Summary
Les cellules de tiges sont continuellement étudiées comme traitements potentiels pour des individus avec des dommages myocardiques, cependant, leur viabilité diminuée et la rétention dans les tissus blessés peuvent avoir un impact sur leur efficacité à long terme. Dans ce manuscrit, nous décrivons une méthode alternative pour l’administration de cellules souches dans un modèle murine de lésion de la reperfusion d’ischémie.
Abstract
Il y a un intérêt significatif dans l’utilisation des cellules souches (SC) pour le rétablissement de la fonction cardiaque dans les personnes avec des dommages myocardiques. Le plus souvent, la thérapie cardiaque de cellules souches est étudiée en fournissant des SC en même temps que l’induction des dommages myocardiques. Cependant, cette approche présente deux limites importantes : l’environnement ischémique pro-inflammatoire hostile précoce peut affecter la survie des SC transplantés, et elle ne représente pas le scénario d’infarctus subaigu où les SC seront probablement utilisés. Ici nous décrivons une série en deux parties des procédures chirurgicales pour l’induction des dommages d’ischémie-reperfusion et la livraison des cellules souches mésenchymales (MSCs). Cette méthode d’administration des cellules souches peut permettre une viabilité et une rétention plus longues autour des tissus endommagés en contournant la réponse immunitaire initiale. Un modèle de blessure de reperfusion d’ischémie a été induit chez des souris accompagnées de la livraison des cellules souches mésenchymales (3.0 x 105),exprimant stably le luciferase de luciferase de gène de journaliste sous le promoteur constitutivement exprimé de CMV, intramyocardially 7 jours plus tard. Les animaux ont été photographiés par ultrason et imagerie bioluminescente pour la confirmation des dommages et l’injection des cellules, respectivement. Fait important, il n’y avait aucun taux de complication supplémentaire lors de l’exécution de cette approche à deux procédures pour la livraison sc. Cette méthode d’administration des cellules souches, collectivement avec l’utilisation de gènes de reporter de pointe, peut permettre l’étude in vivo de la viabilité et de la rétention des SC transplantés dans une situation d’ischémie chronique couramment observée cliniquement, tout en contournant la réponse pro-inflammatoire initiale. En résumé, nous avons établi un protocole pour la livraison retardée des cellules souches dans le myocarde, qui peut être utilisé comme une nouvelle approche potentielle dans la promotion de la régénération des tissus endommagés.
Introduction
Les maladies cardiovasculaires demeurent la cause la plus fréquente de morbidité et de mortalité dans le monde. Les événements ischémiques cardiaques se sont avérés préjudiciables à la fonction globale du myocarde et des cellules environnantes1. Seulement ̴0,45-1,0% des cardiomyocytes se régénérera chaque année après des dommages myocardes se produit2. Malgré la demande croissante et l’accent inhérent sur le développement de traitements, les thérapies aidant à la régénération des tissus blessés ont été difficiles à établir et nécessitent encore une optimisation supplémentaire3,4,5. Les thérapies de cellules souches ont été introduites comme voie alternative pour rajeunir les tissus endommagés après un événement ischémique ; cependant, l’avancement de ces thérapies a été remis en question par la survie et la rétention limitées des cellules dans une zone blessée6.
Le microenvironnement du cœur après un événement ischémique peut être caractérisé comme hypoxique, pro-oxydant, et pro-inflammatoire, présentant des conditions hostiles pour les cellules souches thérapeutiques à s’adapter à la survie7,8. Comme une réponse immunitaire est déclenchée à la suite d’une blessure, les lymphocytes naïfs, les macrophages, les neutrophiles et les mastocytes tentent de réparer les dommages en enlevant les cellules mourantes et en modulant le processus de remodelage tissu9,10,11. Dans les 3 premiers jours post-ischémie, l’inflammation est à son apogée avec la libération de cytokines pro-inflammatoires avec un grand nombre de neutrophiles et monocytes dans la zone10,12. Après 7 jours, une grande partie de l’inflammation s’est calmée et la transition vers les cellules réparatrices commence, se poursuivant jusqu’à ce que la cascade de remodelage est terminée, environ 14 jours chez les souris13. Notre méthode chirurgicale est une approche alternative potentielle à l’introduction des produits biologiques dans le myocarde pour contourner la réponse immunitaire innée de pointe après la blessure de reperfusion d’ischémie. Dans le même temps, il permettra l’étude de tout traitement dans un état d’ischémie subaigue/chronique où il peut y avoir différentes variables à considérer par rapport à l’infarctus aigu du myocarde.
