, P. Elektrisches teleskop. Germany patent. , (1884).
  34. Yin, S., Lu, G., Zhang, J., Yu, F. T., Mait, J. N. Kinoform-based Nipkow disk for a confocal microscope. Applied Optics. 34 (25), 5695-5698 (1995).
  35. Tanaami, T., Kenta, M. Nipkow disk for confocal optical scanner. European patent application. , (1992).
  36. Oreopoulos, J., Berman, R., Browne, M. Spinning-disk confocal microscopy: present technology and future trends. Methods in Cell Biology. 123, 153-175 (2014).
  37. Rusan, N. M., Fagerstrom, C. J., Yvon, A. M., Wadsworth, P. Cell cycle-dependent changes in microtubule dynamics in living cells expressing green fluorescent protein-alpha tubulin. Molecular Biology of the Cell. 12 (4), 971-980 (2001).
  38. Rusan, N. M., Fagerstrom, C. J., Yvon, A. -. M. C., Wadsworth, P. Cell Cycle-Dependent Changes in Microtubule Dynamics in Living Cells Expressing Green Fluorescent Protein-α Tubulin. Molecular Biology of the Cell. 12 (4), 971-980 (2001).
  39. Liu, D., Davydenko, O., Lampson, M. A. Polo-like kinase-1 regulates kinetochore-microtubule dynamics and spindle checkpoint silencing. Journal of Cell Biology. 198 (4), 491-499 (2012).
  40. Maiato, H., Sunkel, C. E. Kinetochore-microtubule interactions during cell division. Chromosome Research. 12 (6), 585-597 (2004).
  41. Muller, C., et al. Inhibitors of kinesin Eg5: antiproliferative activity of monastrol analogues against human glioblastoma cells. Cancer Chemotherrapy and Pharmacology. 59 (2), 157-164 (2007).
  42. Mayer, T. U., et al. Small molecule inhibitor of mitotic spindle bipolarity identified in a phenotype-based screen. Science. 286 (5441), 971-974 (1999).
  43. Kapoor, T. M., Mayer, T. U., Coughlin, M. L., Mitchison, T. J. Probing spindle assembly mechanisms with monastrol, a small molecule inhibitor of the mitotic kinesin Eg5. The Journal of Cell Biology. 150 (5), 975-988 (2000).
  44. Ertych, N., et al. Increased microtubule assembly rates influence chromosomal instability in colorectal cancer cells. Nature Cell Biology. 16 (8), 779-791 (2014).
  45. Brito, D. A., Yang, Z., Rieder, C. L. Microtubules do not promote mitotic slippage when the spindle assembly checkpoint cannot be satisfied. The Journal of Cell Biology. 182 (4), 623-629 (2008).
  46. Shaner, N. C., Patterson, G. H., Davidson, M. W. Advances in fluorescent protein technology. Journal of Cell Science. 120 (24), 4247-4260 (2007).
  47. Phelan, M. C., Lawler, G. Cell Counting. Current Protocols in Cytometry. 00 (1), 3 (1997).
  48. Merriam, E. B., et al. Synaptic regulation of microtubule dynamics in dendritic spines by calcium, F-actin, and drebrin. Journal of Neuroscience. 33 (42), 16471-16482 (2013).
  49. Samora, C. P., et al. MAP4 and CLASP1 operate as a safety mechanism to maintain a stable spindle position in mitosis. Nature Cell Biology. 13 (9), 1040-1050 (2011).
  50. Applegate, K. T., et al. plusTipTracker: Quantitative image analysis software for the measurement of microtubule dynamics. Journal of Structural Biology. 176 (2), 168-184 (2011).
  51. Jaqaman, K., et al. Robust single-particle tracking in live-cell time-lapse sequences. Nature Methods. 5 (8), 695-702 (2008).
  52. Stout, A., D’Amico, S., Enzenbacher, T., Ebbert, P., Lowery, L. A. Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones. Journal of Visualized Experiments. , e52138 (2014).
  53. Linkert, M., et al. Metadata matters: access to image data in the real world. The Journal of Cell Biology. 189 (5), 777-782 (2010).
  54. Brouhard, G. J. Dynamic instability 30 years later: complexities in microtubule growth and catastrophe. Molecular Biology of the Cell. 26 (7), 1207-1210 (2015).
  55. Burbank, K. S., Mitchison, T. J. Microtubule dynamic instability. Current Biology : CB. 16 (14), 516-517 (2006).
  56. Caplow, M., Shanks, J., Ruhlen, R. L. Temperature-jump studies of microtubule dynamic instability. Journal of Biological Chemistry. 263 (21), 10344-10352 (1988).
  57. Prasad, V., Jordan, M. A., Luduena, R. F. Temperature sensitivity of vinblastine-induced tubulin polymerization in the presence of microtubule-associated proteins. Journal of Protein Chemistry. 11 (5), 509-515 (1992).
  58. Wasteneys, G. O. Microtubules Show their Sensitive Nature. Plant and Cell Physiology. 44 (7), 653-654 (2003).
  59. Turi, A., Lu, R. C., Lin, P. -. S. Effect of heat on the microtubule disassembly and its relationship to body temperatures. Biochemical and Biophysical Research Communications. 100 (2), 584-590 (1981).
  60. Safinya, C. R., et al. The effect of multivalent cations and Tau on paclitaxel-stabilized microtubule assembly, disassembly, and structure. Advances in Colloid and Interface Science. 232, 9-16 (2016).
  61. Sandoval, I. V., Weber, K. Calcium-Induced Inactivation of Microtubule Formation in Brain Extracts. European Journal of Biochemistry. 92 (2), 463-470 (1978).
  62. Vater, W., Böhm, K. J., Unger, E. Tubulin assembly in the presence of calcium ions and taxol: Microtubule bundling and formation of macrotubule-ring complexes. Cell Motility. 36 (1), 76-83 (1997).
  63. Yamashita, N., et al. Three-dimensional tracking of plus-tips by lattice light-sheet microscopy permits the quantification of microtubule growth trajectories within the mitotic apparatus. Journal of Biomedical Optics. 20 (10), 1-18 (2015).
  64. Pamula, M. C., et al. High-resolution imaging reveals how the spindle midzone impacts chromosome movement. Journal of Cell Biology. 218 (8), 2529-2544 (2019).

Tags

Microtubule DynamicsSpinning Disk MicroscopyMonopolar Mitotic SpindlesFluorescent ProteinPhototoxicityEB3TrypsinizationHeLa CellsTransfectionDimethylenastron (DME)

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Movsisyan, N., Pardo, L. A. Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles. J. Vis. Exp. (153), e60478, doi:10.3791/60478 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image