Summary
Descrevemos um modelo de pericardite estéril em miniporcos para estudar miopatia atrial e fibrilação atrial (AF). Apresentamos técnicas cirúrgicas e anestésicos, estratégias de acesso vascular e protocolo para estudar a induibilidade da AF.
Abstract
Fibrilação atrial (AF) é a arritmia mais comum causada pela remodelação estrutural da atria, também chamada de miopatia atrial. As terapias atuais visam apenas as anormalidades elétricas e não a miopatia atrial subjacente. Para o desenvolvimento de novas terapias, é necessário um modelo animal reprodutível de miopatia atrial. Este artigo apresenta um modelo de miopatia atrial induzida por pericáteca estéril em miniporcos Aachener. Pericardite estéril foi induzida pela pulverização de talco estéril e deixando uma camada de gaze estéril sobre a superfície epicardial atrial. Isso levou à inflamação e fibrose, dois componentes cruciais da fisiopatologia da miopatia atrial, tornando a atria suscetível à indução de AF. Dois eletrodos marcapasso foram posicionados epicoticamente em cada átrio e conectados a dois marcapassos de diferentes fabricantes. Essa estratégia permitiu que a repetida estimulação atrial não invasiva determinasse a indução da AF em pontos de tempo especificados após a cirurgia. Foram utilizados protocolos diferentes para testar a induibilidade de AF. As vantagens deste modelo são sua relevância clínica, com induibilidade de AF e a rápida indução de inflamação e fibrose - ambos presentes na miopatia atrial - e sua reprodutibilidade. O modelo será útil no desenvolvimento de novas terapias voltadas à miopatia atrial e à AF.
Introduction
A fibrilação atrial (AF) é a arritmia cardíaca mais prevalente, levando a significativa morbidade, mortalidade e despesas com saúde1. Em muitos casos, a AF é apenas o sintoma elétrico da miopatia atrial subjacente, que é definida pela remodelagem estrutural, elétrica, autônoma e contratil da atria. Esta miopatia atrial pode levar a AF e derrame 2,3. A maioria das terapias visa apenas a remodelagem elétrica, mas não visa as mudanças estruturais subjacentes na atria (inflamação e fibrose)4,5,6,7. Esta é provavelmente uma das razões pelas quais as terapias atuais são apenas marginalmente eficazes, especialmente na miopatia atrial mais avançada8.
Um modelo animal reprodutível é crucial para atingir a inflamação e a fibrose presentes na miopatia atrial. Modelos de taquipacing atrial foram desenvolvidos em várias espécies animais de grande porte 9,10,11,12. Nesses modelos, o tecido atrial é acelerado continuamente por longos períodos para induzir mudanças elétricas e eventualmente estruturais. As principais desvantagens dos modelos de taquipacing são a longa duração antes que os sinais estruturais de miopatia atrial apareçam e sua relevância apenas para síndromes clínicas nas quais anormalidades elétricas se desenvolvem antes da miopatia atrial. Um risco teórico é a falha de chumbo-ritmo devido à fibrose durante o longo seguimento9.
Em modelos de pericotelite estéril, talco estéril é pulverizado sobre a superfície epicárida da ária para induzir uma reação inflamatória e fibrosa aguda, resultando em miopatia atrial13,14. Os suínos têm anatomia cardíaca e fisiologia semelhante à dos humanos e, portanto, os modelos suínos têm alta relevância translacional. As vantagens do uso de miniporcos são que são mais fáceis de manusear devido ao seu tamanho menor do que as cepas de suínos convencionais e podem ser mantidos por um longo período sem qualquer aumento significativo no pesocorporal 10. Todas essas razões fazem da pericardite estéril em miniporcos um excelente modelo para a investigação de miopatia atrial e fibrilação. Este protocolo e vídeo visam facilitar a configuração desse modelo em diferentes instalações de pesquisa e padronizar protocolos para estudar a induibilidade da AF.
