Summary

骨転移異種移植マウスモデルを作成するためのヒト前立腺癌細胞の心臓内注射

Published: November 04, 2022
doi:

Summary

ここでは、骨転移病変を有するマウスモデルを生成するためのヒト前立腺癌細胞の心臓内注射のためのプロトコルを提示する。

Abstract

最も一般的な男性悪性腫瘍として、前立腺がん(PC)は、主に65%〜75%の骨転移率のために、死亡率で2番目にランクされています。したがって、新しい治療法を開発するためには、前立腺癌骨転移のプロセスと関連するメカニズムを理解することが不可欠です。このためには、骨転移の動物モデルが不可欠なツールです。今回,前立腺癌細胞の心臓内注射 による 骨転移マウスモデル作製の詳細な手順について報告する.生物発光イメージングシステムは、転移性病変の発生を監視する上で大きな利点があるため、前立腺癌細胞が心臓に正確に注入されているかどうかを判断し、癌細胞の転移を監視できます。このモデルは、播種性癌細胞の自然な発達を再現して骨に微小転移を形成し、前立腺癌の骨転移の病理学的プロセスを模倣します。これは、この疾患の分子メカニズムと in vivo 治療効果をさらに調査するための効果的なツールを提供します。

Introduction

前立腺がんは、112か国の男性で最も頻度の高いがんで、人間開発指数の高い国で死亡率で2番目にランクされています1,2。前立腺がん患者の死亡のほとんどは転移によって引き起こされ、症例の約65%〜75%が骨転移を発症します3,4。したがって、前立腺癌患者の臨床転帰を改善するために、前立腺癌骨転移の予防と治療が緊急に必要とされています。骨転移の動物モデルは、前立腺がんの骨転移の各段階に関与する多段階のプロセスと分子メカニズムを探索し、治療標的を特定し、新しい治療法を開発するために不可欠なツールです5

前立腺癌骨転移の実験動物モデルを生成する最も一般的な方法には、前立腺癌細胞の同所性、骨幹内(脛骨内など)、および心臓内注射が含まれます。同所性注射による骨転移モデルは、マウス前立腺に前立腺癌細胞を直接注入することによって生成される67。この実験動物モデルは、前立腺癌の骨転移と非常によく似た臨床的特徴を持っています。ただし、転移は主に骨ではなく腋窩リンパ節と肺で発生します8,9。前立腺がんの脛骨内注射モデルは、前立腺がん細胞を骨(脛骨)の腫瘍形成率が高い状態で脛骨に直接注入します10,11;しかしながら、骨皮質および骨髄腔は容易に損傷を受ける。さらに、脛骨注射法は、癌細胞が循環を介して骨にコロニーを形成する前立腺癌骨転移の病理学的プロセスを刺激することはできません。癌細胞の骨転移率が高い循環、血管溢出、遠隔転移を調べるために、マウスの左心室に前立腺癌細胞を直接注入する心臓内注射技術が開発されています8、1213これは、骨転移研究のための貴重な動物モデルになります8。心臓内注射法は、同所性注射法よりもはるかに高い約75%9,14の骨転移率を示しています。したがって、心臓内注射は、前立腺癌骨転移を有する動物モデルを生成するための理想的な方法である。

この研究は、前立腺癌の骨転移のマウスモデルを確立するプロセスを記述し、読者がモデル確立を視覚化できるようにすることを目的としています。現在の研究は、無胸腺マウスにおけるヒト前立腺癌細胞の心臓内注射 を介して 骨転移異種移植片モデルを生成するための詳細なプロセス、予防措置、および例示的な写真を提供します。この方法は、前立腺癌骨転移の分子メカニズムおよび in vivo 治療効果をさらに探索するための有効なツールを提供する。

