Summary
يتم التحقيق في الخلايا الجذعية باستمرار كعلاجات محتملة للأفراد الذين يعانون من تلف عضلة القلب ، ومع ذلك ، يمكن أن يؤثر انخفاض قدرتها على البقاء والاحتفاظ داخل الأنسجة المصابة على فعاليتها على المدى الطويل. في هذه المخطوطة، نُصف طريقة بديلة لتوصيل الخلايا الجذعية في نموذج من اِصابة إعادة ضخ الإقفار.
Abstract
هناك اهتمام كبير في استخدام الخلايا الجذعية (SCs) لاستعادة وظيفة القلب في الأفراد الذين يعانون من إصابات عضلة القلب. الأكثر شيوعا، تتم دراسة العلاج بالخلايا الجذعية القلبية عن طريق تقديم SCs بالتزامن مع تحريض إصابة عضلة القلب. ومع ذلك، فإن هذا النهج يمثل قيدين هامين: قد تؤثر البيئة الإقفارية المعادية المبكرة للالتهابات على بقاء الـ SCs المزروعة، ولا تمثل سيناريو احتشاء تحت الحاد حيث من المرجح أن يتم استخدام SCs. هنا نحن وصف سلسلة من جزأين من العمليات الجراحية لاستقراء إصابة الإقفاريات reperfusion والولادة من الخلايا الجذعية mesenchymal (MSCs). قد تسمح هذه الطريقة من إدارة الخلايا الجذعية لقابلية البقاء الأطول والاستبقاء حول الأنسجة التالفة من خلال التحايل على الاستجابة المناعية الأولية. تم حث نموذج من إصابة إعادة ضخ الإقفاري في الفئران يرافقها تسليم الخلايا الجذعية mesenchymal (3.0 × 105) ، والتعبير بشكل ثابت عن المراسل الجيني firefly luciferase تحت المروج CMV أعرب عن المكونة ، داخل الرحمية 7 أيام في وقت لاحق. تم تصوير الحيوانات عن طريق الموجات فوق الصوتية والتصوير بالإنارة الحيوية لتأكيد الإصابة وحقن الخلايا ، على التوالي. الأهم من ذلك، لم يكن هناك أي معدل مضاعفات إضافية عند تنفيذ هذا النهج الإجراءين للتسليم SC. هذه الطريقة من إدارة الخلايا الجذعية، مجتمعة مع استخدام الدولة من بين أحدث الجينات مراسل، قد تسمح لدراسة في الجسم الحي من صلاحية والاحتفاظ SCs زرع في حالة من نقص التروية المزمنة ينظر عادة سريريا، في حين يتحايل أيضا على الاستجابة الأولية الموالية للالتهابات. باختصار، وضعنا بروتوكولاً لتأخر وصول الخلايا الجذعية إلى عضلة القلب، والذي يمكن استخدامه كنهج جديد محتمل في تعزيز تجديد الأنسجة التالفة.
Introduction
ولا تزال أمراض القلب والأوعية الدموية هي السبب الأكثر شيوعاً في معدلات الاعتلال والوفيات في جميع أنحاء العالم. وقد وجد أن الأحداث الإقفاري القلبية الضارة إلى الوظيفة العامة للقلب والخلايا المحيطة1. فقط ̴0.45-1.0% من عضلة القلب سوف تتجدد كل عام بعد حدوث تلف عضلة القلب2. على الرغم من الطلب المتزايد والتركيز المتأصل على تطوير العلاجات، العلاجات المساعدة في تجديد الأنسجة المصابة كان من الصعب إنشاء ولا تزال تتطلب المزيد من التحسين3,4,5. وقد أدخلت علاجات الخلايا الجذعية كمسار بديل لتجديد الأنسجة التالفة بعد حدوث حدث نقص التروية; ومع ذلك، تم الطعن في تقدم هذه العلاجات من خلال البقاء على قيد الحياة والاحتفاظ بالخلايا إلى منطقة المصابة6.
