Summary

Внутрисердечная инъекция клеток рака предстательной железы человека для создания мышиной модели ксенотрансплантата с метастазами в кости

Published: November 04, 2022
doi:

Summary

Здесь мы представляем протокол внутрисердечной инъекции клеток рака предстательной железы человека для создания мышиной модели с поражениями метастазов в кости.

Abstract

Как наиболее распространенное мужское злокачественное новообразование, рак предстательной железы (РПЖ) занимает второе место по смертности, в первую очередь из-за частоты метастазирования в кости 65-75%. Поэтому важно понимать процесс и связанные с ним механизмы метастазирования рака предстательной железы в кости для разработки новых терапевтических средств. Для этого животная модель метастазирования в кости является важным инструментом. Здесь мы сообщаем о подробных процедурах создания модели мышей с метастазами в кости с помощью внутрисердечной инъекции клеток рака предстательной железы. Система биолюминесцентной визуализации может определить, были ли клетки рака предстательной железы точно введены в сердце, и контролировать метастазирование раковых клеток, поскольку она имеет большие преимущества в мониторинге развития метастатического поражения. Эта модель воспроизводит естественное развитие диссеминированных раковых клеток с образованием микрометастазов в кости и имитирует патологический процесс метастазирования рака предстательной железы в кости. Он предоставляет эффективный инструмент для дальнейшего изучения молекулярных механизмов и терапевтических эффектов этого заболевания in vivo .

Introduction

Рак предстательной железы является наиболее частым онкологическим заболеванием у мужчин в 112 странах и занимает второе место по смертности в странах с более высоким индексом человеческого развития 1,2. Большинство смертей у пациентов с раком предстательной железы вызваны метастазированием, и примерно в 65-75% случаев развиваются метастазы в кости 3,4. Поэтому профилактика и лечение метастазов рака предстательной железы в кости крайне необходимы для улучшения клинического исхода пациентов с раком предстательной железы. Животная модель метастазирования в кости является незаменимым инструментом для изучения многоступенчатого процесса и молекулярных механизмов, участвующих в каждой стадии метастазирования в кости рака предстательной железы, что позволяет определить терапевтические цели и разработать новые терапевтические средства5.

Наиболее распространенные методы создания экспериментальных животных моделей метастазов рака предстательной железы в кости включают ортотопические, внутридиафизионные (например, внутрибольшеберцовые) и внутрисердечные инъекции клеток рака предстательной железы. Модель метастазирования в кости с ортотопической инъекцией генерируется путем прямой инъекции клеток рака предстательной железы в предстательную железу мыши 6,7. Эта экспериментальная модель на животных имеет очень похожие клинические характеристики на метастазы в кости рака предстательной железы. Однако метастазирование в основном происходит в подмышечных лимфатических узлах и легких, а не в кости 8,9. Модель внутрибольшеберцовой инъекции при раке предстательной железы непосредственно вводит клетки рака предстательной железы в большеберцовую кость с высокой скоростью образования опухоли в кости (большеберцовой кости)10,11; Однако кора костей и полость костного мозга легко повреждаются. Кроме того, метод инъекции большеберцовой кости не может стимулировать патологический процесс метастазирования рака предстательной железы в кости, при котором раковые клетки колонизируют кость через кровообращение. Для исследования кровообращения, сосудистой экстравазации и отдаленных метастазов с более высокой скоростью метастазирования раковых клеток в кости была разработана техника внутрисердечной инъекции путем прямого введения клеток рака предстательной железы в левый желудочек мыши 8,12,13. Это делает его ценной моделью на животных для исследования метастазовв кости 8. Метод внутрисердечной инъекции показывает частоту метастазирования в кости около 75%9,14, что намного выше, чем метод ортотопической инъекции. Таким образом, внутрисердечная инъекция является идеальным методом создания животной модели с метастазами рака предстательной железы в кости.

Эта работа направлена на описание процесса создания мышиной модели метастазов рака предстательной железы в кости, позволяя читателям визуализировать создание модели. Текущая работа содержит подробные процессы, меры предосторожности и иллюстративные изображения для создания модели ксенотрансплантата метастазов в кости с помощью внутрисердечной инъекции клеток рака предстательной железы человека у мышей с атимией. Этот метод является эффективным инструментом для дальнейшего изучения молекулярных механизмов и терапевтических эффектов метастазов рака предстательной железы в кости in vivo .

