Summary

Aplysia Preparação de Ganglia para Análises Eletrofisiológicas e Moleculares de Neurônios Únicos

Published: January 13, 2014
doi:

Summary

A caracol marinha Aplysia californica tem sido amplamente utilizada como modelo de neurobiologia para os estudos sobre base celular e molecular do comportamento. Aqui é descrita uma metodologia para explorar o sistema nervoso da Aplysia para as análises eletrofisiológicas e moleculares de neurônios únicos de circuitos neurais identificados.

Abstract

Um grande desafio na neurobiologia é entender os fundamentos moleculares dos circuitos neurais que governam um comportamento específico. Uma vez identificados os mecanismos moleculares específicos, novas estratégias terapêuticas podem ser desenvolvidas para tratar anormalidades em comportamentos específicos causados por doenças degenerativas ou envelhecimento do sistema nervoso. O caracol marinho Aplysia californica é adequado para as investigações de base celular e molecular do comportamento porque circuitos neurais subjacentes a um comportamento específico poderiam ser facilmente determinados e os componentes individuais do circuito poderiam ser facilmente manipulados. Essas vantagens da Aplísia levaram a várias descobertas fundamentais da neurobiologia da aprendizagem e da memória. Aqui descrevemos uma preparação do sistema nervoso da Aplysia para as análises eletrofisiológicas e moleculares dos neurônios individuais. Resumidamente, o gânglio dissecado do sistema nervoso é exposto à protease para remover a baia de gânglio, de modo que os neurônios sejam expostos, mas retenham a atividade neuronal como no animal intacto. Esta preparação é usada para realizar medições eletrofisiológicas de neurônios únicos ou múltiplos. É importante ressaltar que, após o registro utilizando uma metodologia simples, os neurônios poderiam ser isolados diretamente dos gânglios para análise de expressão genética. Esses protocolos foram utilizados para realizar gravações eletrofisiológicas simultâneas de neurônios L7 e R15, estudar sua resposta à acetilcolina e à expressão quantitante do gene CREB1 em neurônios isolados L7, L11, R15 e R2 da Aplysia.

Introduction

O cérebro humano é extraordinariamente complexo com quase 100 bilhões de neurônios e trilhões de conexões sinápticas. Há quase um número igual de células nonneuronas que interagem com neurônios e regulam sua função no cérebro. Os neurônios são organizados em circuitos que regulam comportamentos específicos. Apesar dos avanços em nossa compreensão das funções cerebrais e circuitos neurais, pouco se sabe sobre a identidade dos componentes dos circuitos que controlam um comportamento específico. O conhecimento das identidades de vários componentes de um circuito facilitará muito nossa compreensão da base celular e molecular do comportamento e ajudará no desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas para distúrbios neuropsiquiátricos.

O caracol marinho Aplysia californica tem sido um cavalo de trabalho para determinar circuitos neuronais subjacentes a comportamentos específicos1-14. O sistema nervoso da Aplysia contém aproximadamente 20.000 neurônios que são organizados em 9 gânglios diferentes. Os neurônios da Aplísia são grandes e podem ser facilmente identificados com base em seu tamanho, propriedades elétricas e posição no gânglio. A Aplysia tem um rico repertório de comportamentos que podem ser estudados. Um dos comportamentos bem estudados é o reflexo de retirada de brânquias (GWR). Os componentes centrais deste reflexo estão situados em gânglios abdominais. Componentes do circuito GWR foram mapeados e contribuições de vários componentes determinados. É importante ressaltar que o circuito GWR sofre aprendizado associativo e não associativo5,6,15-19. Décadas de estudo sobre esse reflexo também identificaram diversas vias de sinalização que têm um papel fundamental na aprendizagem e na memória20-24.