يمكن وصف البيئة الدقيقة للقلب بعد حدوث نقص في التروية بأنه نقص في الأكسجة، ومناصر للأكسدة، ومناصر للالتهابات، وتقديم ظروف عدائية للخلايا الجذعية العلاجية للتكيف مع البقاء على قيد الحياة7،8. كما يتم تشغيل استجابة مناعية بعد الإصابة، اللمفاويات الساذجة، الضامة، العدلات والخلايا الصاري محاولة لإصلاح الضرر عن طريق إزالة الخلايا المحتضرة والتضمين عملية لإعادة عرض الأنسجة9،10،11. في غضون الأيام 3 الأولى بعد نقص التروية، والتهاب في ذروته مع الافراج عن السيتوكينات الموالية للالتهابات مع أعداد كبيرة من العدلات ومحاديات في المنطقة10،12. بعد 7 أيام، وقد هدأت الكثير من الالتهاب والانتقال إلى الخلايا التعويضية يبدأ، والاستمرار حتى اكتمال سلسلة إعادة عرض، ما يقرب من 14 يوما في الفئران13. طريقتنا الجراحية هي نهج بديل محتمل لإدخال البيولوجيات في عضلة القلب لتجاوز ذروة الاستجابة المناعية الفطرية بعد إصابة إعادة حقن الإقفاري. وفي الوقت نفسه، فإنه سيسمح لدراسة أي علاجات في حالة نقص التروية/نقص التروية المزمن حيث قد يكون هناك متغيرات مختلفة للنظر بالمقارنة مع احتشاء عضلة القلب الحاد.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
وأجريت التجارب على فئران أنثى C57BL/6، وعمرها 10-12 أسبوعاً، و20-25 غرام من وزن الجسم. امتثلت جميع الإجراءات المتعلقة بالحيوان للمعايير الواردة في دليل رعاية واستخدام الحيوانات المختبرية (معهد الثروة الحيوانية المختبرية، الأكاديمية الوطنية للعلوم، بيثيسدا، MD، الولايات المتحدة الأمريكية) وتمت الموافقة عليها من قبل كلية الطب في Mayo Clinic (مايو كلينك) لجنة الرعاية الطبية الحيوانية المؤسسية (IACUC).
1. التحضير والنوبات
- أوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية قبل الجراحة. إذا كانت العمليات الجراحية المتعددة التي يتعين إجراؤها في جلسة واحدة، تنظيف الأدوات بعد كل وإعادة تعقيم باستخدام معقمة حبة ساخنة.
- تخدير الفئران مع 3.5-4٪ isoflurane في 1 L / min O2 في غرفة التعريفي.
- إدارة Buprenorphine SR 1 ملغ / كغ (مسكن) تحت الجلد، وزن الحيوان، وإدخال الوزن في جهاز التنفس الصناعي.
- يحلق الجانب الأيسر من الصدر من القص إلى مستوى الكتف وتطبيق كريم إزالة الشعر لإزالة الفراء الزائد.
- بالنسبة لإجراء إعادة ضخ الإقفاري بـ ISCHEMIA، حافظ على الضغط الموجب لنهاية الإنهاء (PEEP) على جهاز التنفس الصناعي عند 2 سمH2O. للحقن المتأخر من إجراء الخلايا تغيير دعوى إلى 3 سمH2O لمنع انهيار الرئة.
- Intubate الحيوان باستخدام أنبوب endotracheal 20 غ، ونقل إلى وسادة التدفئة التي تسيطر عليها للحفاظ على درجة حرارة الجسم من 35-37 درجة مئوية.
- ضع الماوس على جهاز التنفس الصناعي في إعادة شغل الطرف الجانبي مع نهاية الجمجمة على اليسار ونهاية الcaudal على اليمين.
- الحفاظ على التخدير في 2-2.5٪ ايزوفلوران في 1 L / دقيقة O2 لبقية العملية.
- فرك منطقة جراحية بالتناوب بين بوديوني اليود والكحول مسحات ثلاث مرات وتطبيق مرهم العيون على كلتا العينين.
2. إصابة الإستريميا reperfusion
- باستخدام مشرط #10 شفرة جعل شق عمودي 2.5 مم إلى يمين الحلمة في أقصى اليسار في مجال الرؤية.
- باستخدام مقص قطع من خلال طبقات العضلات السطحية حتى العضلات الوربية والضلوع مرئية.
- أثناء رفع الأضلاع والأنسجة المحيطة ، تقطع من خلال الفضاء الوربي بين الأضلاع الرابعة والضلع الخامس ، ثم أدخل مُعَاو الجفن في المساحة المفتوحة.