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Protocol
Les expériences ont été réalisées sur des souris femelles C57BL/6, âgées de 10 à 12 semaines et pesant 20-25 g. Toutes les procédures animales étaient conformes aux normes énoncées dans le Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (Institute of Laboratory Animal Resources, National Academy of Sciences, Bethesda, MD, USA) et ont été approuvées par le Mayo Clinic College of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Préparation et intubation
- Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant la chirurgie. Si plusieurs chirurgies doivent être effectuées en une seule séance, nettoyez les instruments après chaque animal et réstérilisez à l’aide d’un stérilisateur de perles chaudes.
- Anesthésiez les souris avec 3,5-4% d’isoflurane à 1 L/min O2 dans une chambre d’induction.
- Administrer la buprénorphine SR 1 mg/kg (analgésique) sous-cutanée, peser l’animal et entrer le poids dans le ventilateur.
- Raser le côté gauche de la poitrine du sternum au niveau de l’épaule et appliquer de la crème dépilatoire pour enlever l’excès de fourrure.
- Pour la procédure de reperfusion d’ischémie maintenir la pression positive d’expiration de fin (PEEP) sur le ventilateur à 2 cmH2O. Pour l’injection retardée des cellules procédure changer le PEEP à 3 cmH2O pour prévenir l’effondrement du poumon.
- Intuber l’animal à l’aide d’un tube endotrachéal de 20 G, transférer sur un coussin chauffant contrôlé pour maintenir une température corporelle de 35 à 37 °C.
- Placez la souris sur un ventilateur dans la réumbétrie latérale avec l’extrémité crânienne sur l’extrémité gauche et caudale sur la droite.
- Maintenir l’anesthésie à 2-2,5% isoflurane à 1 L/min O2 pour le reste de la procédure.
- Frottez la zone chirurgicale en alternant entre povidone-iode et écouvillons d’alcool trois fois et appliquez l’onguent ophtalmique aux deux yeux.
2. Blessure à la reperfusion d’Ischémie
- À l’aide d’un scalpel à lame #10 faire une incision verticale de 2,5 mm à droite du mamelon le plus gauche dans le champ de vision.
- À l’aide de ciseaux couper à travers les couches musculaires superficielles jusqu’à ce que les muscles intercostaux et les côtes sont visibles.
- Tout en soulevant les côtes et les tissus environnants, couper à travers l’espace intercostal entre les 4e et 5e côtes, puis insérer le rétracteur de paupières dans l’espace ouvert.
- Rétractez le péricarde à l’aide de forceps incurvés, en déplaçant le poumon vers le haut et hors de vue.
- Visualisez l’artère LAD et, à l’aide d’une suture en nylon 9-0, passez à travers le myocarde sous l’artère 2,5 mm distal à l’auricule gauche et attachez un nœud carré lâche.
- Couper 1 cm de tubes en polyéthylène et le placer dans le nœud lâche.
- Fixer la suture autour du tube, confirmer l’ischémie, puis relâcher après 35 min.
REMARQUE : Confirmez l’ischémie par la pâleur et l’arythmie ventriculaire. - Après avoir libéré la ligature et enlevé le tube, attendre 5 min pour confirmer la reperfusion du myocarde.
- Placez un tube de cathéter i.V. de 24 G dans la cavité thoracique un espace intercostal à droite de l’ouverture.
- Fermez l’incision intercostal avec une suture absorbable de 6-0 dans un simple motif interrompu.
- Fermez la couche musculaire avec une suture absorbable de 6-0 dans un motif de suture continue.
- Après avoir fermé la couche musculaire superficielle, retirer le tube thoracique tout en retirant l’air de la cavité thoracique à l’aide d’une seringue de tuberculine de 1 mL.
- Fermez l’incision de la peau avec une suture absorbable 6-0 dans un modèle de matelas horizontal continu
REMARQUE : Des sutures en nylon et un motif de suture discontinue peuvent également être utilisés pour la couche cutanée. - Administrer 1,5 mL de sous-cutanée saline chaude et appliquer un onguent triple antibiotique au site d’incision pour prévenir l’infection.
- Éteignez l’isoflurane et laissez l’animal respirer à travers le ventilateur à 100% O2 jusqu’à ce qu’il puisse respirer continuellement sans aide.
