Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos
Summary
L’obiettivo di questo protocollo è quello di iniettare l’actina globulare coniugata con rhodamina negli embrioni di Drosophila e nell’assemblaggio dell’asta di actina intranucleare dell’immagine a seguito dello stress da calore.
Abstract
Lo scopo di questo protocollo è quello di visualizzare le barre di actina intranucleare che si assemblano in embrioni di melanogaster Drosophila vivi a seguito dello stress termico. Le canne Actin sono un segno distintivo di una risposta allo stress actina conservata e induttibile (ASR) che accompagna patologie umane, tra cui la malattia neurodegenerativa. In precedenza, abbiamo dimostrato che l’ASR contribuisce ai fallimenti della morfogenesi e alla ridotta vitalità degli embrioni in via di sviluppo. Questo protocollo consente di continuare lo studio dei meccanismi alla base dell’assemblaggio dell’asta di actina e dell’ASR in un sistema modello altamente suscettibile di imaging, genetica e biochimica. Gli embrioni vengono raccolti e montati su una coverlip per prepararli all’iniezione. L’actina globulare coniugata con rodamina (G-actinaRossa)viene diluita e caricata in un microneedle. Una singola iniezione viene effettuata al centro di ogni embrione. Dopo l’iniezione, gli embrioni vengono incubati a temperatura elevata e le barre di actina intranucleare vengono quindi visualizzate mediante microscopia confocale. Il recupero della fluorescenza dopo esperimenti di fotobleaching (FRAP) può essere eseguito sulle barre di actina; e altre strutture ricche di actina nel citoplasma possono anche essere immagini. Scopriamo che G-actinRed polimerizza come l’endogeno G-actina e non interferisce, da solo, con il normale sviluppo embrionale. Una limitazione di questo protocollo è che occorre fare attenzione durante l’iniezione per evitare gravi lesioni all’embrione. Tuttavia, con la pratica, iniettare G-actinaRossa negli embrioni di Drosophila è un modo rapido e affidabile per visualizzare le aste di actina e può essere facilmente utilizzato con mosche di qualsiasi genotipo o con l’introduzione di altri stress cellulari, tra cui ipossia e stress ossidativo.
Introduction
Questo protocollo descrive come iniettare G-actinRed per visualizzare l’assemblaggio di barre di actina intranucleare in embrioni stressati dal calore che stanno subendo un’induttibile risposta allo stress actina (ASR)1. Abbiamo sviluppato questo protocollo per aiutare gli studi dell’ASR, che negli embrioni porta a morfogenesi interrotta e ridotta vitalità, e nei tipi di cellule umane adulte è associato a patologie tra cui insufficienza renale2,miopatiemuscolari 3e morbo di Alzheimer e Huntington4,5,6,7,8. Questa ASR è indotta da numerose sollecitazioni cellulari, tra cui shocktermico 9,10,11,stress ossidativo4,6,ridotta sintesi ATP12e huntingtina anomala o oligomerizzazione β-amiloide4,5,6,7,9,13,14,15,16. Un segno distintivo dell’ASR è l’assemblaggio di aste di actina aberrante nel citoplasma o nel nucleo delle cellule colpite, che è guidato dall’iperattivazione indotta dallo stress di una proteina che interagisce con l’actina, Cofilin1,5,6,10. Sfortunatamente, permangono lacune chiave in materia di conoscenze per quanto riguarda l’ASR. Ad esempio, la funzione delle aste actin non è nota. Non capiamo perché le aste si formano nel citoplasma di alcuni tipi di cellule, ma il nucleo di altri. Né è chiaro se l’ASR sia protettivo o disadattiva per cellule o embrioni sottoposti a stress. Infine, non conosciamo ancora i meccanismi dettagliati alla base dell’iperattività cofilin o dell’assemblaggio dell’asta actina. Pertanto, questo protocollo fornisce un saggio rapido e versatile per sondare l’ASR visualizzando la formazione e la dinamica dell’asta di actina nel sistema sperimentale altamente trattabile dell’embrione di mosca della frutta vivente.
