Methoden zur Aufzucht des parasitoiden Ganaspis brasiliensis, einem vielversprechenden biologischen Bekämpfungsmittel für die invasive Drosophila suzukii
Summary
Ganaspis brasiliensis – ein Larvenparasitoid von Drosophila suzukii (ein globaler invasiver Obstkulturpest) – wurde zur biologischen Bekämpfung dieses Schädlings in Europa und den Vereinigten Staaten zugelassen oder wird für die Einführung in Europa und die Vereinigten Staaten in Betracht gezogen. Dieser Artikel enthält Protokolle für die Aufzucht dieses parasitoiden Parasitoids in kleinem und großem Maßstab.
Abstract
Die in Ostasien beheimatete Fleckenflügeldrosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), hat sich in den letzten zehn Jahren in Amerika, Europa und Teilen Afrikas weit verbreitet und ist in ihren überfallenen Regionen zu einem verheerenden Schädling verschiedener weichhäutiger Früchte geworden. Es wird erwartet, dass die biologische Bekämpfung, insbesondere durch selbsterhaltende und spezialisierte Parasitoide, eine praktikable Option für ein nachhaltiges flächendeckendes Management dieses hochmobilen und polyphagen Schädlings sein wird. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) ist ein Larvenparasitoid, das in Ostasien weit verbreitet ist und sich als einer der wirksamsten Parasitoiden von D. suzukii erwiesen hat.
Nach strengen Bewertungen ihrer Wirksamkeit und potenzieller Nichtzielrisiken vor der Einführung wurde kürzlich eine der wirtsspezifischeren genetischen Gruppen dieser Art (G1 G. brasiliensis) für die Einführung und Freisetzung in den USA und Italien zugelassen. Eine andere genetische Gruppe (G3 G. brasiliensis), von der auch häufig festgestellt wurde, dass sie D. suzukii in Ostasien angreift, könnte für die Einführung in naher Zukunft in Betracht gezogen werden. Derzeit besteht ein enormes Interesse an der Aufzucht von G. brasiliensis für die Forschung oder an der Massenproduktion zur Freisetzung von Freisetzungen gegen D. suzukii. Dieses Protokoll und der zugehörige Videoartikel beschreiben effektive Aufzuchtmethoden für dieses Parasitoid, sowohl in kleinem Maßstab für die Forschung als auch in großem Maßstab für die Massenproduktion und Freisetzung im Freiland. Diese Methoden könnten der weiteren langfristigen Erforschung und Verwendung dieses in Asien geborenen Parasitoids als vielversprechendes biologisches Bekämpfungsmittel für diesen globalen invasiven Schädling zugute kommen.
Introduction
Die in Ostasien beheimatete Fleckenflügeldrosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), hat sich in Amerika, Europa und Teilen Afrikas weit verbreitet 1,2. Die Fliege ist extrem polyphag und kann verschiedene kultivierte und wilde Früchte mit weichen und dünnen Häuten in ihren einheimischen und eingedrungenen Regionen 1,2,3 verwenden. Die derzeitigen Managementstrategien für diesen Schädling beruhen stark auf dem häufigen Einsatz von Insektiziden, die auf erwachsene Fliegen in Feldern abzielen, wenn anfällige Früchte reifen. Wiederholte Sprays werden oft verwendet, möglicherweise aufgrund des konsequenten Übergreifens von Lagerstättenfliegenpopulationen aus Nicht-Erntehabitaten und des Mangels an effektiven natürlichen Feinden in den überfallenen Regionen 1,4. Die biologische Bekämpfung, insbesondere durch selbsterhaltende spezialisierte Parasitoide, kann dazu beitragen, Fliegenpopulationen auf Landschaftsebene zu unterdrücken und eine entscheidende Rolle für eine nachhaltige flächendeckende Bewirtschaftung dieses hochmobilen und polyphagen Schädlingsspielen 4,5,6.