- سحب الميوارديوم باستخدام ملقط منحني، تحريك الرئة صعودا والخروج من العرض.
- تصور الشريان LAD و, باستخدام خياطة النايلون 9-0, تمر من خلال عضلة القلب تحت الشريان 2.5 مم من بعد إلى auricle اليسار وربط عقدة مربعة فضفاضة.
- قطع 1 سم من أنابيب البولي إيثيلين ووضعها داخل عقدة فضفاضة.
- تأمين خياطة حول أنابيب، تأكيد نقص التروية، ثم الافراج بعد 35 دقيقة.
ملاحظة: تأكيد نقص التروية عن طريق شحوب وعدم انتظام ضربات القلب البطيني. - بعد الإفراج عن الربط وإزالة الأنابيب، انتظر لمدة 5 دقائق لتأكيد إعادة ضخ عضلة القلب.
- ضع أنبوب قسطرة 24 G I.V. في تجويف الصدر مسافة واحدة بينية إلى يمين الفتحة.
- أغلق الشق الوربي مع خياطة قابلة للامتصاص 6-0 في نمط متقطع بسيط.
- أغلق طبقة العضلات مع خياطة قابلة للامتصاص 6-0 في نمط خياطة مستمر.
- بعد إغلاق طبقة العضلات السطحية، وإزالة أنبوب الصدر في حين سحب الهواء من تجويف الصدر باستخدام حقنة 1 مل درنة درنة.
- إغلاق شق الجلد مع خياطة 6-0 absorbable في نمط فراش أفقي مستمر
ملاحظة: يمكن أيضاً استخدام خياطة النايلون ونمط خياطة متقطع لطبقة الجلد. - إدارة 1.5 مل من الحارة المالحة تحت الجلد وتطبيق مرهم ثلاثي المضادات الحيوية على موقع شق لمنع العدوى.
- إيقاف ايزوفلوران والسماح للحيوان بالتنفس من خلال جهاز التنفس الصناعي على 100٪ O2 حتى يتمكن من التنفس بشكل مستمر دون مساعدة.
- نقل الماوس إلى قفص الفراش خالية من الفراش أو قفص مع الفراش المغطاة (منشفة ورقية أو الستائر) على وسادة دافئة مع درجة حرارة 35-37 درجة مئوية حتى تعافى تماما.
3. ماوس mesenchymal تسليم الخلايا الجذعية
ملاحظة: سلالة الفئران المستخدمة في هذا الإجراء هي خط أصيل وتعتبر متطابقة وراثيا. تم الحصول على الخلايا الجذعية mesenchymal من الحيوانات من نفس السلالة، وعن طريق تصميم البروتوكول، لم يتم تحريض كبت المناعة1.
- أكمل خطوات التحضير والنوبات كما تم من قبل لإجراء أول.
- إزالة خياطة من طبقة الجلد باستخدام مقص والملقط.
- مع مشرط #10، قم بعمل شق في نفس مكان الجراحة السابقة.
- الاستمرار في استخدام مشرط لقطع من خلال ندبا حتى خياطة طبقة العضلات مرئية
- باستخدام مقص والملقط إزالة خياطة وقطع طبقة العضلات مفتوحة.
- تصور وإزالة الغرز عقد الأضلاع معا ومواصلة قطع من خلال العضلات الوربية من شق السابقة.
ملاحظة: قد تكون الرئتين قد التزمت بجدار الصدر، إذا حدث ذلك، استخدم ملقطًا حادًا أو منحنيًا لفصلها بعناية وإطلاقها. - ضع مُناسِّر الجفن في الفضاء الوربي وحدد مكان منطقة الربط السابق.
- تحميل الخلايا الجذعية mesenchymal (3.0 × 105) ، علقت في 20 ميكرولتر PBS ، في حقنة الأنسولين 30 G ، ثني الإبرة قليلا حسب الحاجة للزاوية المناسبة لحقن.