Il protocollo per microiniettare G-actinRed de embrioni viventi di Drosophila è stato inizialmente sviluppato per studiare la dinamica delle normali strutture dell’actina citoplasmatica17 durante gli eventi di costruzione dei tessuti. In questi studi, abbiamo scoperto che l’iniezione di G-actinaRed non ha influito negativamente sui primi processi di sviluppo nell’embrione, tra cui citocinesi o gastrulazione17,18. Abbiamo quindi modificato il protocollo, adattando la manipolazione dell’embrione e l’iniezione G-actinRed per consentire l’imaging di aste di actina in embrioni stressati dal calore sottoposti all’ASR1. Altri metodi oltre all’iniezione di G-actinRed possono essere utilizzati per visualizzare l’actina negli embrioni. Questi metodi si basano sull’esprimere proteine fluorescenti (FP) taggate ad actina o a domini di proteine che legano l’actina, come Utrophin-mCherry, Lifeact, F-tractin-GFP e Moesin-GFP (recensito in19). Tuttavia, l’uso di queste sonde FP richiede cautela perché possono stabilizzare o interrompere alcune strutture actina, non etichettano allo stesso modo tutte le strutture actin20e, nel caso dell’actina-GFP, sono altamente sovraespresse – problematiche per l’analisi dell’assemblaggio dell’asta che non dipende solo dallo stress, ma agisce anche nella concentrazionedipendente 1. Pertanto, G-actinRed è la sonda preferita per gli studi sulle aste negli embrioni di mosca e le grandi dimensioni dell’embrione ne consentono la facile iniezione.
Il flusso di lavoro di questo protocollo è simile ad altre consolidate tecniche di microiniezione che sono state utilizzate per iniettare proteine, acidi nucleici, farmaci e indicatori fluorescenti negli embrioni di Drosophila 21,22,23,24,25,26,27. Tuttavia, in seguito alla microiniezione di G-actinRed qui, gli embrioni sono esposti a un leggero stress termico per indurre l’ASR e l’assemblaggio intranucleare dell’asta di actina. Per i laboratori con accesso alle mosche e un impianto di iniezione, questo metodo dovrebbe essere facilmente implementabile e adattabile per specifiche linee di studio per quanto riguarda l’ASR, compresa la sua induzione da diversi stress o modulazione in contesti genetici distinti.
Protocol
Representative Results
Discussion
Il significato di questo metodo è che utilizza il protocollo ben consolidato di microiniezione negli embrioni di Drosophila 21,22, 23,24,25,26,27 per consentire nuove ricerche riguardanti l’ASR e l’assemblaggio dell’asta di actina di accompagnamento. Uno dei principali vantaggi del…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Gli autori riconoscono con gratitudine il lavoro di Liuliu Zheng e Zenghui Xue, che hanno contribuito a pioniere di questa tecnica nel laboratorio Sokac, così come Hasan Seede che ha aiutato con l’analisi. Il lavoro per questo studio è finanziato da una sovvenzione di NIH (R01 GM115111).
Materials
| Adenosine triphosphate (ATP) | Millipore-Sigma | A23835G | Component of G buffer |
| Apple juice, Mott's, 64 fl oz | Mott's | 014800000344 | Component of apple juice plates |
| Bacto Agar | BD | 214010 | Component of apple juice plates |
| Bleach, PureBright Germicidal, 6.0% sodium hypochlorite | KIK International | 059647210020 | For dechorionating embryos |
| Calcium chloride | Millipore-Sigma | C1016500G | Component of G buffer |
| Cell strainer, 70 μm | Falcon | 352350 | For collecting dechorionated embryos |
| Confocal microscope, LSM 880 34-channel with Airyscan | Zeiss | 0000001994956 | For imaging intranuclear actin rods |
| Desiccant | Drierite | 24001 | For desiccating embryos |
| Dissecting microscope, Stemi 508 Stereoscope with 8:1 zoom | Zeiss | 4350649000000 | For arranging embryos on agar wedge |
| Dissecting needle, 5 in | Fisher Scientific | 08965A | For arranging embryos on agar wedge |
| Dithiothreitol (DTT) | Fisher Scientific | BP1725 | Component of G buffer |
| Double-sided Tape, Scotch Permanent, 0.5 in x 250 in | 3M | 021200010323 | For making embryo glue |
| Embryo collection cage | Genessee Scientific | 59100 | For housing adult flies and collecting embryos |
| Fine tip tweezers, Dumont Tweezer, Style 5 | Electron Microscopy Sciences | 72701D | For arranging embryos on agar wedge |
| Glass capillaries, Borosillicate glass, thin 1 mm x 0.75 mm | World Precision Instruments, Inc. | TW1004 | For microneedles |
| Halocarbon oil 27 | Millipore-Sigma | H8773100ML | For hydration of embryos |
| Heated stage incubator | Zeiss | 4118579020000, 4118609020000, 4118609010000 | For confocal imaging |
