Métodos para la cría del parasitoide Ganaspis brasiliensis, un prometedor agente de control biológico para la Drosophila suzukii invasora
Summary
Ganaspis brasiliensis, un parasitoide larvario de Drosophila suzukii (una plaga mundial de cultivos frutales invasores), ha sido aprobado o se considera para su introducción en Europa y los Estados Unidos para el control biológico de esta plaga. Este artículo proporciona protocolos para la cría a pequeña y gran escala de este parasitoide.
Abstract
Originaria del este de Asia, la drosophila de alas manchadas, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), se ha establecido ampliamente en las Américas, Europa y partes de África durante la última década, convirtiéndose en una plaga devastadora de varias frutas de piel blanda en sus regiones invadidas. Se espera que el control biológico, especialmente por medio de parasitoides especializados y autoperpetuantes, sea una opción viable para el manejo sostenible en toda el área de esta plaga altamente móvil y polífaga. Ganaspis brasiliensis Hymenoptera: Figitidae es un parasitoide larvario que se distribuye ampliamente en el este de Asia, y se ha encontrado que es uno de los parasitoides más efectivos de D. suzukii.
Después de rigurosas evaluaciones previas a la introducción de su eficacia y posibles riesgos no objetivo, uno de los grupos genéticos más específicos del huésped de esta especie (G1 G. brasiliensis) ha sido aprobado recientemente para su introducción y liberación en el campo en los Estados Unidos e Italia. Otro grupo genético (G3 G. brasiliensis), que también se encontró comúnmente para atacar a D. suzukii en el este de Asia, puede ser considerado para su introducción en el futuro cercano. Actualmente existe un enorme interés en la cría de G. brasiliensis para la investigación o en la producción en masa para la liberación en campo contra D. suzukii. Este protocolo y el artículo de video asociado describen métodos de cría efectivos para este parasitoide, tanto a pequeña escala para la investigación como a gran escala para la producción en masa y la liberación en el campo. Estos métodos pueden beneficiar una mayor investigación y uso a largo plazo de este parasitoide nativo de Asia como un agente de control biológico prometedor para esta plaga invasora global.
Introduction
Originaria del este de Asia, la drosophila de alas manchadas, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), se ha establecido ampliamente en las Américas, Europa y partes de África 1,2. La mosca es extremadamente polífaga, siendo capaz de utilizar diversos frutos cultivados y silvestres con pieles suaves y finas en sus regiones nativas e invadidas 1,2,3. Las estrategias actuales de manejo de esta plaga dependen en gran medida del uso frecuente de insecticidas que se dirigen a las moscas adultas en los campos de cultivo cuando la fruta susceptible está madurando. A menudo se utilizan pulverizaciones repetidas, posiblemente debido al derrame constante de las poblaciones de moscas de los embalses de hábitats no agrícolas y la falta de enemigos naturales efectivos residentes en las regiones invadidas 1,4. El control biológico, especialmente mediante parasitoides especializados autoperpetuantes, puede ayudar a suprimir las poblaciones de moscas a nivel de paisaje y desempeñar un papel fundamental para la gestión sostenible en toda el área de esta plaga altamente móvil y polífaga 4,5,6.
Durante la última década, los investigadores han centrado sus esfuerzos en descubrir parasitoides coevolucionados de Drosophila suzukii en los rangos nativos de la mosca en el este de Asia 7,8,9, así como parasitoides efectivos pero recientemente asociados en las regiones invadidas de la mosca en las Américas y Europa 4,5,6. En las regiones recién invadidas de la mosca, los parasitoides larvales de Drosophila que ocurren comúnmente, como Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) y L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), no pueden desarrollarse o tener niveles bajos de parasitismo en D. suzukii debido a la fuerte resistencia inmune de la mosca10. Solo algunos parasitoides pupales cosmopolitas y generalistas como Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) y Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) en América del Norte y Europa, y Trichopria anastrephae Lima en América del Sur pueden desarrollarse fácilmente a partir de esta mosca4. En contraste, las exploraciones en el este de Asia han descubierto una serie de parasitoides larvales de D. suzukii 4,5,6. Entre ellos, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering y Leptopilina japonica Novković & Kimura son los parasitoides larvales dominantes 7,8,9,11. En particular, los dos figitíidos (L. japonica y G. brasiliensis) fueron los principales parasitoides que se encuentran predominantemente en frutas frescas infestadas por D. suzukii y / u otros drosófilos estrechamente relacionados en la vegetación natural 7,8,9. Estos tres parasitoides larvales asiáticos fueron importados a instalaciones de cuarentena en los Estados Unidos y Europa, y evaluados por su eficiencia relativa 12,13,14,15,16,17, adaptabilidad climática18, posibles interacciones competitivas interespecíficas19 y, lo más importante, especificidad del huésped 8,20,21 ,22.