ملاحظة: تم عزل الخلايا الجذعية الماسية (MSCs) من الأنسجة الدهنية للفئران C56BL/6 التي يبلغ عمرها 4-6 أسابيع. تم نقل خلايا المرور المبكر (p3) مع ناقل يعبر عن جين اليراعات luciferase تحت المروج CMV للسماح في مراقبة صلاحية الخلية الحية. وقد تميزت الدهنية مشتقة الماوس MSC من تدفق القياسات الخلية وكانت الخلايا إيجابية لD44، CD29، CD90 وD105 ولكن سلبية لعلامة الدم CD4514. قبل الحقن، كانت MSCs مثقفة لممر واحد على الأقل لتجنب فقدان الخلايا من عملية الذوبان. - تتحرك في الاتجاه من القمة نحو قاعدة القلب إدراج الحقنة في المنطقة ما حولها حتى فتح إبرة تماما داخل عضلة القلب.
- مرة واحدة داخل حقن ببطء الخلايا في عضلة القلب، والانتظار 3 s، ثم إزالة الإبرة.
- مراقبة القلب عن كثب لمدة 3 دقائق للتأكد من عدم وجود ردود فعل غير طبيعية للخلايا مثل الرجفان البطيني.
- ضع أنبوب قسطرة 24 G IV في تجويف الصدر مسافة نتركوسية واحدة إلى يمين الفتحة.
- أغلق الطبقات الوربية والعضلات والجلد وأزل أنبوب الصدر بنفس طريقة الإجراء الأول.
- إدارة 1.5 مل من الحارة المالحة تحت الجلد وتطبيق مرهم ثلاثي المضادات الحيوية على موقع شق لمنع العدوى.
- إيقاف ايزوفلوران والسماح للحيوانات للتنفس من خلال جهاز التنفس الصناعي على 100٪ O2 حتى يتمكن من التنفس بشكل مستمر دون مساعدة.
- نقل الماوس إلى قفص الفراش خالية من الفراش أو قفص مع الفراش المغطاة (منشفة ورقية أو الستائر) على وسادة دافئة مع درجة حرارة 35-37 درجة مئوية حتى تعافى تماما.
4- الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية باتباع كلا الإجراءين
- مراقبة الحيوان بشكل مستمر حتى يتم تأسيس التنفس العفوي، و إعادة شغل القص والحركة الطبيعية.
- مواصلة الملاحظة كل 15-30 دقيقة لمدة 3 ساعات على الأقل في يوم الجراحة.
- تحقق من الفئران للتأكد من عدم الوهن أو الألم غير الطبيعي مرة واحدة يوميًا لمدة 5 أيام ، ثم مرتين إلى 3 مرات أسبوعيًا.
- إذا كان الحيوان يظهر علامات الألم (أي تقوس الظهر، والحد الأدنى من الحركة، grimacing، أو الفراء scruffy) بعد 72 ساعة بعد العملية، وتوفير جرعة إضافية من Buprenorphine ريال مسكن.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
تم تحريض إصابة إعادة ضخ الإسترشيا في الفئران في اليوم 0 ، تليها مخطط صدى القلب بعد الجراحة وتخطيط كهربية القلب في اليوم السابق لزرع الخلايا الجذعية. وأكد الموجات فوق الصوتية وتحليل تخطيط القلب احتشاء وانخفاض وظيفة الانقباض البطين(الشكل 1A-D). وتبين من مواصلة فحص البيانات أن كسر القذف وتقصير الكسور قد انخفضا في الفئران التي تلقت إصابة إقفاري، في حين زادت أحجام الانبساطي الانقباضي والانقباضي(الجدول 1). بالمقارنة مع قلب الفأر العادي (الشكل 2A، الملون ماسون Trichrome من الأنسجة عضلة القلب 7 أيام بعد الإصابة (الشكل 2B) أظهرت زيادة ترسب الكولاجين وترقق الجدار البطيني الأيسر. تم إجراء الإجراء الثاني بعد 7 أيام من الإصابة؛ أعطيت الفئران حقن داخل القلب من الخلايا الجذعية mesenchymal (3.0 × 105 في 20 ميكرولتر PBS) معربا بشكل ثابت عن مراسل الجينات firefly لوسيفراز تحت المروج CMV أعرب عن تأسيسية. في التصوير الإنارة الحيوية في الجسم الحي (BLI) لهذه الفئران تم الانتهاء من اليوم التالي لزرع الخلايا الجذعية لتأكيد الحقن الناجح. وتتمثل عملية التسليم الناجحة لـ MSCs في إشارة BLI، مقارنة بالفئران التي تسببت في إصابة إعادة ضخ الإقفار الإقفاري ولكنها لم تتلقّى MSCs(الأرقام 3A، B). وكان هذا الإجراء التدخلي المزدوج معدل استنزاف قدره 22 في المائة، على غرار المعدل الملاحظ في الحيوانات التي تلقت الـ MSCs في السيناريو الحاد.