Várias preparações diferentes da Aplysia foram usadas para estudar base celular e molecular do armazenamento de memória. Estes incluem o animal intacto2,3, preparação semi-intacta1,7,13,14,16 e reconstituição dos principais componentes do circuito neural25-29. Uma preparação reduzida para explorar a Aplysia gânglios para as análises eletrofisiológicas e moleculares de circuitos neuronais identificados é descrita aqui. Foram estudados os quatro neurônios identificados a seguir. R15, um neurônio estourando, L7 e L11, dois neurônios motores diferentes e R2, um neurônio colinérgico foram estudados. R2 é o maior neurônio descrito no sistema nervoso invertebrado. Resumidamente, essa metodologia envolve o tratamento protease de gânglios, medidas eletrofisiológicas antes e depois de tratamentos farmacológicos e isolamento de neurônios únicos para análise quantitativa da expressão genética. Essa metodologia nos permite combinar análises moleculares com gravação simultânea de múltiplos neurônios. Esta metodologia foi utilizada com sucesso para estudar respostas de neurônios R15 e L7 à acetilcolina (Ach) por gravações intracelulares emparelhadas. Após medições eletrofisiológicas R15 e L7 e outros neurônios identificados como L11 e R2 foram isolados para análise quantitativa da reação em cadeia de polimerase (qPCR) da expressão do CREB1, fator de transcrição importante para o armazenamento da memória.

Protocol

1. Preparação de Gânglios Abdominais, Medidas Eletrofisiológicas e Isolamento de Neurônios Identificados Únicos do Gânglio Abdominal da Aplysia californica Mantenha a Aplysia no aquário de laboratório com água do mar artificial circulante (ASW) a 16 °C sob 12:12 claras:condições escuras. Isolamento do gânglio abdominal. Anestesiar animais injetando 380 mM MgCl2 solução por 5-10 min (equivalente a 30-35% do peso corporal do animal). Identi…

Representative Results

Os pesos dos animais utilizados neste estudo variaram de 100 a 200 g. Seguindo os protocolos descritos, realizamos medições eletrofisiológicas e análise molecular de neurônios de gânglios abdominais isolados de animais que variam de 2-5 g a 200-300 g. A padronização do tratamento protease é importante para medições eletrofisiológicas bem sucedidas de neurônios nos gânglios. Inicialmente, foram utilizadas concentrações e durações de protease múltipla (Dispase) e potenciais de…

Discussion

O neurônio R15 está envolvido na regulação dos sistemas cardiovascular, digestivo, respiratório e reprodutivo30. Uma atividade de estouro regularmente rítmico do AP é uma característica do R15. Como mostrado na seção de resultados, a gravação emparelhada de R15 e L7 mostra que a preparação de gânglios preservou a atividade dos neurônios R15. Os neurônios R15 e L7 responderam apropriadamente ao Ach. Esta preparação de gânglios poderia ser mantida até 8-10 horas e a atividade eletrofisiológ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos sinceramente à Fundação Whitehall por seu apoio ao financiamento e fundos de startup do Scripps Research Institute para a realização deste trabalho.

Materials

Aplysia National Aplysia Resource Facility, University of Miami
NaCl SIGMA S 3014-1KG
KCl SIGMA P 9333-500G
CaCl2•2H2O SIGMA C5080- 500G
MgCl2•6H2O Fisher Scientific BP 214-501
NaHCO4 SIGMA S 6297-250G
HEPES SIGMA H 3375-500G
Protease GIBCO 17105-042
Trizol Ambion 15596-026
Chloroform MP Biomedicals 2194002
100% Ethanol ACROS 64-17-5
GlycoBlue Ambion AM9515
3 M NaOAc, pH 5.5 Ambion AM9740
Nuclease free water Ambion AM9737
MessageAmp II aRNA Amplification Kit Ambion AM1751
qScript cDNA SuperMix Quanta Biosciences 95048-100
Power SYBR Green PCR Master Mix Applied Biosystems 4367659
Forceps Fine Science Tools 11252-20
Scissors Fine Science Tools 15000-08
Stainless Steel Minutien Pins  Fine Science Tools 26002-10 or
26002-20
Veriti Thermal Cycler Applied Biosystems Veriti Thermal Cycler
5430R Centrifuge Eppendorf 5430R Centrifuge
7900HT Fast Real-Time PCR Applied Biosystems 7900HT Fast Real-Time PCR
Amplifier BRAMP-01R NPI Electronics
Digidata Converter Instrutech ITC-18 HEKA ELEKTRONIK
Micro Manipulator Patch Star Scientifica