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Protocol
Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Ética para Testes em Animais da Universidade de Antuérpia (caso número 2019-29) e segue as diretrizes de cuidados com animais da Universidade de Antuérpia. Foram selecionados para este estudo 17 miniporcos Aachener de 6 meses (masculino, castrado) pesando ~20 kg.
1. Medicação e anestesia
- Premeditação
- Certifique-se de que os suínos estejam em jejum por 12h, mas com acesso ilimitado à água.
- Para sedação, administre o seguinte em uma injeção intramuscular: atropina 0,05 mg/kg, cetamina 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
- Determine o peso exato do porco depois que ele perdeu a consciência (aproximadamente 10 min de dose pós). Transporte o porco para o centro cirúrgico.
- Coloque o porco em uma almofada de aquecimento.
- Aplique monitoramento de ECG, oxímetro de pulso e realize uma termometria inicial.
- Insira um cateter sobre a agulha (22 G) na veia auditiva marginal ou na veia safena externa.
- Anestesia
- Para a indução da anestesia, administre um bolus de propofol (1-4 mg/kg IV) antes de iniciar a intubação. Se for notada anestesia superficial, administre um bolus extra de midazolam 0,2 mg/kg IV e prossiga para a intubação após ~5 min.
- Intubação
- Coloque o porco em posição propensa.
- Peça a um assistente para manter a boca do animal aberta usando dois estillings de gaze e/ou um espalhador bucal. Pulverizar 1 mL (10 mg) de lidocaína na laringe com uma seringa sem agulha de 2 mL, esperar por 30-60 s para dessensibilizar a laringe e, em seguida, continuar.
- Coloque um tubo endotraqueal (ETT) com diâmetro interno de 6,5 mm usando um laringoscópio. Use um laringoscópio para visualizar, deslocar as epiglotas do paladar macio e colocar um estomes no ETT para melhor manipulação.
NOTA: A boca do porco não pode ser amplamente aberta, e a distância da ponta do nariz até a laringe é longa. Portanto, a visualização do rima glottis é limitada. Assim, o ETT e o estilo ajudam na visualização.
- Ao conectar o ventilador, dê medicação suplementar, se necessário: midazolam 0,5 mg/kg IV e/ou alfentanil 30 μg/kg IV.
- Use as seguintes configurações do ventilador: ventilação de controle de volume (VCV) com volume de maré pré-definido de 10 mL/kg, levando a uma pressão inspiratória de pico (PIP) de 11-15 cmH20, um PEEP de pressão final-expiratória positiva de 2-5 cmH20; taxa respiratória: 12-16 Brpm para manter CO2 de maré final (ETCO2) entre 35-45 mmHg; FiO2: 50% (a ser reduzido quando a saturação é de 100%); sevoflurano 2,5%.
- Para analgesia, use alfentanil 0.5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
- Administrar um bolus de 10 mL/kg de plasmalyte 3-5 mL· (kg·h) -1 sobre 10-20 min para corrigir hipotensão devido à hipovolemia.
- Administrar 1 g de cefazoline IV. Para cada 2h de cirurgia, administre 500 mg extras de cefazolina IV.
NOTA: Para uma visão geral da medicação de emergência para ter em mãos na sala de cirurgia, consulte a Tabela 1. O cateterismo urinário da bexiga é difícil em suínos machos e, em geral, não é necessário para este procedimento. - Raspe a região torácica e do pescoço do animal.
- Aplique pomada veterinária nos olhos para evitar ressecamento e irritação nos olhos durante a anestesia.
- Monitore continuamente os parâmetros vitais. Verifique a profundidade da anestesia pelo menos a cada 10 minutos avaliando se o tonus da mandíbula está relaxado, o reflexo palpebral está ausente, os olhos são girados, e não há sinais comportamentais de excitação. Verifique a cor da mucosa e o tempo de recarga capilar para avaliar a perfusão tecidual. Registre todos os dados, juntamente com todos os medicamentos administrados, em um gráfico anestésico individual.
- Colocação da linha arterial
- Prepare o sistema de condução de pressão. Adicione 5000 UI de heparina a um saco iv de 500 mL de 0,9% NaCl.