| Lab Tissue Wipers, KimWipes | Kimberly-Clark | 34155 | Lab tissue wipers |
| Light microscope, Invertoskop 40C Inverted Phase contrast microscope, refurbished | Zeiss | Discontinued | Injection microscope |
| Methyl-4-hydroxybenzoate | Millipore-Sigma | H36471KG | Component of apple juice plates |
| Microinjector, FemtoJet4x | Eppendorf | 5253000025 | Microinjector |
| Micro loader tips, epT.I.P.S. 20 μL | Eppendorf | 5242956003 | For loading microneedles |
| Micromanipulator and injection stage with x,y,z dials for needle adjustment | Bernard Instruments, Inc (Houston, TX) | Custom | For performing microinjections |
| Micropipette puller, Model P-97, Flaming/Brown | Sutter Instruments | P97 | For pulling capillary tubes to make microneedles |
| Microscope cover glass 24×50-1.5 | Fisher Scientific | 12544E | For mounting embryos |
| Microscope slides, Lilac Colorfrost, Precleaned, 25 x 75 x 1mm | Fisher Scientific | 22037081 | For mounting embryos for injection |
| n-Heptane | Fisher Scientific | H3601 | Component of embryo glue |
| Objective, 10x | Zeiss | Discontinued | 10x objective for injection microscope |
| Objective, C-Apochromat 40x/1,2 W Korr. FCS | Zeiss | 4217679971711 | 40x water objective for confocal |
| Objective, LD LCI Plan-Apochromat 25x/0.8 Imm Cor DIC M27 for oil, water, silicone oil or glycerine immersion (D=0-0.17mm) (WD=0.57mm at D=0.17mm) | Zeiss | 4208529871000 | 25x mixed immersion objective for confocal |
| Objective, Plan-Apocrhomat 63x/1.40 Oil DIC f/ELYRA | Zeiss | 4207829900799 | 63x oil objective for confocal |
| Paintbrush, Robert Simmons Expression E85 Pointed Round size 2 | Daler-Rowney | 038372016954 | For transferring embryos |
| Paper towels, Kleenex C-fold paper towels, white | Kimberly-Clark | 884266344845 | For blotting cell strainer |
| Pasteur pipette, 5 3/4 in | Fisher Scientific | 1367820A | For covering embryos with oil |
| Petri dish, glass, 100 x 20 mm | Corning | 3160102 | For humid incubation chamber |
| Petri dish, plastic, 60 x 15 mm | VWR | 25384092 | For apple juice plates |
| Pipette, Eppendorf Reference 0.5-10 μL | Eppendorf | 2231000604 | For loading the microneedle |
| Pipette tip, xTIP4 250 μL | Biotix | 63300006 | For adding embryo glue to coverslip |
| Razor blade | VWR | 55411050 | For cutting agar wedge, tape, pipette tips |
| Rhodamine-conjugated globular actin, human platelet (non-muscle; 4×10 μg) | Cytoskeleton, Inc. | APHR-A | G-actin^Red |
| Scintillation vial, 20 mL Glass borosillicate with polyethylene liner and urea caps | Fisher Scientific | 033377 | For making embryo glue |
| Screw top jar, 16 oz | Nalgene | 000194414195 | For desiccating embryos |
| Stage micrometer | Electron Microscopy Sciences | 602104PG | For calibrating volume of G-actin injection |
| Sucrose | Millipore-Sigma | 840971KG | Component of apple juice plates |
| Trizma base | Millipore-Sigma | T15031KG | Component of G buffer |
| Yeast, Lesaffre Yeast Corporation Yeast, Red Star Active Dry, 32 oz | Lesaffre Yeast Corporation | 117929157002 | Component of yeast paste |
References
- Figard, L., et al. Cofilin-mediated Actin Stress Response is maladaptive in heat-stressed embryos. Cell Reports. 26 (49), 3493-3501 (2019).
- Ashworth, S. L., et al. ADF/cofilin mediates actin cytoskeletal alterations in LLC-PK cells during ATP depletion. American Journal of Physiology Renal Physiology. 284 (4), 852-862 (2003).
- Vandebrouck, A., et al. In vitro analysis of rod composition and actin dynamics in inherited myopathies. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 69 (5), 429-441 (2010).
- Minamide, L. S., Striegl, A. M., Boyle, J. A., Meberg, P. J., Bamburg, J. R. Neurodegenerative stimuli induce persistent ADF/cofilin-actin rods that disrupt distal neurite function. Nature Cell Biology. 2 (9), 628-636 (2000).
- Bamburg, J. R., et al. ADF/Cofilin-actin rods in neurodegenerative diseases. Current Alzheimer Research. 7 (3), 241-250 (2010).
- Bamburg, J. R., Bernstein, B. W. Actin dynamics and cofilin-actin rods in alzheimer disease. Cytoskeleton. 73 (9), 477-497 (2016).
- Bernstein, B. W., Chen, H., Boyle, J. A., Bamburg, J. R. Formation of actin-ADF/cofilin rods transiently retards decline of mitochondrial potential and ATP in stressed neurons. AJP: Cell Physiology. 291 (5), 828-839 (2006).
- Munsie, L. N., Desmond, C. R., Truant, R. Cofilin nuclear-cytoplasmic shuttling affects cofilin-actin rod formation during stress. Journal of Cell Science. 125 (17), 3977-3988 (2012).
