Méthodes d’élevage du parasitoïde Ganaspis brasiliensis, un agent de lutte biologique prometteur pour la drosophile suzukii envahissante
Summary
Ganaspis brasiliensis – un parasitoïde larvaire de Drosophila suzukii (un ravageur envahissant mondial des cultures fruitières) – a été approuvé ou est envisagé pour l’introduction en Europe et aux États-Unis pour la lutte biologique contre ce ravageur. Cet article fournit des protocoles pour l’élevage à petite et à grande échelle de ce parasitoïde.
Abstract
Originaire d’Asie de l’Est, la drosophile à ailes tachetées, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), s’est largement établie dans les Amériques, en Europe et dans certaines parties de l’Afrique au cours de la dernière décennie, devenant un ravageur dévastateur de divers fruits à peau douce dans ses régions envahies. La lutte biologique, en particulier au moyen de parasitoïdes auto-entretenus et spécialisés, devrait être une option viable pour la gestion durable à l’échelle de la zone de ce ravageur hautement mobile et polyphage. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) est un parasitoïde larvaire qui est largement distribué en Asie de l’Est, et s’est avéré être l’un des parasitoïdes les plus efficaces de D. suzukii.
Après des évaluations rigoureuses avant l’introduction de son efficacité et des risques potentiels non ciblés, l’un des groupes génétiques les plus spécifiques à l’hôte de cette espèce (G1 G. brasiliensis) a récemment été approuvé pour l’introduction et la libération sur le terrain aux États-Unis et en Italie. Un autre groupe génétique (G3 G. brasiliensis), qui a également été couramment trouvé pour attaquer D. suzukii en Asie de l’Est, pourrait être envisagé pour l’introduction dans un proche avenir. Il y a actuellement un énorme intérêt pour l’élevage de G. brasiliensis à des fins de recherche ou de production de masse pour la libération sur le terrain contre D. suzukii. Ce protocole et l’article vidéo associé décrivent des méthodes d’élevage efficaces pour ce parasitoïde, à la fois à petite échelle pour la recherche et à grande échelle pour la production de masse et la libération sur le terrain. Ces méthodes pourraient bénéficier à d’autres recherches à long terme et à l’utilisation de ce parasitoïde originaire d’Asie comme agent de lutte biologique prometteur pour ce ravageur envahissant mondial.
Introduction
Originaire d’Asie de l’Est, la drosophile à ailes tachetées, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), s’est largement établie dans les Amériques, en Europe et dans certaines parties de l’Afrique 1,2. La mouche est extrêmement polyphage, étant capable d’utiliser divers fruits cultivés et sauvages à la peau douce et fine dans ses régions indigènes et envahies 1,2,3. Les stratégies actuelles de lutte contre ce ravageur reposent fortement sur l’utilisation fréquente d’insecticides qui ciblent les mouches adultes dans les champs de culture lorsque les fruits sensibles mûrissent. Des pulvérisations répétées sont souvent utilisées, peut-être en raison du débordement constant des populations de mouches des réservoirs provenant d’habitats non cultivés et du manque d’ennemis naturels efficaces résidant dans les régions envahies 1,4. La lutte biologique, en particulier au moyen de parasitoïdes spécialisés auto-entretenus, peut aider à supprimer les populations de mouches au niveau du paysage et jouer un rôle essentiel pour la gestion durable à l’échelle de la zone de ce ravageur hautement mobile et polyphage 4,5,6.