References

  1. Cleary, L. J., Byrne, J. H., Frost, W. N. Role of interneurons in defensive withdrawal reflexes in Aplysia. Learn. Mem. 2, 133-151 (1995).
  2. Elliott, C. J., Susswein, A. J. Comparative neuroethology of feeding control in molluscs. The J. Exp. Biol. 205, 877-896 (2002).
  3. Nargeot, R., Simmers, J. Functional organization and adaptability of a decision-making network in Aplysia. Front. Neurosci. 6, 113 (2012).
  4. Baxter, D. A., Byrne, J. H. Feeding behavior of Aplysia: a model system for comparing cellular mechanisms of classical and operant conditioning. Learn. Mem. 13, 669-680 (2006).
  5. Castellucci, V., Pinsker, H., Kupfermann, I., Kandel, E. R. Neuronal mechanisms of habituation and dishabituation of the gill-withdrawal reflex in Aplysia. Science. 167, 1745-1748 (1970).
  6. Castellucci, V. F., Carew, T. J., Kandel, E. R. Cellular analysis of long-term habituation of the gill-withdrawal reflex of Aplysia californica. Science. 202, 1306-1308 (1978).
  7. Dembrow, N. C., et al. A newly identified buccal interneuron initiates and modulates feeding motor programs in Aplysia. J. Neurophysiol. 90, 2190-2204 (2003).
  8. Fredman, S. M., Jahan-Parwar, B. Command neurons for locomotion in Aplysia. J. Neurophysiol. 49, 1092-1117 (1983).
  9. Jing, J., Vilim, F. S., Cropper, E. C., Weiss, K. R. Neural analog of arousal: persistent conditional activation of a feeding modulator by serotonergic initiators of locomotion. J. Neurosci. 28, 12349-12361 (2008).
  10. McManus, J. M., Lu, H., Chiel, H. J. An in vitro preparation for eliciting and recording feeding motor programs with physiological movements in Aplysia californica. J. Vis. Exp. (4320), (2012).
  11. McPherson, D. R., Blankenship, J. E. Neuronal modulation of foot and body-wall contractions in Aplysia californica. J. Neurophysiol. 67, 23-28 (1992).
  12. Miller, N., Saada, R., Fishman, S., Hurwitz, I., Susswein, A. J. Neurons controlling Aplysia feeding inhibit themselves by continuous NO production. PloS one. 6, (2011).
  13. Perrins, R., Weiss, K. R. A cerebral central pattern generator in Aplysia and its connections with buccal feeding circuitry. J. Neurosci. 16, 7030-7045 (1996).
  14. Xin, Y., Weiss, K. R., Kupfermann, I. An identified interneuron contributes to aspects of six different behaviors in Aplysia. J. Neurosci. 16, 5266-5279 (1996).
  15. Carew, T. J., Castellucci, V. F., Byrne, J. H., Kandel, E. R. Quantitative analysis of relative contribution of central and peripheral neurons to gill-withdrawal reflex in Aplysia californica. J. Neurophysiol. 42, 497-509 (1979).
  16. Cohen, T. E., Kaplan, S. W., Kandel, E. R., Hawkins, R. D. A simplified preparation for relating cellular events to behavior: mechanisms contributing to habituation, dishabituation, and sensitization of the Aplysia gill-withdrawal reflex. J. Neurosci. 17, 2886-2899 (1997).
  17. Frost, L., et al. A simplified preparation for relating cellular events to behavior: contribution of LE and unidentified siphon sensory neurons to mediation and habituation of the Aplysia gill- and siphon-withdrawal reflex. J. Neurosci. 17, 2900-2913 (1997).
  18. Frost, W. N., Castellucci, V. F., Hawkins, R. D., Kandel, E. R. Monosynaptic connections made by the sensory neurons of the gill- and siphon-withdrawal reflex in Aplysia participate in the storage of long-term memory for sensitization. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 82, 8266-8269 (1985).
