Summary
Este protocolo describe un método para medir la presión y el volumen del ventrículo izquierdo mediante la técnica de conductancia presión-volumen. Este método permite la monitorización continua en tiempo real de los efectos de los fármacos en el corazón.
Abstract
La disminución de la función cardíaca puede tener un impacto negativo en otros órganos. La relación presión-volumen del ventrículo izquierdo se considera un método válido para evaluar la función cardíaca. La monitorización en tiempo real de la función cardíaca es importante para la evaluación de fármacos. En condiciones de tórax cerrado, el transductor en miniatura, que es un componente importante del catéter de presión-volumen, ingresa al ventrículo izquierdo de la rata a través de la arteria carótida derecha. El dispositivo visualiza los cambios en la función cardíaca durante el experimento en forma de un bucle de presión-volumen. El volumen real del ventrículo se calcula alterando la conductividad de la sangre inyectando 50 μL de una solución de cloruro de sodio al 20% en la vena yugular izquierda de la rata. El volumen real de la cavidad ventricular de la rata se calcula midiendo la conductividad de la sangre en un volumen conocido utilizando un catéter de conductancia presión-volumen. Este protocolo permite la observación continua de los efectos de los medicamentos en el corazón y promoverá la justificación para el uso de medicamentos étnicos especializados en enfermedades cardiovasculares.
Introduction
Las enfermedades cardiovasculares tienen la tasa de mortalidad más alta del mundo1. Sus causas incluyen estenosis de la arteria coronaria (isquemia miocárdica), obstrucción de la arteria coronaria (infarto de miocardio) y lesión por isquemia-reperfusión2. Como el corazón está en un ciclo sistólico y diastólico constante, es una de las partes del cuerpo que más energía demanda. Por lo tanto, cuando las arterias coronarias tienen dificultades para mantener suficiente energía y oxígeno, la función cardíaca disminuye inevitablemente, lo que tiene un impacto negativo en otros órganos 3,4. El corazón es una fuente de energía en el sistema circulatorio, y la función cardíaca debe evaluarse racionalmente.
La evaluación de la función cardíaca mediante la presión ventricular y las relaciones de volumen se considera un método integral5. Los cambios en tiempo real en la presión y el volumen ventricular durante todo el ciclo cardíaco conforman el bucle presión-volumen. El bucle presión-volumen ventricular permite el análisis cuantitativo de la función cardíaca y la capacidad de reserva en términos de diferentes fases y energías del ventrículo. El ventrículo normal tiene un volumen telesistólico pequeño con buen trabajo de latido y eficiencia 5,6,7.
La técnica del catéter de conducción presión-volumen es un método invasivo para detectar el estado del ventrículo izquierdo. Se puede utilizar para obtener un bucle continuo de presión-volumen en tiempo real8. Los catéteres de conductividad volumétrica de presión son herramientas poderosas, y los procedimientos de manejo sólidos son esenciales para obtener resultados reproducibles y confiables, incluido el análisis in vivo de la conductividad paralela miocárdica durante la calibración salina y la medición in vitro de la conductividad sanguínea en la calibración de cubetas3.
El ácido ferúlico (FA), un ácido fenólico, está ampliamente distribuido en reinos vegetales como Avena sativa y Ligusticum chuanxiong hort 9,10. El ácido ferúlico tiene efectos farmacológicos de reducción de la presión arterial y la arritmia. El FA es un producto natural bioactivo con múltiples funciones. La AF puede resistir el daño oxidativo, reducir las respuestas inflamatorias, inhibir la agregación plaquetaria y prevenir la enfermedad coronaria y la aterosclerosis11. Sin embargo, la mayoría de los estudios sobre el ácido ferúlico se han centrado en un aspecto del corazón y rara vez se han evaluado los efectos del ácido ferúlico en el sistema circulatorio 12,13,14,15. Aquí describimos un enfoque a tórax cerrado para la anestesia con isoflurano combinada con ketamina (50 mg/kg) con un enfoque en la respuesta cardíaca a la solución de ácido ferúlico durante la inyección en la vena yugular.