Au cours de la dernière décennie, les chercheurs ont concentré leurs efforts pour découvrir des parasitoïdes co-évolués de Drosophila suzukii dans les aires de répartition indigènes de la mouche en Asie de l’Est 7,8,9, ainsi que des parasitoïdes efficaces mais nouvellement associés dans les régions envahies par la mouche en Amérique et en Europe 4,5,6. Dans les régions nouvellement envahies de la mouche, les larves parasitoïdes drosophiles courantes, telles que Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) et L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), sont incapables de se développer ou ont de faibles niveaux de parasitisme sur D. suzukii en raison de la forte résistance immunitaire de la mouche10. Seuls quelques parasitoïdes nymphaux cosmopolites et généralistes tels que Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hyménoptères: Pteromalidae) et Trichopria drosophilae (Perkins) (Hyménoptères: Diapriidae) en Amérique du Nord et en Europe, et Trichopria anastrephae Lima en Amérique du Sud peuvent facilement se développer à partir de cette mouche4. En revanche, des explorations en Asie de l’Est ont découvert un certain nombre de parasitoïdes larvaires de D. suzukii 4,5,6. Parmi eux, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering et Leptopilina japonica Novković & Kimura sont les parasitoïdes larvaires dominants 7,8,9,11. En particulier, les deux figitidés (L. japonica et G. brasiliensis) étaient les principaux parasitoïdes que l’on trouve principalement dans les fruits frais infestés par D. suzukii et/ou d’autres drosophiles étroitement apparentés dans la végétation naturelle 7,8,9. Ces trois parasitoïdes larvaires asiatiques ont été importés dans des installations de quarantaine aux États-Unis et en Europe, et évalués pour leur efficacité relative 12,13,14,15,16,17, leur adaptabilité climatique 18, leurs interactions concurrentielles interspécifiques potentielles19 et, surtout, leur spécificité de l’hôte 8,20,21 ,22.
Les évaluations de quarantaine ont montré que Ganaspis brasiliensis était plus spécifique à l’hôte de Drosophila suzukii que d’autres parasitoïdes larvaires asiatiques testés, bien qu’il se compose probablement de différents biotypes ou espèces cryptiques avec une spécificité d’hôte variable 8,21,22,23,24. Nomano et al.22 ont regroupé des individus Ganaspis de différentes régions géographiques en cinq groupes génétiques (nommés G1-G5) sur la base d’analyses moléculaires du fragment du gène de la cytochrome oxydase I mitochondriale. Les groupes G2 et G4 ne sont signalés que dans quelques endroits tropicaux d’Asie du Sud, et le groupe G5 a été signalé en Asie et dans d’autres régions (p. ex., Argentine, Brésil, Hawaï et Mexique) à partir d’hôtes inconnus (Buffington, observation personnelle). Des collections sur le terrain de fruits sauvages infestés par D. suzukii en Corée du Sud7, en Chine8 et au Japon 9,23,25 ont trouvé G1 seul ou un mélange de spécimens représentant les groupes G1 et G3. Les deux groupes semblent sympatriques et coexistent sur les mêmes plantes hôtes habitées par D. suzukii et d’autres mouches hôtes étroitement apparentées. Néanmoins, certaines différences ont été observées entre les deux groupes, G1 ayant apparemment un degré plus élevé de spécificité de l’hôte ou de l’habitat de l’hôte à D. suzukii que G3, bien qu’ils attaquent tous deux un certain nombre d’espèces étroitement apparentées dans les tests de quarantaine21,22. D’autres analyses moléculaires détaillées peuvent aider à déterminer le statut de l’espèce, en particulier pour les groupes G1 et G3. Cette étude les désigne sous le nom de G1 G. brasiliensis et G3 G. brasiliensis. Certaines des premières études ont également nommé le G1 G. brasiliensis G. cf. brasiliensis 14,21,22. Le G1 G. brasiliensis a récemment été approuvé pour la libération sur le terrain contre D. suzukii aux États-Unis et en Italie (plusieurs autres pays européens envisagent également son introduction), tandis que le G3 G. brasiliensis pourrait être envisagé pour une libération sur le terrain dans un proche avenir. Des enquêtes récentes ont également révélé des populations adventives de L. japonica et de G1 G. brasiliensis en Colombie-Britannique, Canada26, et dans l’État de Washington, États-Unis (Beers et al., données non publiées), et des populations adventives de L. japonica dans la province de Trento, en Italie27.
Compte tenu de l’intérêt considérable suscité par l’élaboration de programmes de lutte biologique pour la prise en charge de Drosophila suzukii et du potentiel considérable de lutte biologique des introductions adventives et délibérées de Ganaspis brasiliensis, il est nécessaire de mettre au point des méthodes d’élevage efficaces pour ce parasitoïde larvaire en vue de futures recherches à long terme et/ou d’une libération sur le terrain. Ce protocole et l’article vidéo associé décrivent deux ensembles de méthodes d’élevage pour ce parasitoïde: (1) l’élevage en laboratoire à petite échelle dans des flacons en utilisant un mélange de fruits hôtes (myrtille) et un régime artificiel pour la culture de D. suzukii. Les méthodes ont été développées à l’aide de matériel G3 collecté à l’origine à Kunming, en Chine8. (2) Élevage en masse pour la libération en plein champ dans de grandes cages utilisant des fruits hôtes (myrtille) pour la culture de D. suzukii. Le groupe génétique utilisé pour l’élevage à grande échelle était le stock G1 originaire de Tokyo, au Japon 9,22. D’autres échelles de méthodes d’élevage, telles que l’utilisation de flacons ou de petits conteneurs pour les deux groupes, sont également brièvement discutées.
