大小動物における狂犬病壊死技術
Summary
このプロトコルの目的は、狂犬病検査のための満足のいく組織サンプルを得るために、小動物および大型動物における安全な壊死技術を実証することである。
Abstract
ニューヨーク州保健省(NYSDOH)狂犬病研究所は、毎年6,000~9,000検体を受け取り、ニューヨーク市を除き、州全体で狂犬病検査を行っています。狂犬病の実験室は、コウモリからボビッドに至るまで、様々な動物を壊作します。これらの標本のほとんどは神経学的徴候を示す動物ですが、狂犬病の陽性を実際にテストする10%未満です。これらの症状の原因として外傷、病変または他の感染因子を暗示する。診断されていない感染剤をエアロゾル化するリスクがあるため、狂犬病研究所は電動工具や鋸を使用していません。頭蓋骨がはさみで不可解な動物のために3つの壊死の技術が提示されます。実験室は、感染剤への潜在的な暴露を減らし、標本の不必要な操作を排除し、処理時間を短縮するためにこれらの技術を実装しています。他とは対照的に好ましい技術の利点は、試料を処理する訓練を受けた個々の処理に従う。
Introduction
狂犬病実験室の壊死床に取り組むことは本質的に危険です。時には、標本は埋め込まれたポークパインクイル、矢印/弾丸/ペレットまたは保護出荷ラップを貫通する可能性のある露出した骨の破片を含む異物で到着します。不適切な包装は漏出をもたらし、標本を解凍する個人を危険にさらす可能性があります。身体的損傷に加えて、壊死した技術者は、CNSおよび標本の体液から未知の動物性感染因子への暴露を危険にさらす。さらに、検体によって運ばれるエトパラサイトは、ノミやダニが提出された動物に一般的に見られるように、他の人獣病を伝染させる可能性があります。地理的な場所や種に応じて、暴露された疾患はさまざまです。東部ウマ脳炎ウイルス(EEEV)や西ナイルウイルス(WNV)などのアルボウイルス、ライム病や結核を含むダニ媒介性疾患、Q発熱や結核を引き起こす細菌、感染性プリオンなど、少数の危険が考えられる1,2,3.
これらの方法の目的は、電動工具や鋸4、5とは異なり、エアロゾル化の可能性を最小限に抑える器具を使用して、安全で効率的な壊死技術を実証することです。一般的に、狂犬病実験室の小動物の壊死は、頭蓋の筋肉を切り取り、ハンマーとノミを使用してカルバリウム6の後部を開く必要があります。カルバリウムのこの領域を削除すると、小脳全体と頭蓋脳幹を含む後頭脳が露出します。改変された壊死技術は、頭蓋骨の大きな頭蓋筋および頭蓋骨の厚い領域を避け、頭蓋骨の腹部部で行われる。しかし、これらの改変された壊死技術は、検体が頸椎を持たない場合にのみ可能である。
同様に、大型動物の脳組織は、頭蓋筋を分離し、頭蓋骨7の口腔後部を開くことによって除去することができる。大きな動物の頭蓋骨は一般的に厚いので、小脳と脳幹を露出させるには相当な努力が必要です。頭蓋骨の貫通を避けるために、大きな動物の頭部は、頭蓋骨のベントロカドーマル部分が技術者に直面するように配置されます。修飾された器具を使用して、小脳と脳幹は、前頭マグナムを介して除去されます。これは、透過性海綿状脳症(TSE)調査8のTSE欧州連合リファレンスラボが推奨するサンプル取得方法に類似しています。頭蓋椎は、前頭骨マグナムへのアクセスを提供するために、事前に除去する必要があります。
これらの技術の適用は狂犬病の実験室で適切に訓練された技術者に有益である。狂犬病の実験室は、若年性コウモリから成人ドラフト馬9まで、様々なサイズのサンプルを受け取るように、技術者は、個々の状況に基づいてから選択するいくつかの方法を持っています。大型動物に対して実証された方法は、狂犬病検査のために大型動物の頭部全体を出荷することは面倒で高価であるため、現場で壊死を行う獣医師にも適しています。これらの技術のいずれかを実装すると、エアロゾル生産の可能性を減少させることによって安全性を向上させ、試料の取り扱いを減らし、処理時間を節約します。しかし、狂犬病検査専用の実験室と同じ利点を持たないため、これらの手順に加え、特に個人用保護具(PPE)の使用に焦点を当てることは不可欠です。
Protocol
Representative Results
Discussion
狂犬病壊死のために提出された標本は、しばしば神経疾患と互換性のある臨床徴候の歴史を有する。臨床疾患の存在は、人獣共通疾患を含む様々な疾患に関連し得る。これらのリスクを低減するために、試料の取り扱いや操作を減少させる技術が実装されています。
実証された方法は、単一の動物からのみ所望の組織を除去する壊死事象を表す。より一般的に複数の標?…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
このプロジェクトを支援してくださったニューヨーク州保健省のワズワース・センターに感謝しています。また、エイミー・ウィルシーとフランク・ブレイズデル保健省ワズワース・センター、およびニューヨーク州アルタモントのLLランチからの支援を認めしたいと思います。
Materials
| Chemistry spoon | Any | ||
| Curved, sharp-blunt mayo scissors | Sklar | 14-2055 | Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt |
| Large sharp restaurant-quality carving knife | Dexter | P94848 | 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Locking tumor-tenacula | Diamond Scientific and Surgicals | N/A | Czerny Tenaculum Forcep |
| Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) | Dexter | P94848 | Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Orthopedic mallet-hammer | Mortech | N/A | Postmortem hammer with hook |
| Sharp councilman orthopedic bone chisel | Shandon | 60-5 | Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in |
| Sharpened tablespoon or other long handled spoon | Any | ||
| Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth | Shandon | 63-03 | Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps |
| Powder-free non-latex gloves | Any | ||
| Safety glasses, goggles, or faceshield | Any | ||
| Surgery or N-95 mask | Any | ||
| Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc | Any |
Referencias
- Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity – United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
- McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
- Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019)
- Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
- Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
- Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).
- Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
- . Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance Available from: https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019)
- . Rabies reports Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019)
- . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
- Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
- Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
- Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
- Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).