- Transférer la souris dans une cage sans literie ou dans une cage avec literie couverte (serviette en papier ou drapé) sur un tampon chaud à une température de 35 à 37 °C jusqu’à ce qu’elle soit entièrement récupérée.
3. Livraison de cellules souches mésenchymales de souris
REMARQUE : La souche de souris utilisée pour la procédure est une lignée consanguine et est considérée comme génétiquement identique. Les cellules souches mésenchymales ont été obtenues à partir d’animaux de la même souche et, par conception de protocole, l’immunosuppression n’a pas été induite1.
- Terminez les étapes de préparation et d’intubation comme cela a été fait précédemment pour la première procédure.
- Retirez la suture de la couche de peau à l’aide de ciseaux et de forceps.
- Avec un scalpel #10, faire une incision au même endroit que la chirurgie précédente.
- Continuer à utiliser le scalpel pour couper à travers le tissu cicatriciel jusqu’à ce que la suture de couche musculaire est visible
- À l’aide des ciseaux et des forceps, enlever la suture et couper la couche musculaire ouverte.
- Visualisez et retirez les sutures qui maintiennent les côtes ensemble et continuez à couper à travers le muscle intercostal de l’incision précédente.
REMARQUE : Les poumons peuvent avoir adhéré à la paroi thoracique, si cela se produit, utiliser des forceps émoussés ou incurvés pour les séparer soigneusement et les relâcher. - Placez le rétracteur de paupière dans l’espace intercostal et localisez la zone de la ligature précédente.
- Charger les cellules souches mésenchymales (3,0 x 105), suspendues dans 20 μL PBS, dans une seringue à insuline de 30 G, plier l’aiguille légèrement au besoin pour que l’angle approprié s’injecte.
REMARQUE : Les cellules souches mésenchymales (MSC) ont été isolées du tissu adipeux des souris C56BL/6 de 4-6 semaines. Les cellules de passage précoce (p3) ont été transduites avec un vecteur exprimant le gène de luciferase de luciferase de lucfly sous le promoteur de CMV pour permettre la surveillance de la viabilité in vivo de cellules. La souris dérivée de l’adipeux MSC était caractérisée par une cytométrie de flux et les cellules étaient positives pour CD44, CD29, CD90 et CD105, mais négatives pour le marqueur hématopoïétique CD4514. Avant l’injection, les MSC étaient cultivés pendant au moins un passage afin d’éviter la perte de cellules du processus de dégel. - Se déplaçant dans la direction de l’apex vers la base du cœur insérer la seringue dans la région péri-infarctus jusqu’à ce que l’ouverture de l’aiguille est complètement à l’intérieur du myocarde.
- Une fois à l’intérieur injecter lentement les cellules dans le myocarde, attendre 3 s, puis retirer l’aiguille.
- Observez le cœur de près pendant 3 min pour être sûr de ne pas avoir de réactions anormales aux cellules telles que la fibrillation ventriculaire.
- Placez un tube de cathéter iv de 24 G dans la cavité thoracique un espace intercostal à droite de l’ouverture.
- Fermez les couches intercostal, musculaire et cutanée et retirez le tube thoracique dans la même méthode que la première procédure.
- Administrer 1,5 mL de sous-cutanée saline chaude et appliquer un onguent triple antibiotique au site d’incision pour prévenir l’infection.
- Éteindre l’isoflurane et permettre à l’animal de respirer à travers le ventilateur à 100% O2 jusqu’à ce qu’il soit capable de respirer continuellement sans aide.
- Transférer la souris dans une cage sans literie ou dans une cage avec literie couverte (serviette en papier ou drapé) sur un tampon chaud à une température de 35 à 37 °C jusqu’à ce qu’elle soit entièrement récupérée.
4. Soins postopératoires suivant les deux procédures
- Observez l’animal en permanence jusqu’à ce que la respiration spontanée, la réumbétrie sternale et le mouvement normal soient établis.
- Continuer l’observation toutes les 15-30 min pendant au moins 3 h le jour de la chirurgie.
- Vérifiez les souris pour la déhiscence de blessure ou la douleur anormale une fois par jour pendant 5 jours, puis 2-3 fois par semaine.
- Si l’animal présente des signes de douleur (c.-à-d. dos arqué, mouvement minimal, grimace, ou fourrure débraillée) après 72 h post-op, fournir une dose supplémentaire de buprénorphine SR analgésique.