Protocol
Representative Results
Discussion
La recherche à long terme et les rejets ultérieurs sur le terrain d’un agent de lutte biologique dépendent de la disponibilité de techniques d’élevage efficaces et économiques. Les méthodes décrites dans cette étude se sont avérées être des protocoles efficaces pour l’élevage à petite et à grande échelle de Ganaspis brasiliensis. Le protocole d’élevage à petite échelle a été développé sur plusieurs années pour optimiser la quantité de main-d’œuvre et réduire l’équipement s…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs remercient Lukas Seehausen et Marc Kenis (CABI, Suisse) d’avoir aimablement fourni G1 G. brasiliensis. Le financement en Italie a été fourni par provincia autonoma di Trento, Trento, Italie, et aux États-Unis par l’Institut national de l’alimentation et de l’agriculture, le prix USDA Specialty Crops Research Initiative (#2020-5118-32140), le service d’inspection de la santé animale et végétale de l’USDA (Farm Bill, fonds 14-8130-0463) et les fonds de base USDA ARS CRIS (projet 8010-22000-033-00D). L’USDA est un fournisseur et un employeur d’égalité des chances et ne cautionne pas les produits mentionnés dans cette publication.
Materials
| Active dry yeast | Fleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USA | None | Used to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies |
| Bacteriological agar | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy | A1296 – 5KG | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Bleach solution | Clorox Company, Oakland, CA, USA | None | Used to disinfect flesh fruit |
| Blue stopper | Azer Scientific, Morgantown, PA, USA | ES3837 | Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects |
| Blueberries | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used) |
| BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E3030 | Used for rearing parasitoids (parasitism cage) |
| BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4590 | Used for rearing flies |
| BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4545 | Used for rearing parasitoids (eclosion cage) |
| Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge) | Everbilt, OH, USA | 308231EB | Used to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition |
| Cornmeal | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Dental cotton roll (1 x 3.8 cm) | Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy | 35000 | Used for providing water to the parasitoids within the storage container |
| Drosophila diet | Frontier Scientific, Newark, DE, USA | TF1003 | Custom diet used to rear flies |
| Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 75813-160 | Used for providing water to the parasitoids within the cage |
| Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 89168-886 | Used for providing water to the parasitoids within the cage |
| Erlenmeyer flask (250 mL) | Carolina Biological, Burlington, NC, USA | 731029 | Used for rearing flies and parasitoids |
| Falcon-style centrifuge tube (50 mL) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | VWRI525-0611 | Modified to ship adult parasitoids |
| Foam stopper | Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA | L800-C | Used for sealing the flasks while allowing ventilation for insects |
| Honey | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as food for parasitoids |
| Identi-Plug plastic foam stopper | Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US | 14-127-40E | Used as feeder for parasitoids and to seal the storage container |
| Industrial paper towel | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture |
| Micron mesh fabric (250 mL) | Industrial Netting, Maple Grove, MN, USA | WN0250-72 | Used to make ventilation lid for insects |
| Nutritional yeast (flakes) | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Paper coaster (10.2 cm) | Hoffmaster, WI, USA | 35NG26 | Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae |
| Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL) | Berry Superfos, Taastrup, Denmark | Unipak 5134 | Modified to store adult parasitoids |
| Plastic lid (Ø 13.3 cm) | Berry Superfos, Taastrup, Denmark | PP 2830 | Modified to store adult parasitoids |
| Propionic acid | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy | P1386 – 1L | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Saccharose | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Soup cup with lid (475 mL) | StackMan, Vietnam | DC1648 | Used for parasitized larvae to pupate |
| Soybean flour | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD) | Quiklok, Lincoln, NH, US | WFW/.25 x 5 x 20 mm | Used as feeding ring for parasitoids |
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