Describiremos el procedimiento completo para el uso de la herramienta en condiciones de tórax cerrado, incluida la preparación de la solución, la preparación del transductor, la preparación preexperimental en ratas, la inserción del catéter en la arteria carótida derecha y el análisis de datos. La duración del experimento suele ser inferior a 4 h y viene determinada por los diferentes protocolos experimentales. En un solo experimento, podemos obtener información cardíaca detallada como la presión ventricular izquierda, el volumen y la frecuencia cardíaca.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
El protocolo animal fue revisado y aprobado por el Comité de Ética de Bienestar Animal Experimental de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu (Registro No. 2023-04). Para el presente estudio se utilizaron ratas macho Sprague Dawley (SD) (280 ± 20 g, 8-10 semanas de edad). Las ratas se mantenían en una cámara de animales y eran libres de beber y comer.
1. Preparación de la solución
- Prepare una solución de NaCl al 0,9% que se utilizará para mantener el área de trabajo adecuadamente húmeda.
- Para preparar una solución de NaCl hipertónica al 20%, disolver 2 g de NaCl en 10 ml de agua bidestilada (ddH2O). Para determinar la conductividad paralela del miocardio, es necesario alterar la conductividad del líquido intraventricular.
- Prepare una solución de detergente en polvo al 1% de enzima-activos. Utilícelo al finalizar el experimento, para sumergir el catéter eléctrico presión-volumen en la solución durante 1-2 h.
- Prepare la solución de AG disolviendo 10 mg de ácido ferúlico en 20 ml deddH2O. Filtre la solución a través de una membrana de 0,22 μm. Inyectar a la rata 1 mL/kg de solución de ácido ferúlico.
2. Preparación del sensor
- Sumergir el sensor de presión-volumen en una solución de NaCl al 0,9% a 37 °C durante unos 30-60 minutos antes del inicio del experimento, lo que facilita la estabilidad de los datos experimentales.
- Conecte el aparato experimental. El sistema de medición de bucles presión-volumen consta de un catéter presión-volumen, dos unidades de control, una unidad de registro y un software informático. El módulo de bucle presión-volumen del software proporcionará un procedimiento experimental de referencia.
- Presione el botón Inicio y el software registrará automáticamente los datos de monitoreo del sensor de presión-volumen.
- Utilice el software Miro-Tip Pressure Volume (MPVS) para calibrar la presión y la conductividad.
3. Preparación preexperimental en ratas
- Administrar ketamina (50 mg/kg) y fentanilo (0,25 mg/kg) a las ratas mediante inyección intramuscular5.
- Pellizque los dedos de los pies de las ratas para verificar la profundidad anestésica por ausencia de reflejos. La emoción afecta el estado fisiológico de las ratas y el dolor provoca alteraciones en la función cardíaca16. Use afeitadoras para animales pequeños y cremas depilatorias para eliminar el vello en los sitios quirúrgicos. Use yodóforo y alcohol al 75% para limpiar la piel y mantener la esterilidad.
- Inmovilizar a las ratas completamente anestesiadas en una placa calefactora isotérmica con la parte posterior en contacto con la placa calefactora.
- Inserte una sonda de temperatura recubierta con vaselina en el recto de la rata. Mantenga la temperatura corporal de la rata a 37 °C ± 0,5 ajustando la placa calefactora.
NOTA: Es necesario mantener las vías respiratorias sin obstrucciones durante el experimento.
4. Inserción de catéter en la arteria carótida derecha
- Incidir longitudinalmente en la piel del lado derecho de la línea media del cuello de las ratas. Haga una incisión de 4 cm y separe el músculo y el tejido conectivo con fórceps. La arteria carótida situada en el lado derecho de la tráquea es visible. La arteria carótida derecha de la rata es de color rojo oscuro, fuertemente pulsátil y tiene un nervio vago blanco paralelo a ella.
- Separe la arteria carótida de otros tejidos y nervios con fórceps. Coloque tres líneas quirúrgicas 5-0 debajo de la arteria carótida limpia. Gotee una solución estéril de cloruro de sodio al 0,9% en el área quirúrgica para mantener la humectación de la arteria carótida.
- Corta la piel por encima de la clavícula izquierda y retira el tejido alrededor de la vena yugular. Luego, coloque un hilo quirúrgico 5-0 debajo de la vena yugular izquierda.
