כלבת נקרומה טכניקות בעלי חיים גדולים וקטנים
Summary
המטרה של פרוטוקול זה היא להפגין שיטות נמק בטוח בבעלי חיים קטנים וגדולים כדי להשיג דגימות רקמה מספקת עבור בדיקת כלבת.
Abstract
מחלקת הבריאות של ניו יורק (NYSDOH) מעבדת הכלבת מקבלת בין 6,000 ל-9,000 דגימות מדי שנה ומבצעת בדיקת כלבת למדינה כולה, פרט לעיר ניו יורק. מעבדת הכלבת מהווה מגוון בעלי חיים הנעים בגודלם מעטלפים ועד bovids. רוב הדגימות הן בעלי חיים המציגות סימנים נוירולוגיים, עם זאת, פחות מ 10% בעצם לבדוק חיובי עבור כלבת; רומז טראומה, נגעים או סוכנים זיהומיות אחרים כגורם לתסמינים אלה. בשל הסיכון לשימוש בחומרים מדבקים לא מאובחנים, מעבדת הכלבת אינה משתמשת בכלי הכוח או במסורים. שלוש טכניקות נמק יוצגו עבור בעלי חיים אשר גולגלות שלהם בלתי חדיר עם מספריים. המעבדה מיישמת טכניקות אלה כדי להקטין את החשיפה הפוטנציאלית לסוכנים זיהומיות, לסלק מניפולציה מיותרת של הדגימה ולהפחית את זמן העיבוד. היתרונות של טכניקה מועדפת המתנגדים לאחר כפוף עיבוד האדם המיומן הדגימה.
Introduction
העבודה על הרצפה הנקרובית של מעבדת כלבת היא מסוכנת מיסודו. לעיתים, דגימות מגיעות עם הקיפוד מוטבע, חפצים זרים כולל חיצים/כדורים/כדורי או רסיסי עצם חשופים שעלולים לחדור את עטיפת המשלוח המגן. אריזות לא תקין יכול לגרום דליפה, מסכן אנשים שמפרוק דגימות. בנוסף לפציעה פיזית, מטכנאים נקרוסטים מסתכנים בחשיפה לzoonotic לא ידועים של גורמים זיהומיות מתוך הגוף הפיזי ומנוזלי גופו של הדגימות. בנוסף, ectopאראטאתרים שנשאו הדגימה עשויים לשדר מחלות zoonotic אחרות, כמו פרעושים וקרציות נראים בדרך כלל על בעלי חיים שהוגשו. בהתאם למיקום הגיאוגרפי ומינים המעורבים המחלות נחשף משתנה. Arboviruses כגון וירוס קרום המוח המזרחי של הסוסים (EEEV) או וירוס הנילוס המערבי (WNV), שנתות מחלות המועברות כולל מחלת ליים או tularemia חיידקים גרימת קדחת Q או שחפת, ו prions זיהומיות שם מספר קטן של הסכנות האפשריות1 , מיכל השני , 3. שלוש.
מטרת שיטות אלו היא להפגין טכניקות בטוחות ויעילות של נקרופסי באמצעות מכשירים הממחישים את הפוטנציאל של aerosolization בניגוד לכלי הכוח או מסורים4,5. בדרך כלל, נמק של בעלי חיים קטנים במעבדת הכלבת דורש לחתוך את שרירי הגולגולת ולהשתמש בפטיש ובאזמל כדי לפתוח את החלק הקודל של הקלוארינום6. הסרת אזור זה של חילונית חושף את המוח האחוריות, כולל גזע כולו המוח הגולגולתית. טכניקות נקרופסי שהשתנו ניתן לבצע על החלק הגחוני של הגולגולת, הימנעות שרירי הגולגולת גדול ואזורים עבים של הגולגולת. עם זאת, אלה שונה שיטות נקרופסי אפשריים רק כאשר הדגימה היא ללא חוליות צוואר הרחם.