  19. Hawkins, R. D., Greene, W., Kandel, E. R. Classical conditioning, differential conditioning, and second-order conditioning of the Aplysia gill-withdrawal reflex in a simplified mantle organ preparation. Behav. Neurosci. 112, 636-645 (1998).
  20. Hawkins, R. D., Clark, G. A., Kandel, E. R. Operant conditioning of gill withdrawal in Aplysia. J. Neurosci. 26, 2443-2448 (2006).
  21. Cai, D., Chen, S., Glanzman, D. L. Postsynaptic regulation of long-term facilitation in Aplysia. Curr. Biol. 18, 920-925 (2008).
  22. Ho, V. M., Lee, J. A., Martin, K. C. The cell biology of synaptic plasticity. Science. 334, 623-628 (2011).
  23. Kandel, E. R. The molecular biology of memory storage: a dialogue between genes and synapses. Science. 294, 1030-1038 (2001).
  24. Wan, Q., Abrams, T. W. Trans-synaptic plasticity: presynaptic initiation, postsynaptic memory. Curr. Biol. 18, 220-223 (2008).
  25. Bao, J. X., Kandel, E. R., Hawkins, R. D. Involvement of presynaptic and postsynaptic mechanisms in a cellular analog of classical conditioning at Aplysia sensory-motor neuron synapses in isolated cell culture. J. Neurosci. 18, 458-466 (1998).
  26. Lorenzetti, F. D., Baxter, D. A., Byrne, J. H. Classical conditioning analog enhanced acetylcholine responses but reduced excitability of an identified neuron. J. Neurosci. 31, 14789-14793 (2011).
  27. Martin, K. C., et al. Synapse-Specific, Long-Term Facilitation of Aplysia Sensory to Motor Synapses: A Function for Local Protein Synthesis in Memory Storage. Cell. 91, 927-938 (1997).
  28. Montarolo, P. G., et al. A critical period for macromolecular synthesis in long-term heterosynaptic facilitation in Aplysia. Science. 234, 1249-1254 (1986).
  29. Mozzachiodi, R., Lorenzetti, F. D., Baxter, D. A., Byrne, J. H. Changes in neuronal excitability serve as a mechanism of long-term memory for operant conditioning. Nat. Neurosci. 11, 1146-1148 (2008).
  30. Alevizos, A., Weiss, K. R., Koester, J. Synaptic actions of identified peptidergic neuron R15 in Aplysia. I. Activation of respiratory pumping. J. Neurosci. 11, 1263-1274 (1991).
  31. Heid, C. A., Stevens, J., Livak, K. J., Williams, P. M. Real time quantitative PCR. Genome. Res. 6, 986-994 (1996).
  32. Moroz, L. L., et al. Neuronal transcriptome of Aplysia: neuronal compartments and circuitry. Cell. 127, 1453-1467 (2006).
  33. Moroz, L. L., Kohn, A. B. Do different neurons age differently? Direct genome-wide analysis of aging in single identified cholinergic neurons. Front. Aging Neurosci. 2, (2010).
  34. Kadakkuzha, B. M., Puthanveettil, S. V. Genomics and proteomics in solving brain complexity. Mol. BioSyst. , (2013).
  35. Clemens, S., Katz, P. S. Identified serotonergic neurons in the Tritonia swim CPG activate both ionotropic and metabotropic receptors. J. Neurophysiol. 85, 476-479 (2001).
  36. Murray, J. A., Hewes, R. S., Willows, A. O. Water-flow sensitive pedal neurons in Tritonia: role in rheotaxis. J. Comp. Physiol. 171, 373-385 (1992).
  37. Katz, P. S., Frost, W. N. Intrinsic neuromodulation in the Tritonia swim CPG: the serotonergic dorsal swim interneurons act presynaptically to enhance transmitter release from interneuron C2. J. Neurosci. 15, 6035-6045 (1995).
  38. Brown, G. D., Frost, W. N., Getting, P. A. Habituation and iterative enhancement of multiple components of the Tritonia swim response. Behav. Neurosci. 110, 478-485 (1996).
  39. Popescu, I. R., Frost, W. N. Highly dissimilar behaviors mediated by a multifunctional network in the marine mollusk Tritonia diomedea. J. Neurosci. 22, 1985-1993 (2002).
  40. Megalou, E. V., Brandon, C. J., Frost, W. N. Evidence that the swim afferent neurons of tritonia diomedea are glutamatergic. Biol. Bull. 216, 103-112 (2009).