- Use clips arteriales para suspender el flujo sanguíneo proximalmente, usando microtijeras para cortar una sección en el vaso donde el flujo sanguíneo se ha detenido. Es normal que aparezca una pequeña cantidad de sangre en el corte transversal de la herida. Si la sangre sale del vaso de forma rápida e intermitente, levante la vía quirúrgica proximal y vuelva a aplicar la pinza arterial.
- Inserte el catéter desde la sección transversal a lo largo de la arteria carótida profundamente en el ventrículo izquierdo. Asegúrese de que el valor más bajo de presión sistólica después de ingresar al ventrículo izquierdo esté cerca de 0 mmHg.
- Para obtener una relación presión-volumen razonable, ajuste ligeramente el catéter presión-volumen en la cámara ventricular. Para evitar la pérdida masiva de sangre y que el catéter cambie de posición debido a los latidos del corazón, ligar el extremo proximal de la línea quirúrgica.
NOTA: La temperatura corporal, el nivel de anestesia, la señal de presión y la señal de conductancia de la rata deben permanecer estables durante este proceso. Las vías respiratorias de la rata deben mantenerse abiertas.
5. Inyección de fármacos y calibración de conductividad
- Mantener la posición del catéter de volumen de presión en la cámara ventricular, después de que los datos se estabilicen, ligar la línea quirúrgica distal a la vena yugular ligada e inyectar lentamente hasta 1 mL/kg de solución de ácido ferúlico. Observe durante 5-10 min.
- Inyectar 50 μL de solución de NaCl al 20% de la vena yugular izquierda para eliminar la conductancia paralela generada por el miocardio. El rango de volumen de la conductancia paralela fue de aproximadamente 130-280 μL5. Repita esto 3 veces en un intervalo de 2 min.
- Después de la prueba de presión ventricular y volumen en ratas, extraiga sangre de la aorta abdominal de la rata con una aguja de extracción de sangre. Coloque la sangre recolectada en un tubo de recolección de heparina de sodio e invierta hacia arriba y hacia abajo 2 veces para evitar la coagulación de la sangre. Sacrificar a las ratas experimentales inyectando 120 mg/kg de pentobarbital sódico a través de la vena yugular izquierda.
- Realice la conversión de la conductancia medida al volumen sanguíneo real utilizando tubos de calibración del volumen de rata. Coloque sangre mezclada con heparina sódica, secuencialmente, en los orificios del tubo de calibración, y el catéter detecta los valores de conductancia de la sangre en los diferentes orificios y los registra en el módulo de monitorización presión-volumen.
6. Análisis de datos
- Al agregar el valor de conductividad medido de un volumen conocido de sangre a la ubicación especificada, el software traza automáticamente la curva y extrapola la conductividad de la sangre. Utilice al menos tres conjuntos de valores de conductividad sanguínea para deducir la conductividad sanguínea de la rata sometida a prueba. La conductividad sanguínea es individualizada. Para cada rata sometida a la prueba, realice este procedimiento individualmente.
- Calibración hipertónica: Al agregar los datos obtenidos de tres inyecciones de solución salina hipertónica a una ubicación específica, el software calcula promedios de conductancia paralela y calibra automáticamente los datos experimentales.
- Utilice regiones con valores estables de presión arterial y conductancia para analizar la función ventricular izquierda de ratas.
- Haga clic en Analizar y el software calculará automáticamente una variedad de parámetros basados en el área seleccionada, incluyendo FE (fracciones de eyección del ventrículo izquierdo), SW (trabajo de carrera) y CO (gasto cardíaco), etc.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Cada prueba (n = 3) se basó en la entrada de un catéter de conductividad presión-volumen en el ventrículo izquierdo. Hay cambios significativos en la señal, como un marcado aumento en el rango de presión, a medida que el catéter ingresa al ventrículo izquierdo desde la arteria carótida (Figura 1). El análisis gráfico de la relación presión-volumen se completa trazando el volumen (μL) en el eje Y y la presión (mmHg) en el eje X. La presión del ventrículo izquierdo de la rata estaba dentro de 10-105 mmHg, y los valores de conductancia del volumen estaban dentro de 65-115 μL.
El ciclo cardíaco completo está formado por el bucle presión-volumen en sentido contrario a las agujas del reloj (Figura 2). Se observaron cambios significativos en la función cardíaca en ratas después de que se les administró ácido ferúlico (Figura 3). La presión del ventrículo izquierdo de la rata estaba dentro de 0-85 mmHg y los valores de conductancia del volumen estaban dentro de 30-100 μL.