Las evaluaciones de cuarentena mostraron que Ganaspis brasiliensis era más específico del huésped de Drosophila suzukii que otros parasitoides larvales asiáticos probados, aunque probablemente consiste en diferentes biotipos o especies crípticas con especificidad variable del huésped 8,21,22,23,24. Nomano et al.22 agruparon individuos de Ganaspis de diferentes regiones geográficas en cinco grupos genéticos (denominados G1-G5) basados en análisis moleculares del fragmento del gen de la citocromo oxidasa I mitocondrial. Los grupos G2 y G4 se informan solo en unos pocos lugares tropicales del sur de Asia, y el grupo G5 se informó desde Asia y otras regiones (por ejemplo, Argentina, Brasil, Hawai y México) desde huéspedes desconocidos (Buffington, observación personal). Las colecciones de campo de frutas silvestres infestadas por D. suzukii en Corea del Sur7, China8 y Japón 9,23,25 encontraron G1 solo o una mezcla de especímenes que representan los grupos G1 y G3. Los dos grupos parecen ser simpátricos y coexisten en las mismas plantas huésped habitadas por D. suzukii y otras moscas huésped estrechamente relacionadas. No obstante, se han observado algunas diferencias entre los dos grupos, con G1 aparentemente teniendo un mayor grado de especificidad del hábitat del huésped o huésped a D. suzukii que G3, aunque ambos atacan a varias especies estrechamente relacionadas en las pruebas de cuarentena21,22. Los análisis moleculares más detallados pueden ayudar a determinar el estado de la especie, especialmente para los grupos G1 y G3. Este estudio se refiere a ellos como G1 G. brasiliensis y G3 G. brasiliensis. Algunos estudios tempranos también nombraron al G1 G. brasiliensis como G. cf. brasiliensis 14,21,22. El G1 G. brasiliensis ha sido aprobado recientemente para su liberación en campo contra D. suzukii en los Estados Unidos e Italia (varios otros países europeos también están considerando actualmente su introducción), mientras que el G3 G. brasiliensis puede ser considerado para su liberación en campo en un futuro próximo. Encuestas recientes también encontraron poblaciones adventivas de L. japonica y G1 G. brasiliensis en Columbia Británica, Canadá26, y el estado de Washington, EE.UU. (Beers et al., datos no publicados), y poblaciones adventivas de L. japonica en la provincia de Trento, Italia27.
Dado el interés significativo en el desarrollo de programas de control biológico para el manejo de Drosophila suzukii y el potencial sustancial de control biológico de las introducciones adventivas y deliberadas de Ganaspis brasiliensis, existe la necesidad de desarrollar métodos de cría eficientes para este parasitoide larvario para futuras investigaciones a largo plazo y / o liberación de campo. Este protocolo y el artículo de video asociado describen dos conjuntos de métodos de cría para este parasitoide: (1) cría de laboratorio a pequeña escala en frascos utilizando una mezcla de fruta huésped (arándano) y dieta artificial para el cultivo de D. suzukii. Los métodos se desarrollaron utilizando material G3 recolectado originalmente de Kunming, China8. (2) Cría en masa para la liberación en campo en jaulas grandes utilizando fruta huésped (arándano) para el cultivo de D. suzukii. El grupo genético utilizado para la cría a gran escala fue el stock G1 originario de Tokio, Japón 9,22. También se discuten brevemente otras escalas de métodos de cría, como el uso de viales o recipientes pequeños para ambos grupos.
