إعداد الابتدائية عضلي السلائف الخلية / ثقافات Myoblast من بصل الفقارية الأنساب
Summary
في الثقافة المختبر أثبتت أنظمة لا غنى عنها في فهمنا لتكون العضل الفقاريات. ومع ذلك، لا يزال هناك الكثير الذي يمكن تعلمه عن تنمية العضلات والهيكل العظمي nonmammalian والنمو، لا سيما في الأصناف القاعدية. بروتوكول كفاءة وقوية لعزل الخلايا الجذعية البالغة من هذا النسيج، والخلايا السلائف عضلي (البلدان المتوسطية الشريكة)، والحفاظ على التجديد الذاتي، والانتشار، وتمايز في إطار الثقافة الأولية يسمح لتحديد آليات تنظيمية والحفظ في جميع أنحاء متباينة الأنساب الفقاريات.
Abstract
نظرا لصعوبة الكامنة والوقت الذي يتطلبه مع دراسة برنامج عضلي في الجسم الحي، ونظم الثقافة الأولية المستمدة من الخلايا الجذعية البالغة من سكان العضلات والهيكل العظمي، والخلايا السلائف عضلي (البلدان المتوسطية الشريكة)، وقد ثبت لا غنى عنها في فهمنا لتطوير الهيكل العظمي والعضلات في الثدييات و النمو. خاصة بين الأصناف القاعدية من الفقاريات، ولكن، من محدودية البيانات واصفا الآليات الجزيئية التي تتحكم في تجديد الذات، والانتشار، والتفريق بين البلدان المتوسطية الشريكة. ذات أهمية خاصة هي الآليات المحتملة التي تكمن وراء قدرة الفقاريات القاعدية للخضوع كبيرة postlarval الهيكل العظمي ليف عضلي تضخم (أي الأسماك مكتملة العظام) وتجديد كامل بعد فقدان أطرافهم (أي urodele البرمائيات). بالإضافة إلى ذلك، يمكن استخدام myoblasts مثقف مساعدة في فهم التجديد وخلاصة البرنامج عضلي والخلافات بينهما. إلىلهذه الغاية، ونحن تصف بالتفصيل بروتوكول قوية وفعالة (والاختلافات فيه) لعزل والمحافظة على البلدان المتوسطية الشريكة وذريتها، وmyoblasts myotubes غير ناضجة، في خلية ثقافة كمنصة لفهم تطور البرنامج عضلي، بدءا من أكثر الفقاريات القاعدية. الاستفادة من الوضع الكائن نموذج من الزرد (دانيو rerio)، ونحن تقريرا عن تطبيق هذا البروتوكول لأسماك صغيرة من كليد الكارب Danioninae. جنبا إلى جنب، وهذا البروتوكول يمكن استخدامها لتحقيق المنهج المقارن أوسع من خلال عزل الدول المتوسطية الشريكة من قنفذ البحر المكسيكي (Ambystomamexicanum) وحتى القوارض المختبر. والآن تستخدم على نطاق واسع في دراسة هذا البروتوكول تكون العضل في العديد من أنواع الأسماك، بما في ذلك سمك السلمون المرقط قوس قزح، والسلمون، والشبوط 1-4.
Introduction
لقد تم الحصول على فهم كبير من الثدييات تكون العضل من خلال خلاصة هذه العملية في كل من الماوس الأساسي (المصحف العضلة) myoblast الثقافات وخط الخلية المستمدة من الماوس موصوفة وصفا جيدا، C2C12 5. بدأت في 1950s 6، وقد أدت هذه الثقافات إلى الكثير من التقدم في فهم البرنامج murinemyogenic، وبالتالي، تكون العضل في الفقاريات الأخرى. بالإضافة إلى ذلك، زادت خلية واحدة تقنيات ليف عضلي ازدراع من فهم التفاعلات بين الخلايا الأقمار الصناعية وmyofibers المحيطة 7-9. الثقافات الخليوي وجاذبية خاصة للتحقيقات من تكون العضل بسبب الوقت القصير من السلائف لخلايا متمايزة 10، السهولة النسبية لترنسفكأيشن لرني 11-14، 15،16 المعدلة وراثيا و overexpression الدراسات 14،17،18، التوسع في المختبر تليها زرع في الجسم الحي 18-20، وحتى شركاتاريسون الخلايا السلائف عضلي وكلاء ينظم لهم عبر الأصناف 21،22. بينما الاختلافات نظرا للبيئة اصطناعية للنظام الثقافة وقد وصفت 5،23، وقد أثبتت هذه النظم في المختبر ليكون لا غنى عنه لدينا تشريح برنامج معقدة تنظم تشكيل متعددة النوى، mononucleated myofibersfrom متباينة عضال الخلايا الاصلية التكاثري المعروفة باسم myosatellite الخلايا (اللجان الدائمة) بين الثدييات.