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Representative Results
La blessure de reperfusion d’Ischémie a été induite chez des souris le jour 0, suivie d’un échocardiogramme post-opératoire et d’un électrocardiogramme le jour précédant l’implantation de cellules souches. L’analyse échographique et électrocardiogramme a confirmé l’infarctus et la diminution de la fonction contractile ventriculaire (figure 1A-D). Un examen plus approfondi des données a montré que la fraction d’éjection et le raccourcissement fractionné ont été diminués chez les souris qui ont reçu des lésions ischémiques, tandis que les volumes fin-diastoliques et systoliques ont augmenté (Tableau 1). Comparativement à un coeur normal de souris (figure 2A),masson trichrome coloration du tissu myocardique 7 jours après la blessure (Figure 2B) a montré le dépôt accru de collagène et l’amincissement de la paroi ventriculaire gauche. La deuxième procédure a été effectuée 7 jours après la blessure; les souris ont reçu une injection intramyocardique de cellules souches mésenchymales (3,0 x 105 dans 20 μL PBS) exprimant de façon stable le gène du journaliste luciferase de luciferase de gène sous le promoteur constitutif exprimé de CMV. In vivo bioluminescent imaging (BLI) de ces souris a été achevé le lendemain de l’implantation de cellules souches pour la confirmation d’une injection réussie. La livraison réussie des MSC est illustrée par le signal BLI, comparé aux souris qui avaient induit des dommages de reperfusion d’ischémie mais n’ont pas reçu de MSC (Figures 3A,B). Cette double procédure interventionnelle avait un taux d’attrition de 22 %, semblable à celui observé chez les animaux qui recevaient des MSC dans le scénario aigu.
Figure 1 : Imagerie de la fonction cardiaque des souris. L’analyse ultrasonique de la souris à la ligne de base (A) montre une contraction uniforme du myocarde ventricule gauche par rapport à une souris après une blessure à la reperfusion d’ischémie (B), qui montre un mouvement ventriculaire diminué. Par rapport à l’électrocardiogramme de base d’une souris normale (C), il ya des changements significatifs dans le segment ST d’une souris avec une lésion de reperfusion d’ischémie (D), indiquant une diminution de la fonction ventriculaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| EF% | FS% | EDV (μl) | ESV (μl) | SV (μl) | |
| Base | 74,19±1.2 | 44,67±2 | 23,8±3,6 | 6,14±0,98 | 17,68±2,7 |
| Post-IR | 43,9±3,8 | 30,65±3,8 | 33,88±4,4 | 18.11±1.4 | 15,74±3,2 |
Tableau 1 : Analyse de l’échocardiographie. Les variables sont exprimées en moyenne ± Erreur standard de la moyenne. EF: Fraction d’éjection, FS: Raccourcissement fractionné, EDV: Volume diastolique fin, ESV: Volume systolique de fin, SV: Volume de course.
Figure 2 : Coloration histologique du tissu cardiaque. La coloration trichrome du myocarde de Masson dans la souris normale (A) ne montre aucune blessure au tissu cardiaque, tandis que la souris avec la blessure de reperfusion d’ischémie (B) montre le dépôt et l’amincissement accrus de collagène dans le myocarde du ventricule gauche, soutenant la détermination d’un infarctus réussi. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Imagerie bioluminescente in vivo. Une souris avec la blessure de reperfusion d’ischémie qui n’a pas reçu l’injection intramyocardique des cellules souches n’a montré aucun signal bioluminescent (A). Une souris avec une blessure de reperfusion d’ischémie qui a reçu une injection retardée des cellules souches mésenchymales (CMV-FLUC) a montré une quantité significative de signal (B). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Plus de 85 millions de personnes dans le monde sont touchées par les maladies cardiovasculaires3. La prévalence élevée de ces événements ischémiques justifie le développement et l’expansion de thérapies alternatives pour promouvoir la régénération des tissus endommagés. Les méthodes traditionnelles utilisent la procédure de reperfusion d’ischémie dans un cadre aigu avec l’administration ultérieure des thérapies1. Les réactions inflammatoires sont à son apogée entre 3-4 jours après la mise à jour d’un événement ischémique cardiaque, avec l’infiltration de neutrophiles, macrophages, et la signalisation cytokine accrue10,12. Après cette période de dégregation cellulaire morte, la réponse immunitaire primaire commence à s’estomper et la transition vers le remodelage phases13. En outre, il est important que les traitements soient étudiés dans le même scénario que celui présenté dans le cadre clinique. Dans ce manuscrit, nous montrons des résultats représentatifs obtenus à partir de souris ischémiques pour démontrer la faisabilité et l’innocuité de la double intervention chirurgicale, avec l’injection retardée de MSCs. Nous croyons que cette approche peut être utilisée non seulement pour les modèles animaux d’ischémie myocardique, mais aussi pour les modèles animaux de la maladie où l’inflammation peut jouer un rôle critique, en modifiant le succès des stratégies thérapeutiques qui impliquent des produits biologiques, tels que les thérapies cellulaires ou médicamenteuses.