- Devolva o animal à posição supina. Estenda a perna e localize a artéria femoral usando ultrassom com a sonda vascular em configuração carótida. Desinfete a zona inguinal com clorexidina. Use umônio para esterilização da sonda de ultrassom (ou use uma tampa transdutor estéril) e use luvas estéreis para assegurar técnica antisséptica.
- Puna a artéria femoral usando orientação de ultrassom. Insira uma baia de 3 Fr usando a técnica Seldinger.
NOTA: Devido ao pequeno diâmetro da artéria femoral, pode ser útil deixar um assistente inserir o fio guia através da agulha. Apenas a ação de levantar a sonda de ultrassom pode deslocar a ponta da agulha. - Fixar a baia com uma sutura. Conecte a baia ao transdutor e lave. Monitore a pressão arterial em tempo real.
2. Cirurgia
- Preparação
- Certifique-se de que o animal está supino em uma posição estável. Para estabilidade extra, coloque sacos IV pré-armados em posição paraspinal para apoiar o animal.
- Coloque a placa de aterramento do eletrocautery sob o animal. Use uma pequena quantidade de gel de ultrassom para garantir o contato adequado com a pele.
- Preparação da pele: raspe o animal nas seguintes regiões: pescoço, membros superiores, tórax anterior, parte superior do abdômen, sítios eletrodos inguinais e ECG. Realize três esfoliantes alternados com álcool 70% e iodo 2% para desinfetar adequadamente a pele.
- Coloque cortinas estéreis. Enrole as garras do animal em lençóis estéreis ou luvas também. Use gaze estéril para retraí-las.
- Para garantir condições estéreis, cubra a área cirúrgica com coberturas cirúrgicas estéreis, use instrumentos estéreis e trabalhe em condições estéreis até o fechamento da pele.
NOTA: Durante todo o procedimento, os cirurgiões devem usar uma touca de cabelo, uma máscara bucal, um vestido cirúrgico e luvas estéreis.
- Colocação cirúrgica de cateter venoso central permanente (CVC)
- Faça uma incisão de 5 cm na ranhura na borda medial do músculo estenicleidomastoide. Disseca sem rodeios até que a veia jugular interna seja alcançada.
- Remova o tecido fibroso ao redor da veia e coloque uma sutura quadrada (= 3 a 4 pontos formando um círculo) com Prolene 6-0 ao redor do local desejado de cateterismo para ganhar o controle do vaso.
- Cannulate a veia jugular interna com um CVC de 3 lúmen triplo francês usando a técnica Seldinger. Aperte a sutura Prolene 6-0 ao redor do cateter.
- Fixar a alça do cateter ao músculo estenicleidomastoide.
- Túnel a luminária de três cateter separadamente: use um grande par de tesouras dissecando sem cortes para criar o túnel e um grampo atrauático puxe a luminária do cateter através do túnel. Conecte as extremidades do cateter firmemente à pele e coloque na porta de injeção sem agulhas. Os locais de saída da luminária do cateter estão situados atrás da orelha e o mais longe possível do local da incisão para garantir um comprimento máximo de trajetória do cateter sob a pele.
- Feche o local da incisão em duas camadas.
- Sternotomia
- Faça uma incisão mediana do manúbrio do esterno até 3 cm abaixo do processo xifoide até que o esterno se torne aparente.
- Dissecar sem rodeios do processo xifoide. Coloque um dedo no lado visceral do esterno e remova o tecido conjuntivo o mais longe possível seguindo a superfície popal visceral.
NOTA: O tecido conjuntivo é removido para evitar lesões no miocárdio durante a realização de esternotomia. - Use a serra de esterno para cortar o esterno. Controle todos os locais de sangramento. Use o espalhador de esterno para ampliar o acesso à cavidade torácica. Evite danificar a pleura.
- Abra o pericárdio cuidadosamente e use suturas de suspensão para mantê-lo fora do campo cirúrgico.