الشكل 1: تصوير الفئران وظيفة القلب. يظهر تحليل الموجات فوق الصوتية للماوس عند خط الأساس(A)انكماشًا موحدًا لعضية القلب البطين الأيسر مقارنة بالماوس بعد إصابة إعادة ضخ الإقفاري (B)، مما يظهر انخفاض حركة البطين. بالمقارنة مع تخطيط القلب الأساسي للماوس العادي (C) ، هناك تحولات كبيرة في الجزء ST من الماوس مع إصابة إعادة ضخ الإستركيمية (D) ، مما يشير إلى انخفاض في وظيفة البطين. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| EF% | خ م% | EDV (μl) | ESV (ميكرولتر) | SV (ميكرولتر) | |
| الاساس | 74.19 ± 1.2 | 44.67± 2 | 23.8 ± 3.6 | 6.14 ± 0.98 | 17.68 ± 2.7 |
| ما بعد الأشعة تحت الحمراء | 43.9 ± 3.8 | 30.65 ± 3.8 | 33.88 ± 4.4 | 18.11 ± 1.4 | 15.74 ± 3.2 |
الجدول 1: تحليل تخطيط صدى القلب. يتم التعبير عن المتغيرات على أنها متوسط ± خطأ قياسي من الوسط. EF: كسور القذف، FS: كسور تقصير، EDV: نهاية-حجم الانبساطي، ESV: نهاية-حجم الانقباضي، SV: حجم السكتة الدماغية.
الشكل 2: التلطيخ النسيجي للأنسجة في أنسجة القلب. ماسون في تلطيخ ثلاثية من عضلة القلب في الماوس العادي (A) يظهر أي إصابة في أنسجة القلب ، في حين أن الماوس مع إصابة إعادة ضخ الإستركيمية (B)يظهر زيادة ترسب الكولاجين والترقق في عضلة القلب من البطين الأيسر ، مما يدعم تحديد احتشاء ناجح. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: التصوير في الإنارة الحيوية في الجسم الحي. الماوس مع إصابة إعادة ضخ الإقفار التي لم تتلق حقن داخل القلب من الخلايا الجذعية أظهرت أي إشارة الإنارة الحيوية(A). الماوس مع إصابة إعادة حقن الإقفاريين التي تلقت تأخر حقن الخلايا الجذعية mesenchymal (CMV-FLUC) أظهرت كمية كبيرة من إشارة (B). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
أكثر من 85 مليون شخص في جميع أنحاء العالم يعانون من أمراض القلب والأوعية الدموية3. ارتفاع انتشار هذه الأحداث الإقفارية يبرر المزيد من التطوير والتوسع في العلاجات البديلة لتعزيز تجديد الأنسجة التالفة. تستخدم الطرق التقليدية إجراء إعادة ضخ الإقفار الإقفاري في بيئة حادة مع الإدارة اللاحقة للعلاجات1. ردود الفعل الالتهابية هي في ذروتها بين 3-4 أيام بعد حدوث حدث إقفاري القلب, مع تسلل العدلات, الضامة, وزيادة السيتوكين إشارات10,12. بعد هذه الفترة من إزالة الخلية الميتة، والاستجابة المناعية الأولية يبدأ في تهدأ والانتقال نحو إعادة عرض مراحل13. وعلاوة على ذلك، من المهم أن يتم التحقيق في العلاجات ضمن نفس السيناريو كما هو معروض في الإعداد السريري. في هذه المخطوطة، نعرض النتائج التمثيلية التي تم الحصول عليها من الفئران الإقفارية لإثبات جدوى وسلامة الإجراء الجراحي المزدوج، مع تأخر الحقن من MSCs. ونحن نعتقد أن هذا النهج يمكن أن تستخدم ليس فقط لنماذج الحيوانات نقص تروية عضلة القلب، ولكن أيضا لنماذج الحيوانات من المرض حيث التهاب قد تلعب دورا حاسما، وتغيير نجاح الاستراتيجيات العلاجية التي تنطوي على البيولوجيا، مثل الخلايا أو العلاجات المخدرات.