Par conséquent, dans ce manuscrit nous décrivons une méthode chirurgicale pour livrer des cellules souches dans un infarctus subaigu, 7-10 jours après avoir induit des dommages de reperfusion d’ischémie chez la souris. Cette technique sera utile dans l’étude de la viabilité et de la biologie des cellules souches en relation avec les différents stades de la réponse immunitaire et dans la phase subaigue/chronique du processus de la maladie ischémique. Les modèles murins sont des sujets idéaux pour cette méthode d’étude en termes de reproductibilité et de commodité, cependant, ils peuvent supporter certains inconvénients. La taille de l’animal justifie un certain degré de compétence chirurgicale bien que, avec la pratique, ces procédures peuvent être effectuées avec succès.
Pour effectuer les procédures présentées dans ce manuscrit, il est important de noter quelques étapes clés et observations essentielles à la réussite de ces chirurgies. Une étape critique de la première procédure est la ligature de l’artère coronaire descendante antérieure gauche (LAD) et le placement des tubes de polyéthylène pour réaliser l’ischémie temporaire du myocarde. L’utilisation de coton-tiges stériles à pointe effilée pour mettre la pression sur le tissu cardiaque distal à l’atrium permet une meilleure délimitation de la LAD. Une fois que le tube est en place et la suture bien fixée, l’observation de l’arythmie et de la pâleur du tissu est essentielle pour déterminer l’induction réussie de l’ischémie. La période d’ischémie et la reperfusion subséquente, une fois la suture libérée, est importante pour la consistance des blessures chez plusieurs animaux. En outre, au cours de la deuxième procédure décrite, l’injection de cellules souches mésenchymales doit être effectuée avec des mouvements horizontaux dans la direction distale à proximale. En raison de la fibrose résultante de la première procédure, une pression significative mais constante est nécessaire pour insérer l’aiguille suivie d’une injection lente et cohérente des cellules pour prévenir le choc. Enfin, fournir de la chaleur continue et des liquides sous-cutadés supplémentaires avant de réveiller les souris de l’anesthésie, permettra d’éviter la perte de chaleur et d’aider au remplacement de tout sang perdu pendant les procédures, ainsi que la récupération globale de l’animal.
Dans ce manuscrit, nous fournissons un protocole pour compléter plusieurs procédures comme méthode d’administration des cellules souches comme traitement thérapeutique dans un modèle murine de lésion chronique de reperfusion d’ischémie. L’utilisation de ces interventions chirurgicales offre une nouvelle approche pour l’administration de cellules souches dans l’environnement ischémique hostile après une blessure afin d’améliorer leur viabilité au fil du temps. L’utilisation de cette approche pour l’étude de la thérapie par cellules souches complétera considérablement d’autres études portant sur l’utilisation des SC dans le contexte aigu. En conclusion, le protocole décrit réussit à induire des lésions ischémiques et l’implantation retardée des cellules souches qui s’ensuit pour être utilisée comme modèle dans les études précliniques.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Aucun.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% NaCl Irrigation, USP | Baxter | 0338-0048-04 | |
| 11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable | SAI Infusion Technologies | PSS-SD | |
| 24G 3/4" IV catheter tube | Jelco | 4053 | |
| 28G x 1/2" 1mL allergy syringe | BD | 305500 | Injection of analgesic |
| 30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe | Ulticare | 08222.0933.56 | Injection of stem cells |
| 6-0 S-29, 12" Vicryl suture | Ethicon | J556G | Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure |
| 9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture | Ethicon | 2829G | Ligation of the LAD artery |
| Absorbent underpad | Thermo Fischer Scientific | 14-206-64 | For underneath the animal |
| Alcohol prep pads, 2 ply, medium | Coviden | 6818 | |