In den letzten zehn Jahren haben sich die Forscher darauf konzentriert, gemeinsam entwickelte Parasitoide von Drosophila suzukii in den natürlichen Verbreitungsgebieten der Fliege in Ostasien 7,8,9 sowie wirksame, aber neu assoziierte Parasitoide in den befallenen Regionen der Fliege in Amerika und Europa zu entdecken 4,5,6. In den neu eingedrungenen Regionen der Fliege können sich häufig vorkommende Larven-Drosophila-Parasitoide wie Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) und L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae) aufgrund der starken Immunresistenz der Fliege nicht aus D. suzukii entwickeln oder niedrige Parasitismuswerte aufweisen10. Nur einige kosmopolitische und generalistische Puppenparasitoide wie Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) und Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) in Nordamerika und Europa und Trichopria anastrephae Lima in Südamerika können sich leicht aus dieser Fliegeentwickeln 4. Im Gegensatz dazu haben Erkundungen in Ostasien eine Reihe von Larvenparasitoiden aus D. suzukii 4,5,6 entdeckt. Unter ihnen sind Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering und Leptopilina japonica Novković & Kimura die dominierenden Larvenparasitoiden 7,8,9,11. Insbesondere die beiden Figitiden (L. japonica und G. brasiliensis) waren die wichtigsten Parasitoiden, die hauptsächlich in frischen Früchten vorkommen, die von D. suzukii und/oder anderen eng verwandten Drosophiliden in der natürlichen Vegetation befallen sind 7,8,9. Diese drei asiatischen Larvenparasitoide wurden in Quarantäneeinrichtungen in den USA und Europa importiert und auf ihre relative Effizienz 12,13,14,15,16,17, ihre klimatische Anpassungsfähigkeit18, ihre potenziellen interspezifischen Wettbewerbsinteraktionen 19 und vor allem ihre Wirtsspezifität8,20,21 untersucht. ,22.
Quarantäne-Auswertungen zeigten, dass Ganaspis brasiliensis für Drosophila suzukii wirtsspezifischer war als andere getestete asiatische Larvenparasitoide, obwohl es wahrscheinlich aus verschiedenen Biotypen oder kryptischen Arten mit unterschiedlicher Wirtsspezifität 8,21,22,23,24 besteht. Nomano et al.22 gruppierten Ganaspis-Individuen aus verschiedenen geografischen Regionen in fünf genetische Gruppen (genannt G1-G5), basierend auf molekularen Analysen des mitochondrialen Cytochromoxidase-I-Genfragments. Die G2- und G4-Gruppen werden nur von einigen südasiatischen tropischen Standorten gemeldet, und die G5-Gruppe wurde aus Asien und anderen Regionen (z. B. Argentinien, Brasilien, Hawaii und Mexiko) von unbekannten Hosts (Buffington, persönliche Beobachtung) gemeldet. Feldsammlungen von Wildfrüchten, die von D. suzukii in Südkorea7, China8 und Japan 9,23,25 befallen wurden, fanden G1 allein oder eine Mischung von Exemplaren, die die Gruppen G1 und G3 repräsentieren. Die beiden Gruppen scheinen sympatrisch zu sein und koexistieren auf den gleichen Wirtspflanzen, die von D. suzukii und anderen eng verwandten Wirtsfliegen bewohnt werden. Nichtsdestotrotz wurden einige Unterschiede zwischen den beiden Gruppen beobachtet, wobei G1 anscheinend einen höheren Grad an Wirts- oder Wirtshabitat-Spezifität als D. suzukii als G3 aufweist, obwohl beide in den Quarantänetests eine Reihe eng verwandter Arten angreifen21,22. Weitere detaillierte molekulare Analysen können helfen, den Artenstatus zu bestimmen, insbesondere für die Gruppen G1 und G3. Diese Studie bezieht sich auf sie als G1 G. brasiliensis und G3 G. brasiliensis. Einige frühe Studien nannten auch die G1 G. brasiliensis als G. Vgl. Brasiliensis 14,21,22. Die G1 G. brasiliensis wurde kürzlich für die Feldfreigabe gegen D. suzukii in den USA und Italien zugelassen (mehrere andere europäische Länder erwägen derzeit auch ihre Einführung), während die G3 G. brasiliensis in naher Zukunft für die Freisetzung in Betracht gezogen werden könnte. Jüngste Umfragen ergaben auch abenteuerliche Populationen von L. japonica und G1 G. brasiliensis in British Columbia, Kanada26, und Washington State, USA (Beers et al., unveröffentlichte Daten) und adventive L. japonica Populationen in der Provinz Trient, Italien27.
Angesichts des erheblichen Interesses an der Entwicklung biologischer Bekämpfungsprogramme für das Management von Drosophila suzukii und des erheblichen biologischen Bekämpfungspotenzials der adventiven und absichtlichen Einführung von Ganaspis brasiliensis besteht die Notwendigkeit, effiziente Aufzuchtmethoden für dieses Larvenparasitoid für zukünftige Langzeitforschung und/oder Freisetzung im Feld zu entwickeln. Dieses Protokoll und der zugehörige Videoartikel beschreiben zwei Sätze von Aufzuchtmethoden für dieses Parasitoid: (1) kleine Laboraufzucht in Kolben mit einer Mischung aus Wirtsfrüchten (Blaubeere) und künstlicher Diät für die Kultur von D. suzukii. Die Methoden wurden unter Verwendung von G3-Material entwickelt, das ursprünglich aus Kunming, China, gesammeltwurde 8. (2) Massenaufzucht zur Feldfreisetzung in großen Käfigen mit Wirtsfrüchten (Heidelbeere) für die Kultur von D. suzukii. Die genetische Gruppe, die für die großflächige Aufzucht verwendet wurde, war der G1-Bestand mit Ursprung in Tokio, Japan 9,22. Andere Skalen der Aufzuchtmethoden, wie die Verwendung von Fläschchen oder kleinen Behältern für beide Gruppen, werden ebenfalls kurz diskutiert.