لذلك، في هذه المخطوطة، نحن وصف طريقة جراحية لإيصال الخلايا الجذعية في احتشاء تحت الحاد، بعد 7-10 أيام من إحداث إصابة إعادة حقن الإقفار في الفئران. هذه التقنية ستكون مفيدة في دراسة صلاحية الخلايا الجذعية والأحياء فيما يتعلق بمراحل مختلفة من الاستجابة المناعية وفي المرحلة دون الحادة /المزمنة من عملية مرض الإقفاري. نماذج مورين هي مواضيع مثالية لهذه الطريقة من الدراسة من حيث إعادة التكاثر والراحة، ومع ذلك، فإنها قد تحمل بعض العيوب. حجم الحيوان يبرر درجة معينة من المهارة الجراحية على الرغم من أن هذه الإجراءات يمكن أن تكتمل بنجاح مع الممارسة.
من أجل تنفيذ الإجراءات الواردة في هذه المخطوطة، من المهم ملاحظة بعض الخطوات والملاحظات الأساسية لنجاح إنجاز هذه العمليات الجراحية. خطوة حاسمة من الإجراء الأول هو ربط الشريان التاجي السفلي الأيسر (LAD) ووضع أنابيب البولي إيثيلين لتحقيق نقص التروية المؤقتة من عضلة القلب. استخدام مدبب معقم قطن مدبب لوضع الضغط على أنسجة القلب لروط إلى الأذين يسمح لتعزيز ترسيم LAD. مرة واحدة في أنابيب في مكان وخياطة المضمون بإحكام، ومراقبة عدم انتظام ضربات القلب وشحوب من الأنسجة أمر ضروري لتحديد تحريض ناجحة من الإقفاريات. فترة نقص التروية وإعادة ضخ لاحقة، بمجرد الإفراج عن الغرز، مهم لاتساق الإصابة عبر الحيوانات المتعددة. بالإضافة إلى ذلك، خلال الإجراء الثاني الموصوف، يجب أن يتم حقن الخلايا الجذعية الماسية مع حركات أفقية في الاتجاه القريب. بسبب التليف الناتج عن الإجراء الأول ، هناك حاجة إلى ضغط كبير ولكن ثابت لإدخال الإبرة متبوعة بحقن ثابت بطيء للخلايا لمنع الصدمة. وأخيراً، فإن توفير الحرارة المستمرة والسوائل التكميلية تحت الجلد قبل إيقاظ الفئران من التخدير، سيمنع فقدان الحرارة والمساعدة في استبدال أي دم ضاع أثناء الإجراءات، وكذلك الانتعاش العام للحيوان.
في هذه المخطوطة، نقدم بروتوكولًا لاستكمال إجراءات متعددة كوسيلة لإدارة الخلايا الجذعية كعلاج علاجي في نموذج مورين للإصابة المزمنة بإصابة إعادة حقن الإقفار. ويتيح استخدام هذه العمليات الجراحية نهجاً جديداً لتوصيل الخلايا الجذعية إلى البيئة العدائية بعد الإصابة لتعزيز قدرتها على البقاء مع مرور الوقت. وسوف يكمّل استخدام هذا النهج لدراسة العلاج بالخلايا الجذعية إلى حد كبير الدراسات الأخرى التي تركز على استخدام الـ SCs في الوضع الحاد. في الختام، نجح البروتوكول الموصوف في إحداث إصابة الإقفارية وما يترتب على ذلك من تأخر زرع الخلايا الجذعية لاستخدامها كنموذج في الدراسات قبل الإكلينيكية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
اي.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% NaCl Irrigation, USP | Baxter | 0338-0048-04 | |
| 11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable | SAI Infusion Technologies | PSS-SD | |
| 24G 3/4" IV catheter tube | Jelco | 4053 | |
| 28G x 1/2" 1mL allergy syringe | BD | 305500 | Injection of analgesic |
| 30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe | Ulticare | 08222.0933.56 | Injection of stem cells |
| 6-0 S-29, 12" Vicryl suture | Ethicon | J556G | Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure |
| 9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture | Ethicon | 2829G | Ligation of the LAD artery |
| Absorbent underpad | Thermo Fischer Scientific | 14-206-64 | For underneath the animal |
| Alcohol prep pads, 2 ply, medium | Coviden | 6818 | |
| Anti-fog face mask | Halyard | 49235 | |
| Bonn Strabismus scissors, curved, blunt | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml | ZooPharm Pharmacy | Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity). | |
| Castroviejo needle holders, curved | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Curity sterile gauze sponges | Coviden | 397310 | |
| Delicate suture tying forceps, 45 angle bent | Fine Science Tools | 11063-07 | |
| Electric Razor | Wahl | Fur removal | |