באופן דומה, רקמת המוח בבעלי חיים גדולים ניתן להסיר על ידי הפרדת שרירי הגולגולת ופתיחת החלק של caudal של הגולגולת7. מאמץ רב נדרש כדי לחשוף את הגזע המוח הגדול ביותר כמו גולגולות של בעלי חיים גדולים הם בדרך כלל עבים יותר. כדי להימנע מחדירה לגולגולת, ראשו של בעל חיים גדול מוצב כך שהחלק של הגולגולת של הגוטרו-קאואל עומד בפני הטכנאי. באמצעות מכשירים ששונו, המוח המוח והגזע מוסרים דרך מגנום foramen. הדבר דומה לשיטת הרכישה לדוגמה המומלצת על-ידי המעבדה הפניית האיחוד האירופי של TSE עבור דבקות ספונגיפורם אנצפלופתיה (TSE) חקירות8. חוליות הגולגולת יש להסיר מראש כדי לספק גישה מגנום foramen.
יישום טכניקות אלה מועיל לטכנאים מאומנים כראוי במעבדות כלבת. כאשר מעבדת הכלבת מקבלת דגימות של גדלים שונים, מעטלפים קטינים ועד לסוסי טיוטה מבוגרים9, לטכנאי יש מספר שיטות לבחירה בהתאם לנסיבות הבודדות. השיטה הוכיחה לבעל חיים גדול מתאימה גם לוטרינרים המבצעים בשטח נקרופיזים, שכן המשלוח ראש גדול של בעל חיים לבדיקת כלבת הוא מסורבל ויקר. יישום כל הטכניקות הללו ישפר את הבטיחות על ידי הפחתת הפוטנציאל של ייצור התרסיס, להפחית את הטיפול של הדגימה ולחסוך זמן עיבוד. עם זאת, כאשר השדה אינו מכיל את אותם יתרונות כמו מעבדה להגדיר ספציפי לבדיקת כלבת, זה חיוני כי כל השינויים שבוצעו בהליכים אלה להתמקד בבטיחות, במיוחד את השימוש בציוד הגנה אישית (PPE).
Protocol
Representative Results
Discussion
דגימות שהוגשו לנקרופה של כלבת יש לעיתים קרובות היסטוריה של סימנים קליניים התואמים למחלה נוירולוגית. נוכחות של מחלה קלינית עשויה להיות קשורה למגוון של הפרעות, כולל מחלות zoonotic, הגדלת הסיכון לצוות של זיהום נרכש מעבדה. כדי להפחית את הסיכונים הללו, השיטות יושמו הפחתת טיפול ותפעול של דגימות.
<…Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
אנו אסירי תודה למשרד הבריאות של מדינת ניו-יורק מרכז וודסוורת ‘ על תמיכה בפרויקט זה. אנחנו גם רוצים להכיר את התמיכה של איימי וויליסי ופרנק בלזדל של המחלקה לבריאות מרכז וודסוורת ‘, ו-LL ראנץ ‘, אלטמונט, NY.
Materials
| Chemistry spoon | Any | ||
| Curved, sharp-blunt mayo scissors | Sklar | 14-2055 | Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt |
| Large sharp restaurant-quality carving knife | Dexter | P94848 | 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Locking tumor-tenacula | Diamond Scientific and Surgicals | N/A | Czerny Tenaculum Forcep |
| Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) | Dexter | P94848 | Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Orthopedic mallet-hammer | Mortech | N/A | Postmortem hammer with hook |
| Sharp councilman orthopedic bone chisel | Shandon | 60-5 | Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in |
| Sharpened tablespoon or other long handled spoon | Any | ||
| Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth | Shandon | 63-03 | Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps |
| Powder-free non-latex gloves | Any | ||
| Safety glasses, goggles, or faceshield | Any | ||
| Surgery or N-95 mask | Any | ||
| Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc | Any |
Referencias
- Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity – United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
- McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
- Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019)
- Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
- Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
- Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).
- Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
- . Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance Available from: https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019)
- . Rabies reports Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019)
- . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
- Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
- Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
- Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
- Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).