| Anti-fog face mask | Halyard | 49235 | |
| Bonn Strabismus scissors, curved, blunt | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml | ZooPharm Pharmacy | Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity). | |
| Castroviejo needle holders, curved | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Curity sterile gauze sponges | Coviden | 397310 | |
| Delicate suture tying forceps, 45 angle bent | Fine Science Tools | 11063-07 | |
| Electric Razor | Wahl | Fur removal | |
| Isoflurane 100 ml | Cardinal Health | PI23238 | Anesthetic |
| Lab coat | |||
| Monoject 1 mL hypodermic syringe | Coviden | 8881501400 | |
| Moria iris forceps, curved, serrated (x2) | Fine Science Tools | 11370-31 | |
| Moria speculum retractor | Fine Science Tools | 17370-53 | |
| Mouse endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ||
| Nair depilatory cream | Johnson & Johnson | Fur removal | |
| Optixcare eye lube plus | Aventix | Sterile ocular lubricant | |
| Physiosuite ventilator | Kent Scientific | ||
| PolyE Polyethylene tubing | Harvard Apparatus | 72-0191 | Temporary compression of LAD artery |
| Povidone-iodine swabs | PDI | S41125 | |
| Scalpel, 10-blade | Bard-Parker | 371610 | |
| Sterile 3" cotton tipped applicators | Cardinal Health | C15055-003 | |
| Sterile 6" tapered cotton tip applicators | Puritan | 25-826-5WC | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | N8830 | |
| Sterilization pouches | Medline | MPP100525GS | |
| Surgery cap | |||
| Surgical Microscope | Leica | M125 | |
| Suture tying forceps, straight (x2) | Fine Science Tools | 10825-10 | |
| Transpore surgical tape | 3M | 1527-1 | |
| Triple antibiotic ointment | G&W Laboratories | 11-2683ILNC2 | Topical application to prevent infection |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved | Fine Science Tools | 15004-08 | |
| Vetflo vaporizer | Kent Scientific |
References
- Franchi, F., et al. The Myocardial Microenvironment Modulates the Biology of Transplanted Mesenchymal Stem Cells. Molecular Imaging Biology. , (2020).
- Bergmann, O., et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans. Science. 324 (5923), 98-102 (2009).
- Writing Group, M., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38 (2016).
- Gersh, B. J., Simari, R. D., Behfar, A., Terzic, C. M., Terzic, A. Cardiac cell repair therapy: a clinical perspective. Mayo Clinic Protocol. 84 (10), 876-892 (2009).
- Terzic, A., Behfar, A. Regenerative heart failure therapy headed for optimization. European Heart Journal. 35 (19), 1231-1234 (2014).
- Beegle, J., et al. Hypoxic preconditioning of mesenchymal stromal cells induces metabolic changes, enhances survival, and promotes cell retention in vivo. Stem Cells. 33 (6), 1818-1828 (2015).
- Kubli, D. A., Gustafsson, A. B. Mitochondria and mitophagy: the yin and yang of cell death control. Circulation Research. 111 (9), 1208-1221 (2012).
- Psaltis, P. J., et al. Noninvasive monitoring of oxidative stress in transplanted mesenchymal stromal cells. JACC Cardiovascular Imaging. 6 (7), 795-802 (2013).
- Peet, C., Ivetic, A., Bromage, D. I., Shah, A. M. Cardiac monocytes and macrophages after myocardial infarction. Cardiovasc Research. 16 (6), 1101-1112 (2020).
- Swirski, F. K., Nahrendorf, M. Cardioimmunology: the immune system in cardiac homeostasis and disease. Nature Reviews Immunology. 18 (12), 733-744 (2018).
- Zhang, Z., et al. Mesenchymal Stem Cells Promote the Resolution of Cardiac Inflammation After Ischemia Reperfusion Via Enhancing Efferocytosis of Neutrophils. Journal of the American Heart Association. 9 (5), 014397 (2020).
- Saxena, A., Russo, I., Frangogiannis, N. G. Inflammation as a therapeutic target in myocardial infarction: learning from past failures to meet future challenges. Translational Research. 167 (1), 152-166 (2016).
- Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The Biological Basis for Cardiac Repair After Myocardial Infarction: From Inflammation to Fibrosis. Circulation Research. 119 (1), 91-112 (2016).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