Protocol

6〜8週齢の雄性BALB/c無胸腺マウス(n = 10)を、SPF飼料および滅菌水に自由にアクセスできる状態で、12時間の明暗サイクルの条件下で、特定の病原体のない(SPF)動物室に個別に換気されたマウスケージ(5匹/ケージ)に収容した。マウスは、実験の前に1週間適応的に給餌された。すべての動物実験は、上海中医薬大学の動物福祉委員会によって承認されました。 1.細胞調製</…

Representative Results

生物発光イメージングは、心臓内注射モデルの転移病変の発生を監視する上で大きな利点を提供します。がん細胞注入直後(24時間以内)に、生物発光イメージングを使用して、全身循環に入るがん細胞を視覚化しました(図3A)。がん細胞が動脈循環に適切に注入されると、全身に明らかな生物発光シグナル伝達が見られます。注射部位(心臓)でのみ生物発光シグナルを示す…

Discussion

骨転移を生じさせるためのヒト前立腺癌細胞の心臓内注射は、前立腺癌骨転移の機能とメカニズムを探索し、治療効果を評価するための理想的なマウスモデルである。研究によると、骨の損傷は近位脛骨と遠位大腿骨17で発生する可能性が最も高く、これはそれらの高い血管新生と代謝活動が原因である可能性があります。

骨転移は乳がん患者で頻繁に…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、中国の国家重点研究開発プログラム(2018YFC1704300および2020YFE0201600)、国家自然科学財団(81973877および82174408)、上海中医薬大学の予算内の研究プロジェクト(2021LK047)、および病院TCM準備の産業変革の上海共同イノベーションセンターからの助成金によってサポートされています。

Materials

1 mL syringes and needles Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd 20200411 The cells were injected into the ventricles of mice
Anesthesia machine Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd R500IP Equipment for anesthetizing mice
Automatic cell counter Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd IC1000  For counting cells
BALB/c athymic mice Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. Male 6-8 week old, male mice
Bioluminescence imaging system Shanghai Baitai Technology Co., Ltd Vieworks For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase
Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd  430790, Corning
EDTA solution Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd G1105  For decalcification of bone tissure
F-12 medium Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 21700075, GIBCO Cell culture medium
Formalin solution Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd BL539A For fixing the specimen of each mouse
Isoflurane Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd VETEASY For anesthesia 
Lipofectamine 2000 Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 11668027, Thermo fisher Plasmid transfection reagent
PC-3 cell line Cell Bank of Chinese Academy of Sciences TCHu 158 Prostate cancer cell line
Phosphate-buffered saline Beyotime Biotechnology ST447 Wash the human osteosarcoma cells
Trypsin (0.25%) Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 25200056, Gibco For detaching the cells
Vector (pLV-luciferase) Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd VL3613 Plasmid for transfection
X-ray imaging system Brook (Beijing) Technology Co., Ltd FX PRO For obtaining x-ray images to detect tumor growth
μCT80 Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd Scanco Medical AG,Switzerland For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction,  and μCT Ray V3.4A model visualization software.

References

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer Cancerstatistics, 2021. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (1), 7-33 (2021).
  2. Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
  3. Coleman, R. E. Skeletal complications of malignancy. Cancer. 80, 1588-1594 (1997).
  4. Macedo, F., et al. Bone metastases: An overview. Oncology Reviews. 11 (1), 321 (2017).
  5. Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795 (2016).
  6. Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
  7. Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
  8. Simmons, J. K., et al. Animal models of bone metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  9. Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
  10. Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
  11. Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
  12. Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
  13. Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176 (2018).
  14. Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
  15. Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
  16. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
  17. Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. 癌症研究. 48 (23), 6876-6881 (1988).
  18. Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556 (2022).
  19. Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
  20. Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , (2010).
  21. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804 (2016).
  22. Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
  23. Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
  24. Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
  25. Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
  26. Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
  27. Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
  28. Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).
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Cite This Article
Chang, J., Sun, X., Ma, X., Zhao, P., Shi, B., Wang, Y., Han, X., Yang, Y. Intra-Cardiac Injection of Human Prostate Cancer Cells to Create a Bone Metastasis Xenograft Mouse Model. J. Vis. Exp. (189), e64589, doi:10.3791/64589 (2022).

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