  41. Hill, E. S., Vasireddi, S. K., Bruno, A. M., Wang, J., Frost, W. N. Variable neuronal participation in stereotypic motor programs. PloS one. 7, (2012).
  42. Yeoman, M. S., Patel, B. A., Arundell, M., Parker, K., O’Hare, D. Synapse-specific changes in serotonin signalling contribute to age-related changes in the feeding behaviour of the pond snail. Lymnaea. J. Neurochem. 106, 1699-1709 (2008).
  43. Moroz, L. L., Dahlgren, R. L., Boudko, D., Sweedler, J. V., Lovell, P. Direct single cell determination of nitric oxide synthase related metabolites in identified nitrergic neurons. J. Inorg. Biochem. 99, 929-939 (2005).
  44. Alania, M., Sakharov, D. A., Elliott, C. J. Multilevel inhibition of feeding by a peptidergic pleural interneuron in the mollusc Lymnaea stagnalis. J. Comp. Physiol. 190, 379-390 (2004).
  45. Straub, V. A., Benjamin, P. R. Extrinsic modulation and motor pattern generation in a feeding network: a cellular study. J. Neurosci. 21, 1767-1778 (2001).
  46. Vehovszky, A., Elliott, C. J. The octopamine-containing buccal neurons are a new group of feeding interneurons in the pond snail Lymnaea stagnalis. Acta Biol. Hungarica. 51, 165-176 (2000).
  47. Jansen, R. F., Pieneman, A. W., ter Maat, A. Spontaneous switching between ortho- and antidromic spiking as the normal mode of firing in the cerebral giant neurons of freely behaving Lymnaea stagnalis. J. Neurophysiol. 76, 4206-4209 (1996).
  48. McCrohan, C. R., Benjamin, P. R. Synaptic relationships of the cerebral giant cells with motoneurones in the feeding system of Lymnaea stagnalis. J. Exp. Biol. 85, 169-186 (1980).
  49. Malyshev, A. Y., Balaban, P. M. Buccal neurons activate ciliary beating in the foregut of the pteropod mollusk Clione limacina. J. Exp. Biol. 212, 2969-2976 (2009).
  50. Ierusalimsky, V. N., Balaban, P. M. Primary sensory neurons containing command neuron peptide constitute a morphologically distinct class of sensory neurons in the terrestrial snail. Cell Tissue Res. 330, 169-177 (2007).
  51. Malyshev, A. Y., Balaban, P. M. Identification of mechanoafferent neurons in terrestrial snail: response properties and synaptic connections. J. Neurophysiol. 87, 2364-2371 (2002).
  52. Balaban, P. M., et al. A single serotonergic modulatory cell can mediate reinforcement in the withdrawal network of the terrestrial snail. Neurobiol. Learn. Mem. 75, 30-50 (2001).
  53. Ierusalimsky, V. N., Zakharov, I. S., Palikhova, T. A., Balaban, P. M. Nervous system and neural maps in gastropod Helix lucorum. 24, 13-22 (1994).
  54. Kharchenko, O. A., Grinkevich, V. V., Vorobiova, O. V., Grinkevich, L. N. Learning-induced lateralized activation of the MAPK/ERK cascade in identified neurons of the food-aversion network in the mollusk Helix lucorum. Neurobiol. Learn. Mem. 94, 158-166 (2010).
  55. Ivanova, J. L., et al. Intracellular localization of the HCS2 gene products in identified snail neurons in vivo and in vitro. Cell. Mol. Neurobiol.. 26, 127-144 (2006).
  56. Kiss, T. Evidence for a persistent Na-conductance in identified command neurones of the snail, Helix pomatia. Brain Res. 989, 16-25 (2003).
  57. Balaban, P. M. Cellular mechanisms of behavioral plasticity in terrestrial snail. Neurosci. Biobehav. Rev. 26, 597-630 (2002).
check_url/kr/51075?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Akhmedov, K., Kadakkuzha, B. M., Puthanveettil, S. V. Aplysia Ganglia Preparation for Electrophysiological and Molecular Analyses of Single Neurons. J. Vis. Exp. (83), e51075, doi:10.3791/51075 (2014).

View Video