Como se muestra en la Figura 4, se producen cambios en el bucle presión-volumen del ventrículo izquierdo cuando se inyecta solución salina hipertónica en la vena yugular de ratas. Debido a la medición directa de las señales de presión y conductividad dentro de la cavidad ventricular, la inyección de solución salina hipertónica a través de la vena yugular izquierda puede provocar un aumento de los valores de conductividad. La interferencia del miocardio puede eliminarse tomando múltiples mediciones de los cambios en los valores de conductividad.
Se utilizó la conductancia volumétrica de presión para la calibración de la cubeta (Figura 5). Esto es para convertir los valores de conductancia medidos en volumétricos.
Figura 1: Diferentes asas de presión-volumen en la arteria carótida y el ventrículo creadas por catéteres de conductividad presión-volumen. (A) Existen diferencias significativas en la presión y la conductividad entre las arterias y los ventrículos. (B) La inserción de un sensor en miniatura en el ventrículo puede formar un bucle de presión-volumen. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Bucle presión-volumen. El bucle presión-volumen incluye cuatro fases: diástole, contracción isovolumétrica, sístole y relajación isovolumétrica. El área del bucle presión-volumen representa el trabajo generado por una contracción cardíaca. Al restar el volumen telesistólico (VSG) del volumen telediastólico (VDE) se obtiene el gasto ventricular. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: La función ventricular izquierda se ve afectada en ratas después de la inyección de la solución de ácido ferúlico. (A) Afectación del asa presión-volumen del ventrículo izquierdo. (B) La fracción de eyección (FE) representa el porcentaje del volumen sistólico en relación con el volumen telediastólico del ventrículo: cambio en la fracción de eyección del ventrículo izquierdo con el recuento de latidos cardíacos. (C) El volumen telesistólico del ventrículo izquierdo varía con el aumento del número de latidos cardíacos. (D) La relación presión-volumen telediastólico del ventrículo izquierdo cambia constantemente con un aumento de la frecuencia cardíaca. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Cambios de presión y conductancia en el ventrículo izquierdo de ratas después de inyectar una solución de NaCl al 20% en la vena. (A) Datos analizados en los que se ha alterado la conductividad. (B) El anillo de volumen de presión se desplaza hacia la derecha debido al aumento de la conductividad. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Los catéteres de conductancia presión-volumen se utilizan para medir la conductancia de un volumen conocido de cubeta llena de sangre de rata. (A) Conductividad de diferentes volúmenes. (B) Buena correlación de la conductividad medida por catéteres de conductividad presión-volumen. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Es esencial adoptar una estrategia de dosificación racional para los diferentes estados de la función cardíaca. La técnica del catéter de conductancia presión-volumen es la forma más intuitiva de estudiar la función ventricular izquierda5. Este método permite estudiar los efectos de los fármacos sobre la función cardíaca desde una perspectiva integral. Describimos en detalle las distintas etapas del experimento. Esto proporcionará cierta facilidad para el estudio de la función cardíaca.
La técnica del catéter de conductividad presión-volumen es el método más completo y riguroso. Se puede obtener información sobre hasta 30 indicadores en un solo experimento, incluyendo valores absolutos (presión y volumen) y valores relativos (FE), e incluso alguna información sobre el metabolismo de los fármacos.
La temperatura corporal de las ratas se mantuvo en 37 °C ± 0,5 durante todo el procedimiento experimental5. La pérdida de sangre de las ratas debe minimizarse durante el experimento5. El volumen sanguíneo de la rata debe anotarse durante el experimento17.
La tecnología de catéter de conducción presión-volumen permite la detección en tiempo real del estado de los ventrículos18. Esta tecnología puede ser muy útil para estudiar el efecto de un solo fármaco o una combinación de fármacos en el corazón. El catéter de conductancia medirá directamente la presión y la conductancia del ventrículo izquierdo. Esto está estrechamente relacionado con la temperatura corporal y el grado de anestesia de la rata sometida a prueba. En este experimento, después de la inyección de la solución de ácido ferúlico, los cambios en la función ventricular izquierda se demostraron claramente por el bucle presión-volumen, incluida una disminución de la presión telesistólica y del volumen telesistólico (Figura 2A). La fracción de eyección del ventrículo izquierdo de las ratas se incrementó significativamente, con un valor máximo del 89,87% (Figura 2B). La presión telesistólica del ventrículo izquierdo en ratas se redujo significativamente, con un valor mínimo de 55,44 μL. Esto es consistente con el efecto farmacológico del ácido ferúlico en la reducción de la presión arterial, como se informó anteriormente11.