Protocol
Representative Results
Discussion
Langfristige Forschung und anschließende Freisetzungen eines biologischen Bekämpfungsmittels hängen von der Verfügbarkeit effektiver und wirtschaftlicher Aufzuchttechniken ab. Die in dieser Studie beschriebenen Methoden haben sich als effiziente Protokolle sowohl für die kleinräumige als auch für die großflächige Aufzucht von Ganaspis brasiliensis erwiesen. Das kleine Aufzuchtprotokoll wurde über mehrere Jahre entwickelt, um den Arbeitsaufwand zu optimieren und die spezielle Ausrüstung zu reduzieren, …
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autoren danken Lukas Seehausen und Marc Kenis (CABI, Schweiz) für die freundliche Bereitstellung von G1 G. brasiliensis. Die Finanzierung in Italien wurde von der Provincia Autonoma di Trento, Trient, Italien, und in den USA vom National Institute of Food and Agriculture, dem USDA Specialty Crops Research Initiative Award (# 2020-5118-32140), dem USDA Animal and Plant Health Inspection Service (Farm Bill, Fonds 14-8130-0463) und den USDA ARS CRIS Basisfonds (Projekt 8010-22000-033-00D) bereitgestellt. Das USDA ist ein Anbieter von Chancengleichheit und Arbeitgeber und unterstützt keine in dieser Veröffentlichung genannten Produkte.
Materials
| Active dry yeast | Fleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USA | None | Used to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies |
| Bacteriological agar | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy | A1296 – 5KG | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Bleach solution | Clorox Company, Oakland, CA, USA | None | Used to disinfect flesh fruit |
| Blue stopper | Azer Scientific, Morgantown, PA, USA | ES3837 | Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects |
| Blueberries | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used) |
| BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E3030 | Used for rearing parasitoids (parasitism cage) |
| BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4590 | Used for rearing flies |
| BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4545 | Used for rearing parasitoids (eclosion cage) |
| Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge) | Everbilt, OH, USA | 308231EB | Used to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition |
| Cornmeal | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Dental cotton roll (1 x 3.8 cm) | Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy | 35000 | Used for providing water to the parasitoids within the storage container |
| Drosophila diet | Frontier Scientific, Newark, DE, USA | TF1003 | Custom diet used to rear flies |
| Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 75813-160 | Used for providing water to the parasitoids within the cage |
| Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 89168-886 | Used for providing water to the parasitoids within the cage |
| Erlenmeyer flask (250 mL) | Carolina Biological, Burlington, NC, USA | 731029 | Used for rearing flies and parasitoids |
| Falcon-style centrifuge tube (50 mL) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | VWRI525-0611 | Modified to ship adult parasitoids |
| Foam stopper | Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA | L800-C | Used for sealing the flasks while allowing ventilation for insects |
| Honey | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as food for parasitoids |
| Identi-Plug plastic foam stopper | Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US | 14-127-40E | Used as feeder for parasitoids and to seal the storage container |
| Industrial paper towel | Grocery Store, Newark, DE, USA | None | Provided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture |
| Micron mesh fabric (250 mL) | Industrial Netting, Maple Grove, MN, USA | WN0250-72 | Used to make ventilation lid for insects |
| Nutritional yeast (flakes) | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Paper coaster (10.2 cm) | Hoffmaster, WI, USA | 35NG26 | Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae |
| Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL) | Berry Superfos, Taastrup, Denmark | Unipak 5134 | Modified to store adult parasitoids |
| Plastic lid (Ø 13.3 cm) | Berry Superfos, Taastrup, Denmark | PP 2830 | Modified to store adult parasitoids |
| Propionic acid | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy | P1386 – 1L | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Saccharose | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| Soup cup with lid (475 mL) | StackMan, Vietnam | DC1648 | Used for parasitized larvae to pupate |
| Soybean flour | Grocery Store, Trento, TN, Italy | None | Used to prepare the Standard Drosophila Medium |
| White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD) | Quiklok, Lincoln, NH, US | WFW/.25 x 5 x 20 mm | Used as feeding ring for parasitoids |
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