- Colocação de chumbo marca-passo (ver Figura 1)
- Coloque uma liderança marcapasso no átrio esquerdo.
- Teste o mecanismo de extensão e retração do parafuso de fixação do chumbo. Em seguida, coloque a ponta em um fórceps (curvo) e curve o estom com 60° se necessário.
- Coloque uma compressa no ventrículo esquerdo e puxe-a suavemente para ter uma visão do átrio esquerdo.
NOTA: A pressão no ventrículo causará rapidamente hipotensão. Certifique-se de que o anestesista antecipe isso com norepinefrina de baixa dose através do CVC. Solte o ventrículo quando a pressão arterial média cair abaixo de 40 mmHg por >20 s. Só prossiga quando a pressão sanguínea do animal se normalizar. - Após a visualização do átrio esquerdo, coloque firmemente a ponta de chumbo na parede livre atrial esquerda, o mais perto possível das veias pulmonares e o mais longe possível do ventrículo. Enrosque-o estendendo a hélice para o tecido atrial, de preferência com uma leve inclinação. Faça isso o mais rápido possível e solte a pressão no ventrículo esquerdo imediatamente.
- Meça o limiar de sensoriamento e o ritmo e a impedância do chumbo usando um estimulador elétrico programável ou programador de marcapasso. Certifique-se de que não há sobrecaptura ventricular (QRS ampla no ECG) ao andar em altas tensões (10 V). Se não estiver satisfeito, retire a hélice da liderança e comece de novo a partir da etapa 2.4.1.1.
NOTA: O limite normal de ritmo deve ser <1 V com uma largura de pulso de 0,5 ms (tipicamente ~0,5 V @0,5 ms).
- Coloque uma liderança de marca-passo no átrio direito, completamente análoga à colocação da liderança atrial esquerda.
- Certifique-se de que ambos os condutores deixem o tórax na linha média; o chumbo atrial esquerdo deve ser encapsulado através da gordura subcutânea abdominal do processo xifoide para o flanco esquerdo, o atrial direito levar ao flanco direito.
- Faça um bolso de marca-passo na gordura subcutânea no flanco esquerdo e direito do porco. Conecte os marca-passos aos cabos e coloque-os dentro dos bolsos. Conecte um marca-passo capaz de realizar (50 Hz) estourando com a haste atrial esquerda (para permitir o ritmo) e um marca-passo de um fabricante diferente (a fim de evitar o crosstalk durante a leitura de ambos os marcapassos simultaneamente) para a liderança atrial direita (para permitir a detecção). Feche em 2 camadas com suturas simples clássicas, a camada interna com Vicryl 1-0 e a camada externa com Mersilene 0.
- Coloque uma liderança marcapasso no átrio esquerdo.
- Indução de pericáteca estéril
- Exponha a atria novamente puxando suavemente os ventrículos. Cubra os ventrículos com gaze (e leve a gaze depois).
- Pulverizar talco estéril sobre a superfície epicárardial de ambos os atria usando o dispensador que está incluído na embalagem. Como a bradicardia e a hipotensão seguirão essa manipulação, dê ao coração tempo suficiente para se recuperar espontaneamente após aproximadamente um minuto; se necessário, inicie ou aumente (a taxa de infusão de) um gotejamento de norepinefrina.
- Deixe uma camada de gaze estéril (5 cm x 5 cm) na superfície epicárardial de ambos os átrio: uma peça esquerda e uma direita.
- Verifique a posição do marca-passo antes de iniciar o fechamento.
- Fechando o baú
- Deixe um dreno no mediastino e túnel para a superfície da pele. Conecte o ralo a um frasco de vácuo estéril; abra a conexão quando a primeira camada da pele estiver fechada (para evitar vazamento de ar). Remova o ralo ao trazer o animal de volta ao seu estábulo.
- Feche o pericardium com Prolene 6-0.
- Feche o esterno usando uma técnica clássica de cerclusão com fio de aço inoxidável.
- Feche a subcute em duas camadas com rosca resorbável.