- Iida, K., Iida, H., Yahara, I. Heat shock induction of intranuclear actin rods in cultured mammalian cells. Experimental Cell Research. 165, 207-215 (1986).
- Ohta, Y., Nishida, E., Sakai, H., Miyamoto, E. Dephosphorylation of cofilin accompanies heat shock-induced nuclear accumulation of cofilin. Journal of Biological Chemistry. 264 (27), 16143-16148 (1989).
- Iida, K., Matsumoto, S., Yahara, I. The KKRKK sequence is involved in heat shock-induced nuclear translocation of the 18-kDa actin-binding protein, cofilin. Cell Structure and Function. 17 (1), 39-46 (1992).
- Minamide, L. S., et al. Isolation and characterization of cytoplasmic cofilin-actin rods. Journal of Biological Chemistry. 285 (8), 5450-5460 (2010).
- Masurovsky, E. B., Benitez, H. H., Kim, S. U., Murray, M. R. Origin, development, and nature of intranuclear rodlets and associated bodies in chicken sympathetic neurons. The Journal of Cell Biology. 44 (7), 172-191 (1970).
- Feldman, M. L., Peters, A. Intranuclear rods and sheets in rat cochlear nucleus. Journal of Neurocytology. 1 (2), 109-127 (1972).
- Nishida, E., et al. Cofilin is a component of intranuclear and cytoplasmic actin rods induced in cultured cells. Cell Biology. 84 (8), 5262-5266 (1987).
- Ono, S., Abe, H., Nagaoka, R., Obinata, T. Colocalization of ADF and cofilin in intranuclear actin rods of cultured muscle cells. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 14 (2), 195-204 (1993).
- Xue, Z., Sokac, A. M. Back-to-back mechanisms drive actomyosin ring closure during Drosophila embryo cleavage. The Journal of Cell Biology. 215 (3), 335-344 (2016).
- Cao, J., Albertson, R., Riggs, B., Field, C. M., Sullivan, W. Nuf, a Rab11 effector, maintains cytokinetic furrow integrity by promoting local actin polymerization. Journal of Cell Biology. 182 (2), 301-313 (2008).
- Spracklen, A. J., Fagan, T. N., Lovander, K. E., Tootle, T. L. The pros and cons of common actin labeling tools for visualizing actin dynamics during Drosophila oogenesis. Biologie du développement. 393 (2), 209-226 (2014).
- Chen, Q., Nag, S., Pollard, T. D. Formins filter modified actin subunits during processive elongation. Journal of Structural Biology. 177 (1), 32-39 (2012).
- Iordanou, E., Chandran, R. R., Blackstone, N., Jiang, L. RNAi interference by dsRNA injection into Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. (50), 2477 (2011).
- Juarez, M. T., Patterson, R. A., Li, W., McGinnis, W. Microinjection wound assay and in vivo localization of epidermal wound response reporters in Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. 81, 50750 (2013).
- Carreira-Rosario, A., et al. Recombineering homologous recombination constructs in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (77), 50346 (2013).
- Brust-Mascher, I., Scholey, J. M. Microinjection techniques for studying mitosis in the Drosophila melanogaster syncytial embryo. Journal of Visualized Experiments. (31), 1382 (2009).
- Catrina, I. E., Bayer, L. V., Omar, O. S., Bratu, D. P. Visualizing and tracking endogenous mRNAs in live Drosophila melanogaster egg chambers. Journal of Visualized Experiments. (148), 58545 (2019).
- Wessel, A. D., Gumalla, M., Grosshans, J., Schmidt, C. F. The mechanical properties of early Drosophila embryos measured by high-speed video microrheology. Biophysical Journal. 108 (8), 1899-1907 (2015).
- Mollinari, C., González, A., Cid-Arregui, A., García-Carrancá, Microinjection and transgenesis. Microinjection and Transgenesis: Strategies and Protocols. , 587-603 (1998).
- Figard, L., Sokac, A. M. Imaging cell shape change in living Drosophila embryos. Journal of Visualized Experiments. (49), 2503 (2011).
- Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2018: P-97 and P-1000 Micropipette Pullers. , (2018).
- Bownes, M. A photographic study of development in the living embryo of Drosophila melanogaster. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 33 (3), 789-801 (1975).
- Powsner, L. The effects of temperature on the durations of the developmental stages of Drosophila melanogaster. Physiological Zoology. 8 (4), 474-520 (1935).
- Hunter, M. V., Willoughby, P. M., Bruce, A. E. E., Fernandez-Gonzalez, R. Oxidative Stress Orchestrates Cell Polarity to Promote Embryonic Wound Healing. Developmental Cell. 47 (3), 377-387 (2018).