Ciertos compuestos naturales que se encuentran en los alimentos y las plantas medicinales pueden contribuir a mantener la salud. El ácido ferúlico es un compuesto fenólico ampliamente presente en plantas, incluidas Ligusticum chuanxiong y Angelica sinensis19, que son ingredientes activos importantes en varias medicinas tradicionales chinas. La investigación actual ha reportado que el ácido ferúlico posee múltiples actividades biológicas, incluyendo efectos antiinflamatorios, antifibróticos y antiapoptóticos11. Es necesario estudiar el impacto de este producto natural fácilmente disponible a través de los alimentos sobre la función cardíaca en el sistema circulatorio, aunque las investigaciones han indicado sus efectos positivos sobre la estructura morfológica cardíaca12,20.
El catéter presión-volumen se puede colocar en la cámara ventricular del animal de experimentación para obtener presión ventricular y conductancia directamente. La calibración salina y la calibración de cubetas se utilizan para obtener volúmenes ventriculares reales. Este experimento permite obtener un bucle continuo de presión-volumen, que reflejará visualmente los cambios en la función ventricular. Existen dos métodos para acceder a la cámara ventricular con el catéter de volumen de presión, que incluyen la afección de tórax abierto y la afección de tórax cerrado. En la condición de tórax abierto, es más fácil controlar la posición del catéter de volumen de presión en la cavidad ventricular. La medición de la función ventricular en condiciones de tórax cerrado no requiere respiración asistida del animal, es menos dañina para el animal y tiene una mayor tasa de éxito. Además, se observa el asa de volumen de presión en condiciones de tórax cerrado para determinar si el catéter de volumen de presión está en la cavidad ventricular. Si este catéter es comprimido por el miocardio, el asa de volumen de presión mostrará un pico anormal.
El corazón es un órgano vital que bombea sangre por todo el cuerpo. Se necesita un enfoque más racional para evaluar la función cardíaca, incluyendo el antes y después de las cargas, así como el estado del propio corazón21. Los bucles presión-volumen se utilizan para describir los cambios en la presión y el volumen de la cámara ventricular central a lo largo de todo el ciclo cardíaco en tiempo real. Este protocolo describe un método completo para medir la función ventricular izquierda con sensores en miniatura. El cambio del modelo de microsensor en el protocolo experimental permite medir la función cardíaca en diferentes animales, como cerdos, ratones, etc. 4,8,22. El uso de catéteres de conductancia presión-volumen permite observar en tiempo real los efectos de los fármacos sobre la presión y el volumen del ventrículo izquierdo, así como el impacto global sobre el sistema circulatorio del sujeto experimental. Esta técnica ayuda a minimizar los posibles efectos negativos de los medicamentos en el corazón.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores declaran que la investigación se llevó a cabo en ausencia de relaciones comerciales o financieras que pudieran interpretarse como un posible conflicto de intereses.
Acknowledgments
Este trabajo contó con el apoyo del Proyecto Principal de Investigación y Desarrollo de la Provincia de Sichuan (2022YFS043) y el Proyecto Especial de Avance de Talento (QJJJ2022029) de la Fundación Juvenil de Medicina Tradicional China de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL syringe | Sartorius AG, Germany | - | |
| Animal temperature maintainer | Rayward Life Technology Co., Ltd | 69020 | |
| Dual Bio Amp | Millar, Inc., USA | DA-100 | |
| Enzyme-Active Powdered Detergent | Alconox Inc., USA | 1104 | |
| Ferulic acid | Macklin Biochemical Co., Ltd,Shanghai, China | F900027 | |
| Mikro-Tip Catheter Transducers, SPR-838NR | Millar, Inc., USA | SPR-838NR | |
| Millar Miro-Tip Pressure Volume (MPVS) Ultra | Millar, Inc., USA | SPR-869 | |
| Pet electric clippers | Jinyun County New Concept Home Supplies Co., Ltd. | - | |
| Power Lab 8 / 35 | Millar, Inc., USA | PL3508 | |
| Sodium Chloride, NaCl | Kelong Chemical Reagent, Chengdu, China | KX829463 | |
| Veet hair removal cream | Shanghai Songqi E-commerce Co., Ltd. | 3226470 |
References
- Zaman, R., Epelman, S. Resident cardiac macrophages: Heterogeneity and function in health and disease. Immunity. 55 (9), 1549-1563 (2022).