- Realizar um bloqueio severo infiltrando-se em 5 mL de bupivacaína de 0,5% na pele; garantir o contato ósseo com o esterno para se infiltrar no periósteo.
NOTA: Alternativamente, pode ser ainda melhor usar analgesia preventiva realizando o bloco de sternal ANTES da incisão do esterno. - Feche a pele com uma sutura intradérmica contínua usando rosca resordenável.
3. Cuidados pós-operatórios
- Progressivamente, desligue todos os sedativos enquanto fecha a pele do animal.
- Mantenha o animal na sala de cirurgia com monitoramento próximo da temperatura corporal, ventilação e patêidade das vias aéreas, oxigenação e parâmetros hemodinâmicos.
- Devido a uma queda substancial na temperatura corporal que ocorre frequentemente durante o procedimento, mantenha o animal aquecido usando cobertores, almofada de aquecimento e embalagens quentes. Forneça oxigênio durante a recuperação, especialmente quando se observa o tremor.
- Aplique um patch de fentanil de 50 μg/h para analgesia pós-operatória. Como há um atraso de 6-8 h antes que o patch de fentanil se torne eficaz, administre 0,05-0,1 mg/kg de morfina subcutânea para fazer a ponte neste período.
- Quando o animal está estável, está mostrando um aumento na temperatura corporal; pode levantar a cabeça; está engolindo; apresenta reflexos oculares normais; e está respirando espontaneamente, livremente e profundamente sem um ETT no lugar, sem sinais de obstrução das vias aéreas superiores; ele pode ser transportado de volta para a caneta. Fornecer meios de aquecimento durante a fase de recuperação (por exemplo, lâmpada infravermelha, tapete de aquecimento, cobertores).
NOTA: Evite colocar o animal de volta na caneta muito cedo , pois a parada respiratória é possível, mesmo horas após a cessação dos entorpecentes. - Faça um check-up no animal: a cada 15 minutos durante a primeira hora pós-operatória, depois de hora em hora para as primeiras 4-6 h ou mais frequentemente se o animal não estiver confortável. Quando o animal apresenta sinais de dor, administre a morfina suplementar subcutânea 0,025-0,05 mg/kg a cada 2h até ficar confortável. Administrar 1 g de cefazolina 8 e 16 horas após a cirurgia.
NOTA: A avaliação da dor consiste em elementos subjetivos como atitude, comportamento (pé, comer, beber) e careta. Os sinais objetivos de dor são frequência cardíaca elevada, taxa respiratória elevada e respiração superficial. O animal voltará ao seu estado normal e comportamento dentro de 24 horas. Remova o patch de fentanil no 3º dia após a operação.
4. Táquia atrial para indução de AF
- Injete cetamina 10 mg/kg e midazolam 0,5 mg/kg intramuscularmente (sem atropina) e espere até que um nível suficiente de sedação seja atingido.
- Pesar o porco novamente para acompanhamento. Coloque o animal em uma sling de contenção e leve-o para o centro cirúrgico.
- Conecte o monitoramento de ecg e saturação de oxigênio e coloque as cabeças do programador sobre seus marcapassos correspondentes. Interrogar os marca-passos.
- Verifique as configurações do marca-passo para a ocorrência de AF espontânea. Procure um aviso de chumbo ventricular ao usar um marca-passo de câmara dupla.
- Determine a impedância e os limiares de detecção e ritmo. Ao realizar estudos de eletrofisiologia (EP), sempre caminhe em duas vezes a tensão limiar e observe um aumento no limiar de tensão durante o experimento.
- Determine o período refratária eficaz atrial (AERP) aproximado pelo menor comprimento de ciclo no qual a captura de 1:1 é mantida durante o ritmo de estouro.
NOTA: Este método é diferente da determinação clínica da AERP, mas mais relevante para este protocolo. - Determine o tempo de condução entre as pistas atrial esquerda e direita medindo o tempo entre o início do pico de ritmo e a despolarização atrial no chumbo atrial direito.