Protocol
Representative Results
Discussion
La investigación a largo plazo y las posteriores liberaciones de campo de un agente de control biológico dependen de la disponibilidad de técnicas de cría eficaces y económicas. Los métodos descritos en este estudio han demostrado ser protocolos eficientes para la cría a pequeña y gran escala de Ganaspis brasiliensis. El protocolo de cría a pequeña escala se ha desarrollado durante varios años para optimizar la cantidad de mano de obra y reducir el equipo especializado necesario para mantener las colo…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores agradecen a Lukas Seehausen y Marc Kenis (CABI, Suiza) por proporcionar amablemente G1 G. brasiliensis. El financiamiento en Italia fue proporcionado por la Provincia Autonoma di Trento, Trento, Italia, y en los Estados Unidos por el Instituto Nacional de Alimentos y Agricultura, el premio de la Iniciativa de Investigación de Cultivos Especializados del USDA (# 2020-5118-32140), el Servicio de Inspección de Sanidad Animal y Vegetal del USDA (Farm Bill, fondo 14-8130-0463) y los fondos base del ARS CRIS del USDA (proyecto 8010-22000-033-00D). El USDA es un proveedor y empleador de igualdad de oportunidades y no respalda los productos mencionados en esta publicación.
Materials
| Active dry yeast | Fleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USA | None | Used to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies |
| Bacteriological agar | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy | A1296 – 5KG | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Bleach solution | Clorox Company, Oakland, CA, USA | None | Used to disinfect flesh fruit |
| Blue stopper | Azer Scientific, Morgantown, PA, USA | ES3837 | Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects |
| Blueberries | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used) |
| BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E3030 | Used for rearing parasitoids (parasitism cage) |
| BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4590 | Used for rearing flies |
| BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4545 | Used for rearing parasitoids (eclosion cage) |
| Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge) | Everbilt, OH, USA | 308231EB | Used to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition |
| Cornmeal | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Dental cotton roll (1 x 3.8 cm) | Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy | 35000 | Used for providing water to the parasitoids within the storage container |
| Drosophila diet | Frontier Scientific, Newark, DE, USA | TF1003 | Custom diet used to rear flies |
| Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 75813-160 | Used for providing water to the parasitoids within the cage |
| Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 89168-886 | Used for providing water to the parasitoids within the cage |
| Erlenmeyer flask (250 mL) | Carolina Biological, Burlington, NC, USA | 731029 | Used for rearing flies and parasitoids |
| Falcon-style centrifuge tube (50 mL) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | VWRI525-0611 | Modified to ship adult parasitoids |
| Foam stopper | Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA | L800-C | Used for sealing the flasks while allowing ventilation for insects |
| Honey | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as food for parasitoids |
| Identi-Plug plastic foam stopper | Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US | 14-127-40E | Used as feeder for parasitoids and to seal the storage container |
| Industrial paper towel | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture |
| Micron mesh fabric (250 mL) | Industrial Netting, Maple Grove, MN, USA | WN0250-72 | Used to make ventilation lid for insects |
| Nutritional yeast (flakes) | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Paper coaster (10.2 cm) | Hoffmaster, WI, USA | 35NG26 | Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae |
| Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL) | Berry Superfos, Taastrup, Denmark | Unipak 5134 | Modified to store adult parasitoids |
| Plastic lid (Ø 13.3 cm) | Berry Superfos, Taastrup, Denmark | PP 2830 | Modified to store adult parasitoids |
| Propionic acid | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy | P1386 – 1L | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Saccharose | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Soup cup with lid (475 mL) | StackMan, Vietnam | DC1648 | Used for parasitized larvae to pupate |
| Soybean flour | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD) | Quiklok, Lincoln, NH, US | WFW/.25 x 5 x 20 mm | Used as feeding ring for parasitoids |
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