| Isoflurane 100 ml | Cardinal Health | PI23238 | Anesthetic |
| Lab coat | |||
| Monoject 1 mL hypodermic syringe | Coviden | 8881501400 | |
| Moria iris forceps, curved, serrated (x2) | Fine Science Tools | 11370-31 | |
| Moria speculum retractor | Fine Science Tools | 17370-53 | |
| Mouse endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ||
| Nair depilatory cream | Johnson & Johnson | Fur removal | |
| Optixcare eye lube plus | Aventix | Sterile ocular lubricant | |
| Physiosuite ventilator | Kent Scientific | ||
| PolyE Polyethylene tubing | Harvard Apparatus | 72-0191 | Temporary compression of LAD artery |
| Povidone-iodine swabs | PDI | S41125 | |
| Scalpel, 10-blade | Bard-Parker | 371610 | |
| Sterile 3" cotton tipped applicators | Cardinal Health | C15055-003 | |
| Sterile 6" tapered cotton tip applicators | Puritan | 25-826-5WC | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | N8830 | |
| Sterilization pouches | Medline | MPP100525GS | |
| Surgery cap | |||
| Surgical Microscope | Leica | M125 | |
| Suture tying forceps, straight (x2) | Fine Science Tools | 10825-10 | |
| Transpore surgical tape | 3M | 1527-1 | |
| Triple antibiotic ointment | G&W Laboratories | 11-2683ILNC2 | Topical application to prevent infection |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved | Fine Science Tools | 15004-08 | |
| Vetflo vaporizer | Kent Scientific |
References
- Franchi, F., et al. The Myocardial Microenvironment Modulates the Biology of Transplanted Mesenchymal Stem Cells. Molecular Imaging Biology. , (2020).
- Bergmann, O., et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans. Science. 324 (5923), 98-102 (2009).
- Writing Group, M., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38 (2016).
- Gersh, B. J., Simari, R. D., Behfar, A., Terzic, C. M., Terzic, A. Cardiac cell repair therapy: a clinical perspective. Mayo Clinic Protocol. 84 (10), 876-892 (2009).
- Terzic, A., Behfar, A. Regenerative heart failure therapy headed for optimization. European Heart Journal. 35 (19), 1231-1234 (2014).
- Beegle, J., et al. Hypoxic preconditioning of mesenchymal stromal cells induces metabolic changes, enhances survival, and promotes cell retention in vivo. Stem Cells. 33 (6), 1818-1828 (2015).
- Kubli, D. A., Gustafsson, A. B. Mitochondria and mitophagy: the yin and yang of cell death control. Circulation Research. 111 (9), 1208-1221 (2012).
- Psaltis, P. J., et al. Noninvasive monitoring of oxidative stress in transplanted mesenchymal stromal cells. JACC Cardiovascular Imaging. 6 (7), 795-802 (2013).
- Peet, C., Ivetic, A., Bromage, D. I., Shah, A. M. Cardiac monocytes and macrophages after myocardial infarction. Cardiovasc Research. 16 (6), 1101-1112 (2020).
- Swirski, F. K., Nahrendorf, M. Cardioimmunology: the immune system in cardiac homeostasis and disease. Nature Reviews Immunology. 18 (12), 733-744 (2018).
- Zhang, Z., et al. Mesenchymal Stem Cells Promote the Resolution of Cardiac Inflammation After Ischemia Reperfusion Via Enhancing Efferocytosis of Neutrophils. Journal of the American Heart Association. 9 (5), 014397 (2020).
- Saxena, A., Russo, I., Frangogiannis, N. G. Inflammation as a therapeutic target in myocardial infarction: learning from past failures to meet future challenges. Translational Research. 167 (1), 152-166 (2016).
- Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The Biological Basis for Cardiac Repair After Myocardial Infarction: From Inflammation to Fibrosis. Circulation Research. 119 (1), 91-112 (2016).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