- Para o primeiro protocolo, aplique um ritmo de estouro para 20 s com um comprimento de ciclo de AERP + 30 ms. Após a cessação do ritmo, verifique a presença de AF e meça quanto tempo dura o episódio. Faça uma pausa de pelo menos 5 s entre cada sessão de ritmo e espere até que a frequência cardíaca do ritmo sinusal se recupere para a linha de base. Repita esta ≥10 vezes; note a exibição da inducibilidade AF como uma porcentagem - a proporção de tentativas "bem sucedidas" para a quantidade total de tentativas de induzir AF.
NOTA: Apenas episódios > 5 s são considerados relevantes. - Para o segundo protocolo, aplique um ritmo de estouro para 20 s, começando com um comprimento de ciclo de AERP + 20 ms. Durante a rajada seguinte, diminua o comprimento do ciclo até o comprimento mínimo do ciclo com captura de 1:1. Repita isso pelo menos 10 vezes. Observe a duração de AF e a inducibilidade af.
- Para o terceiro protocolo, aplique um ritmo de estouro para 5 s a 50 Hz. Repita isso pelo menos 10 vezes. Observe a duração de AF e a inducibilidade af.
- Deixe o animal acordar ou continuar com outros procedimentos (por exemplo, ecocardiografia, tratamento, coleta de sangue)
5. Eutanásia
- Após o experimento ➤ que durou um mês ➤ os animais são eutanizados com uma overdose de iv pentobarbital (50 mg/kg, IV). Os pontos finais humanos para a eutanásia eram sinais persistentes de dor ou desconforto severos, apesar do tratamento adequado. Isso é avaliado clinicamente diariamente: sinais alarmantes incluem hipertensão, taquicardia, aumento da taxa respiratória, alterações comportamentais (inquietação, imobilização, vocalização) e aperto da mandíbula.
6. Cirurgia falsa
- Execute o mesmo protocolo sem pulverizar talco sobre o epicárdio atrial ou deixar uma camada de gaze estéril.
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Representative Results
Morbidade e mortalidade:
Quando começamos a desenvolver esse modelo de pericardite estéril em miniporcos Aachener, notamos a mortalidade perioperatória de 4 em cada 17 suínos (23,5%): 3 em cada 4 óbitos ocorreram nas 6 primeiras cirurgias por causa de um "efeito curva de aprendizagem". As etiologias foram as seguintes: 2 porcos morreram por causa de parada respiratória pós-operatória; este problema foi resolvido reduzindo a dose de alfentanil. Um porco morreu por causa da fibrilação ventricular durante a primeira sessão de ritmo e um durante o teste do chumbo de ritmo: isso foi devido à sobrecaptura ventricular porque o chumbo atrial esquerdo foi colocado muito perto do ventrículo. Durante o período de seguimento, todos os animais sobreviveram até o sacrifício. Além disso, sinais de desconforto desapareceram 24 horas após o operatório. Se algum sinal de desconforto persistir após esse tempo, o investigador deve suspeitar de complicações.
Propriedades de ritmo:
Observou-se aumento gradual do limiar de tensão e impedância do chumbo atrial esquerdo durante o experimento (Figura 2A). No entanto, isso variou entre os animais e nunca levou à não captura. A indutividade da AF começou a aumentar duas semanas após a cirurgia até ~25% em média. O protocolo "AERP + 30 ms" foi o menos eficaz, mostrando induibilidade af ~10%. O ritmo decremental e o ritmo de estouro de 50 Hz aumentaram a induibilidade de AF para ~40% (Figura 2B).
Histologia:
A Figura 3 mostra níveis mais elevados de fibrose intersticial/perivascular nos animais pericardite estéreis em comparação com as farsas.
