Summary

Técnicas de necropsia da raiva em animais grandes e pequenos

Published: July 30, 2019
doi:

Summary

O objetivo deste protocolo é demonstrar técnicas de necropsia seguras em animais pequenos e grandes para obter amostras de tecido satisfatórias para o teste de raiva.

Abstract

O laboratório de raiva do departamento de saúde de Nova York (NYSDOH) recebe entre 6.000 a 9.000 espécimes anualmente e realiza testes de raiva para todo o estado, com exceção da cidade de Nova York. Os necropsias do laboratório da raiva uma variedade de animais que variam no tamanho dos bastões aos bovids. A maioria destes espécimes são animais exibindo sinais neurológicos, no entanto, menos de 10% realmente teste positivo para a raiva; implicando trauma, lesões ou outros agentes infecciosos como a causa destes sintomas. Devido ao risco de aerosolizar agentes infecciosos não diagnosticados, o laboratório da raiva não utiliza ferramentas elétricas ou serras. Três técnicas de necropsia serão apresentadas para animais cujos crânios são impenetráveis com tesouras. O laboratório implementou essas técnicas para diminuir a exposição potencial a agentes infecciosos, eliminar a manipulação desnecessária da amostra e reduzir o tempo de processamento. As vantagens de uma técnica preferida oposto a outra estão sujeitas ao indivíduo treinado que processa o espécime.

Introduction

Trabalhar no assoalho do necropsia de um laboratório da raiva é inerentemente perigoso. Às vezes, os espécimes chegam com os Quills incorporados do porco-espinho, objetos extrangeiros que incluem setas/balas/pelotas ou fragmentos de osso expor que podem penetrar o envoltório protetor do transporte. O empacotamento impróprio pode conduzir ao escapamento, pondo em perigo indivíduos que desempacotam espécimes. Além do que ferimento físico, os técnicos do necropsia arriscam a exposição aos agentes infecciosos zoonóticos desconhecidos do CNS e dos líquidos de corpo dos espécimes. Adicionalmente, os ectoparasitas transportados pelo espécime podem transmitir outras doenças zoonóticas, pois as pulgas e carrapatos são comumente observadas em animais submetidos. Dependendo da localização geográfica e das espécies envolvidas, as doenças expostas variam. Arbovírus, como o vírus da encefalite eqüina Oriental (EEEV) ou o vírus do Nilo Ocidental (WNV), doenças transmitidas por carrapatos, incluindo doença de Lyme ou tularemia, bactérias que causam febre Q ou tuberculose, e os priões infecciosos nomeam um pequeno número dos possíveis perigos1 , 2. º , a 3.

O objetivo destes métodos é demonstrar técnicas de necropsia seguras e eficientes usando instrumentos que minimizam o potencial de aerosolização ao contrário de ferramentas elétricas ou serras4,5. Comumente, a necropsia de pequenos animais no laboratório de raiva requer o corte dos músculos cranianos e o uso de martelo e cinzel para abrir a porção dorsal caudal do calvarium6. Remover esta área do calvarium expõe o cérebro traseiro, incluindo o cerebelo inteiro e a haste de cérebro craniana. Técnicas de necropsia modificadas podem ser realizadas na parte ventral do crânio, evitando os grandes músculos cranianos e regiões mais grossas do crânio. Entretanto, estas técnicas modificadas do necropsia são somente possíveis quando o espécime é sem vértebras cervicais.

Da mesma forma, o tecido cerebral em grandes animais pode ser removido separando os músculos cranianos e abrindo a porção dorsal caudal do crânio7. Um esforço considerável é exigido para expor o cerebelo e o tronco de cérebro porque os crânios de animais maiores são geralmente mais grossos. Para evitar penetrar no crânio, a cabeça de um animal grande é posicionada para que a porção ventro-caudal do crânio esteja voltada para o técnico. Usando instrumentos modificados, o cerebelo e o tronco encefálico são removidos através do forame Magnum. Isto é semelhante ao método de aquisição da amostra recomendado pelo laboratório de referência da União Europeia TSE para investigações de encefalopatia espongiforme transmissível (TSE)8. As vértebras cranianas devem ser removidas de antemão para fornecer acesso ao forame Magnum.

A aplicação destas técnicas é benéfica para técnicos adequadamente treinados em laboratórios de raiva. Enquanto o laboratório da raiva recebe amostras de vários tamanhos, dos bastões juvenis aos cavalos de esboço adultos9, o técnico tem diversos métodos a escolher de baseado na circunstância individual. O método demonstrado para um grande animal também é apropriado para os veterinários que realizam necropsias no campo, uma vez que o transporte de uma cabeça grande animal inteiro para o teste de raiva é complicado e caro. A implementação de qualquer uma dessas técnicas irá melhorar a segurança, diminuindo o potencial de produção de aerossóis, reduzir o manuseio da amostra e economizar tempo de processamento. No entanto, como o campo não tem as mesmas vantagens que um laboratório criado específico para o teste de raiva, é essencial que quaisquer modificações feitas nesses procedimentos se concentrem na segurança, especialmente no uso de equipamentos de proteção individual (EPI).

Protocol

Todos os métodos descritos foram aprovados pelo Comitê institucional de cuidado e uso de animais do centro Wadsworth (IACUC). 1. preparação Don PPE, com proteção ocular mínima (óculos ou escudo facial), máscara cirúrgica ou N-95 e luvas sem látex. Prepare a área de trabalho, idealmente um gabinete de biossegurança (BSC), com uma cobertura de superfície de trabalho descartável (por exemplo, papel kraft ou almofadas absorventes) e instrumentos de necropsia limp…

Representative Results

Todas as amostras terrestres submetidas com crânios entre 31 de janeiro de 2019 e 28 de fevereiro de 2019 tiveram informações sobre a presença de um pescoço e o método de necropsia coletado. Durante esse tempo, 170 cabeças foram necropsiadas com 18 espécies representadas. 52% (89/170) foram Decapitated corretamente. O restante teve pelo menos uma vértebra unida que inclui três espécimes inteiros do corpo. Utilizou-se o método ventral 75% (128/170) do tempo, dos quais os pesco?…

Discussion

Espécimes submetidos à necropsia da raiva muitas vezes têm uma história de sinais clínicos compatíveis com uma doença neurológica. A presença de doença clínica pode estar associada a uma variedade de distúrbios, incluindo doenças zoonóticas, aumentando o risco para a equipe de um laboratório de infecção adquirida. Para reduzir esses riscos, foram implementadas técnicas que diminuem o manuseio e a manipulação de espécimes.

Os métodos demonstrados representam um evento de n…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Estamos gratos ao departamento de estado de saúde de Nova Iorque Wadsworth Center para apoiar este projeto. Nós também gostaríamos de reconhecer o apoio de Amy Willsey e Frank Blaisdell do departamento de saúde Wadsworth Center, e LL Ranch, Altamont, NY.

Materials

Chemistry spoon Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors Sklar 14-2055 Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife Dexter P94848 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula Diamond Scientific and Surgicals N/A Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) Dexter P94848 Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer Mortech N/A Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel Shandon 60-5 Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth Shandon 63-03 Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves Any
Safety glasses, goggles, or faceshield Any
Surgery or N-95 mask Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc Any

Referencias

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity – United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
  3. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019)
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. . Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance Available from: https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019)
  9. . Rabies reports Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019)
  10. . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
  14. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).
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Citar este artículo
Jarvis, J. A., Brown, K. T., Appler, K. A., Fitzgerald, D. P., Davis, A. D. Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals. J. Vis. Exp. (149), e59574, doi:10.3791/59574 (2019).

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