- Schefold, J. C., Filippatos, G., Hasenfuss, G., Anker, S. D., von Haehling, S. Heart failure and kidney dysfunction: epidemiology, mechanisms and management. Nat Rev Nephrol. 12 (10), 610-623 (2016).
- Medert, R., Bacmeister, L., Segin, S., Freichel, M., Camacho Londoño, J. E. Cardiac response to β-adrenergic stimulation determined by pressure-volume loop analysis. J Vis Exp. (171), e62057 (2021).
- Hieda, M., Goto, Y. Cardiac mechanoenergetics in patients with acute myocardial infarction: From pressure-volume loop diagram related to cardiac oxygen consumption. Heart Fail Clin. 16 (3), 255-269 (2020).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Ziegler, T., Laugwitz, K. L., Kupatt, C. Left ventricular pressure volume loop measurements using conductance catheters to assess myocardial function in mice. Methods Mol Biol. 2158, 33-41 (2021).
- Rosch, S., et al. Characteristics of heart failure with preserved ejection fraction across the range of left ventricular ejection fraction. Circulation. 146 (7), 506-518 (2022).
- Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
- Alaerts, G., et al. Exploratory analysis of chromatographic fingerprints to distinguish rhizoma Chuanxiong and rhizoma Ligustici. J Chromatogr A. 1217 (49), 7706-7716 (2010).
- Serreli, G., et al. Ferulic acid derivatives and Avenanthramides modulate endothelial function through maintenance of nitric oxide balance in HUVEC cells. Nutrients. 13 (6), 2026 (2021).
- Li, D., et al. Ferulic acid: A review of its pharmacology, pharmacokinetics and derivatives. Life Sci. 284, 119921 (2021).
- Monceaux, K., et al. Ferulic acid, Pterostilbene, and Tyrosol protect the heart from ER-stress-induced injury by activating SIRT1-dependent deacetylation of eIF2α. Int J Mol Sci. 23 (12), 6628 (2022).
- Liu, Z., et al. N-terminal truncated peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator-1α alleviates phenylephrine-induced mitochondrial dysfunction and decreases lipid droplet accumulation in neonatal rat cardiomyocytes. Mol Med Rep. 18 (2), 2142-2152 (2018).
- Sun, Y., et al. Shuangxinfang prevents S100A9-induced macrophage/microglial inflammation to improve cardiac function and depression-like behavior in rats after acute myocardial infarction. Front Pharmacol. 13, 832590 (2022).
- Panneerselvam, L., et al. Ferulic acid attenuates arsenic-induced cardiotoxicity in rats. Biotechnol Appl Biochem. 67 (2), 186-195 (2020).
- Hsueh, B., et al. Cardiogenic control of affective behavioural state. Nature. 615 (7951), 292-299 (2023).
- Townsend, D. Measuring pressure volume loops in the mouse. J Vis Exp. (111), e53810 (2016).
- Bastos, M. B., et al. Invasive left ventricle pressure-volume analysis: overview and practical clinical implications. Eur Heart J. 41 (12), 1286-1297 (2020).
- Wang, L. Y., et al. Effects of ferulic acid on antioxidant activity in Angelicae Sinensis Radix, Chuanxiong Rhizoma, and their combination. Chin J Nat Med. 13 (6), 401-408 (2015).
- Liu, Z., et al. Ferulic acid increases intestinal Lactobacillus and improves cardiac function in TAC mice. Biomed Pharmacother. 120, 109482 (2019).
- Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
- Dam Lyhne, M., et al. Effects of mechanical ventilation versus apnea on bi-ventricular pressure-volume loop recording. Physiol Res. 71 (1), 103-111 (2022).