Figura 1: Configuração experimental dos leads de ritmo. Um marca-passo para taquipacing atrial é conectado a um chumbo aparafusado no átrio esquerdo. Da mesma forma, um marca-passo para detectar o eletromyograma atrial direito está conectado a um chumbo aparafusado no átrio direito do porco. Abreviação: EGM = eletrograma. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Evolução dos parâmetros de eletrofisiologia ao longo do tempo. (A) A impedância de chumbo aumenta ao longo do tempo, indicando aumento da fibrose (n = 6). As barras de erro indicam desvio padrão. (B) O ritmo decremental e os protocolos de ritmo de estouro de 50 Hz são mais bem sucedidos do que o protocolo de ritmo AERP + 30 ms; A induibilidade af (B) e a duração de AF (C) aumentam ao longo de 2 semanas após a cirurgia (n=4). (D) Exemplo de eletrogramas atrial do marcapasso atrial esquerdo. Superior: indução de um episódio de fibrilação atrial após 5 s de 50 Hz estourando. Mais baixo: A AF não foi induzida após o estouro de 50 Hz. Abreviaturas: AF = fibrilação atrial; AERP = período refratário efetivo atrial. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Fibrose intersticial/perivascular nos animais pericardite estéril em comparação com as farsas. (A) Esquerda: A coloração tricrômica de Masson do tecido atrial esquerdo. Cor azul = tecido fibroso. Pericardite estéril induz mais fibrose perivascular e intersticial em tecido atrial do que cirurgia falsa. Superior: ampliação de 4x; barras de escala = 500 μm. Menor: ampliação de 20x; barras de escala = 50 μm. (B) Quantificação cega da % da área azul em relação à área do miocárdio total usando o software ImageJ mostra uma média de 8,84 ± 0,95% no grupo sham (n=4) e 13,16 ± 1,03% no grupo pericardite estéril (n = 3; p = 0,0022, t-test não remunerado; média ± SD). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| MEDICAÇÃO DE EMERGÊNCIA | Indicação | Dose (Bolus) | Dose (infusão contínua) |
| Adrenalina | Situações de risco de vida, como hipotensão grave, choque anafilático e ressuscitação | 15 μg/kg | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 |
| Amiodarona | Ressuscitação, arritmia ventricular | 7,5 mg/kg | 15 mg· (kg·24 h) -1 |
| Atracúrio | Agente de bloqueio neuromuscular | 0,75 mg/kg | 1 mg· (kg·h) -1 |
| Atropina | Bradicardia & RCP | 0,02-0,05 mg/kg IM, SC, IV | |
| Clonidina | Hipertermia maligna / hipertensão | 0,06 μg/kg | |
| Digoxina | AF com resposta ventricular rápida | 12,5 μg/kg | |
| Dobutamina | Choque cardiogênico, hipotensão | 2,5 -10 μg· (kg·min) -1 | |
| Metoprolol | AF com resposta ventricular rápida | 50-250 μg/kg | |
| Nitroglicerina | Hipertermia maligna / hipertensão | 50 μg/kg | 0,45 mg· (kg·h) -1 |
| Noradrenalina | Hipotensão | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 | |
| Desfibrilação elétrica | Arritmia ventricular sustentada | 50-150 J DC bifásico |
Tabela 1: Medicamentos de emergência, incluindo indicações e dosagens, estarão disponíveis durante a cirurgia 15,16,17. Abreviaturas: RCP = ressuscitação cardiopulmonar; AF = fibrilação atrial.
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Discussion
Um modelo animal de grande porte confiável é um grande trunfo para o estudo da miopatia atrial e af e o desenvolvimento de novas terapias para AF. A implantação de condutores de marca-passo no epicárdio atrial permitiu um acompanhamento longitudinal e testes eletrofisiológicos repetitivos, o que é difícil em animais pequenos. Miniporcos são fáceis de manusear, e seus corações são estruturalmente e fisiologicamente semelhantes ao coração humano10.
O modelo de pericardite estéril é relativamente simples em comparação com o taquiquete atrial contínuo, porque não são necessários marcapassos programados personalizados. A fisiopatologia induzida neste modelo também se assemelha mais à fisiopatologia frequentemente observada em humanos, pois inflamação e fibrose precedem a indução do AF2. Outros modelos, em que a AF é secundária à disfunção ventricular ou à regurgitação da válvula mitral, tendem a ser mais complicadas de se desenvolver, e a presença de uma doença primária não atrial confunde a interpretação dos efeitos induzidos pelas intervenções terapêuticas.