Protocol

Шести-восьминедельные самцы атимических мышей BALB/c (n = 10) были размещены в индивидуально вентилируемых клетках для мышей (5 мышей/клетка) в помещении для животных без специфических патогенов (SPF) в условиях 12-часового цикла свет/темнота, со свободным доступом к корму SPF и стерильной воде. М?…

Representative Results

Биолюминесцентная визуализация дает огромные преимущества в мониторинге развития метастатического поражения для внутрисердечной инъекционной модели. Вскоре после инъекции раковых клеток (в течение 24 часов) биолюминесцентная визуализация использовалась для визуализации раковых кл…

Discussion

Внутрисердечная инъекция клеток рака предстательной железы человека для получения метастазов в кости является идеальной моделью мыши для изучения функций и механизмов метастазирования рака предстательной железы в кости и оценки терапевтической эффективности. Исследования показал?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа поддерживается грантами Национальной программы ключевых исследований и разработок Китая (2018YFC1704300 и 2020YFE0201600), Национального фонда естественных наук (81973877 и 82174408), исследовательских проектов в рамках бюджета Шанхайского университета традиционной китайской медицины (2021LK047) и Шанхайского совместного инновационного центра промышленной трансформации подготовки больниц к ТКМ.

Materials

1 mL syringes and needles Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd 20200411 The cells were injected into the ventricles of mice
Anesthesia machine Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd R500IP Equipment for anesthetizing mice
Automatic cell counter Shanghai Simo Biological Technology Co., Ltd IC1000  For counting cells
BALB/c athymic mice Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd. Male 6-8 week old, male mice
Bioluminescence imaging system Shanghai Baitai Technology Co., Ltd Vieworks For tracking the tumor growth and pulmonary metastasis if the injected cells are labeled by luciferase
Centrifuge tube (15 mL, 50 mL) Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd  430790, Corning
EDTA solution Wuhan Xavier Biotechnology Co., Ltd G1105  For decalcification of bone tissure
F-12 medium Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 21700075, GIBCO Cell culture medium
Formalin solution Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd BL539A For fixing the specimen of each mouse
Isoflurane Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd VETEASY For anesthesia 
Lipofectamine 2000 Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 11668027, Thermo fisher Plasmid transfection reagent
PC-3 cell line Cell Bank of Chinese Academy of Sciences TCHu 158 Prostate cancer cell line
Phosphate-buffered saline Beyotime Biotechnology ST447 Wash the human osteosarcoma cells
Trypsin (0.25%) Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd 25200056, Gibco For detaching the cells
Vector (pLV-luciferase) Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd VL3613 Plasmid for transfection
X-ray imaging system Brook (Beijing) Technology Co., Ltd FX PRO For obtaining x-ray images to detect tumor growth
μCT80 Shenzhen Fraun Technology Service Co., Ltd Scanco Medical AG,Switzerland For detection of bone destruction. The mico-CT is equipped with 3DCalc, cone reconstruction,  and μCT Ray V3.4A model visualization software.

References

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer Cancerstatistics, 2021. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (1), 7-33 (2021).
  2. Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
  3. Coleman, R. E. Skeletal complications of malignancy. Cancer. 80, 1588-1594 (1997).
  4. Macedo, F., et al. Bone metastases: An overview. Oncology Reviews. 11 (1), 321 (2017).
  5. Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795 (2016).
  6. Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
  7. Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
  8. Simmons, J. K., et al. Animal models of bone metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  9. Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
  10. Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
  11. Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
  12. Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
  13. Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176 (2018).
  14. Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
  15. Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
  16. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
  17. Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. 癌症研究. 48 (23), 6876-6881 (1988).
  18. Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556 (2022).
  19. Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
  20. Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , (2010).
  21. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804 (2016).
  22. Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
  23. Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
  24. Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
  25. Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
  26. Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
  27. Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
  28. Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).
check_url/cn/64589?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Chang, J., Sun, X., Ma, X., Zhao, P., Shi, B., Wang, Y., Han, X., Yang, Y. Intra-Cardiac Injection of Human Prostate Cancer Cells to Create a Bone Metastasis Xenograft Mouse Model. J. Vis. Exp. (189), e64589, doi:10.3791/64589 (2022).

View Video