Pelo que sabemos, Schwartzman et al.14 foram os únicos outros investigadores que induziram pericardite estéril em porcos. Nesse estudo, a induibilidade de AF foi maior (10%) imediatamente após a cirurgia e subiu para 80% após 1 semana de pós-operatório. Em contrapartida, a induibilidade de AF só subiu após 2 semanas e não ultrapassou 40% em nosso modelo. Uma possível explicação é a idade mais avançada e maior peso corporal de seus porcos, bem como a dose de talco mais alta que eles usaram, o que torna seu modelo mais agudo e agressivo. A menor dose de talco e os animais mais jovens provavelmente também são o motivo pelo qual a indutividade de AF aumenta mais tarde e é menor neste estudo.
Para uma execução suave deste protocolo, um cirurgião experiente (cardíaco) e anestesista animal deve estar envolvido. Cirurgicamente, a anatomia do miniporco é próxima à dos humanos. Como descrito no protocolo, uma colocação guiada por ultrassom do cateter arterial torna o procedimento menos invasivo, doloroso e demorado18.
Nos estágios iniciais do projeto, um chumbo de ritmo foi encapsulado na parte de trás do animal e externalizado para conectá-lo a um estimulador cardíaco externo programável (ver a Tabela de Materiais). No entanto, apesar da rigorosa fixação desses leads, eles eram frequentemente extraídos pelos próprios animais, e algumas pistas foram infectadas, levando à pericardite purulenta. Portanto, a estratégia foi adaptada à estratégia descrita de marcapasso de dois passos. As etapas críticas são intubação, colocação do cateter venoso central, implantação de chumbo e recuperação após anestesia.
As principais preocupações anestésicos são hipotensão, hipotermia e disritmia cardíaca causada pela manipulação. Estes devem ser monitorados de perto e gerenciados pela administração de bolus fluidos e norepinefrina, almofadas de aquecimento e a presença de drogas de emergência e um desfibrilador. Algumas dicas e truques foram incluídos ao longo do protocolo, com ênfase na importância de uma recuperação supervisionada pós-operatória (exigindo paciência) e gerenciamento de temperatura para garantir uma recuperação rápida e completa. A duração do procedimento desde sedação até extubação varia de 3 a 6 horas.
Existem algumas limitações para o presente protocolo. Como em qualquer modelo de animais grandes, uma grande limitação é o custo global. Investimentos substanciais devem ser feitos em infraestrutura especializada para a habitação dos animais e equipamentos do teatro operacional. Os animais e os materiais de consumo também são caros. No entanto, o modelo de pericardite estéril é substancialmente mais barato do que os modelos de taquipacing atrial devido à curta duração e porque nenhuma modificação deve ser feita aos marca-passos. Em comparação com modelos de pequenos animais, o presente protocolo também é intensivo em mão-de-obra, limitando o valor N global que pode ser alcançado. No entanto, este modelo tem um valor translacional maior, baseado no tamanho maior do atria e anatomia e fisiologia mais próximos aos humanos.
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Disclosures
Nenhum dos autores tem qualquer conflito de interesse para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de pesquisa Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) e uma bolsa de pesquisa Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) da Universidade de Antuérpia; por uma bolsa senior clinical investigator (para VFS) e bolsas de pesquisa do Fundo para a Pesquisa Científica Flandres (Números de Aplicação 1842219N, G021019N, G0D0520N e G021420N); por uma bolsa de pesquisa da ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); por uma concessão Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Agradecemos às empresas Abbott e Boston Scientific por patrocinarem grande parte dos líderes do marca-passo e das empresas, Medtronic e Biotronik, pelo empréstimo de um programador de marca-passo. Agradecemos aos animais da Unidade de Animais da Universidade de Antuérpia pelo excelente cuidado com os animais.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
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