خارج من فئة الثدييات، ومع ذلك، فهم الحفظ و / أو اختلاف في آليات السيطرة تكون العضل سيئة، إلى حد كبير بسبب صعوبة في زراعة الخلايا السلائف عضلي (البلدان المتوسطية الشريكة) وmyoblasts من مختلف الأصناف. في الواقع، لقد فقط وصفت الثقافات myoblast الأولية في ثلاثة طيور 24-26، واحدة من الزواحف 27، عدد قليل من البرمائيات 28-30، وبعض الأسماك 1،3،4،31-33. خطوط الخلايا عضلي مستمر من هاءrtebrates غيرها من القوارض 34-36، بل هي أكثر نادرة، مع الخط فقط غير الثدييات عضلي خلية مشتق من السمان الياباني (Cortunix تفرضه اليابان)، QM7 37. على الرغم من العديد من المحاولات في تخليد، لا يزال خط خلية عضلي مكتملة العظام بعيد المنال، وبروتوكول للترنسفكأيشن كفاءة هذه الخلايا تم نشره فقط هذا العام 15. وبالتالي، فإن هناك حاجة بروتوكولات واضحة جدا وجيدا الأمثل لزراعة البلدان المتوسطية الشريكة الابتدائية وmyoblasts من مجموعة متنوعة من الفقاريات بكثير ليس فقط لتوسيع معرفتنا لتطور البرنامج عضلي، ولكن لتوظيف قوة علم وظائف الأعضاء المقارن لتحقيق اختراقات في علاج أمراض العضلات والهيكل العظمي البشري والاضطرابات.
في حين أن الأدب يحتوي على العديد من التقارير MPC / myoblast العزلة 38-49، فإنه من الشائع للكتاب لوصف بروتوكولات لمثل هذه العزلة في سطور، غالبا ما تكون ناقصة، والأشكال. علاوة على ذلك، معظم بروتوكولات المفيد الريبوrted تم تطويرها للفئران 50-53، وبعض هذه تعتمد على اختيار الأجسام المضادة 54،55 أو 56،57 الجينات المحورة مضان، مما يجعل هذه البروتوكولات غير صالحة للاستعمال أو الأنواع غير القوارض اعمق غير عملي يستخدمها علماء البيولوجيا العضلات. مع المعروفة قليلا عن السمكية، البرمائيات، والزواحف تكون العضل، بروتوكول مفصلة وشاملة، وصفت مع التوجيه السمعي البصري وبكفاءة تظاهروا في الأنواع بعيدة الصلة، ستكون مفيدة للغاية في الميدان.
وصف لأول مرة من قبل باول وزملاؤه في عام 1989 58، وقد وضعت البروتوكول التالية في البداية إلى عزل الدول المتوسطية الشريكة وmyoblasts من أسماك السلمون (وهي تراوت قوس قزح، هينوكس mykiss، وسمك السلمون الأطلسي، سالموسالار) وبعض الكارب أكبر (أي ذهبية، Carassiusauratusauratus) . في عام 2000، وFauconneau Paboeuf الأمثل ثقافة myoblast الأولية لتراوت قوس قزح 59، وminoroptimizations أماهدي هذا البروتوكول للاستعمال في عدة البلم أصغر من كليد Danioninae (الزرد، دانيو rerio، ودانيو العملاق، Devario aequipinnatus) 32 وذلك بسبب العديد من الأدوات الجينية المتاحة للعمل الزرد وبالتالي الأقارب المقربين. الأسماك مكتملة العظام هي كائنات جذابة للدراسة نظرا لاستراتيجيتهم النمو المتباينة (على الأقل في معظم الأنواع). السلمون كبيرة، مثل معظم الأسماك، وتنمو indeterminately، مع إمكانات النمو لا يعوقها على الخط المقارب عند الاستحقاق، حتى في سن الشيخوخة 60-62. خلافا الزرد، danionins كبيرة مثل دانيو العملاق 63 وإمكانات النمو العرض دانيو شاربان نموذجية من الأسماك مكتملة العظام، مما يجعل تجاور بهم مباشرة إلى منصة مثالية لفهم ما إذا كان اختيار مصير الخلية لجنة السياسة النقدية تلعب دورا في تضخم العضلات والهيكل العظمي مقابل تضخم.
وبالمثل، لقد أثبتنا أن هذا البروتوكول يمكن استخدامها مع الفئران وقنافذ البحر، مع العائد خلية عالية نسبيا وviabمؤشرات ility. السلمندر Urodele، مثل قنفذ البحر المكسيكي (Ambystomamexicanum)، وتمتلك قدرة ملحوظة على تجديد الأنسجة، بما في ذلك الأطراف وذيول 64-66 بأكمله. هذه الخاصية تجعل هذه البرمائيات نماذج مثيرة للاهتمام من تلف العضلات والهيكل العظمي والشيخوخة. باستخدام بروتوكول موضح أدناه، نهجا مماثلا يمكن القيام بها كما حدث في العديد من أنواع الأسماك، وتوفير سياق المقارنة أوسع لمثل هذه الدراسات. كما العديد من علماء الأحياء المقارن حقا نقدر، ويمكن إجراء التقدم الأكثر وضوحا في مجال البيولوجيا الأساسية ومتعدية الطب الحيوي عندما يتم تحليل البيانات ضمن أوسع نطاق (هنا، ونسب الفقاريات بأكمله).
Protocol
Representative Results
Discussion
برنامج عضلي، في أيهما الأنواع التي تم فحصها، يمكن دراسة معظم بسهولة من خلال نظام في المختبر. في الواقع، بناء على العزلة، وخلايا السلائف عضلي (البلدان المتوسطية الشريكة) في الأسماك أو خلايا myosatellite (اللجان الدائمة) في الثدييات تدخل بسهولة هذه العملية تنطوي على درج…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
فإن الكتاب أود أن أعرب العديد بفضل الدكاترة. جوسيب بلاناس وخوان كاستيو للخبرات المهنية في تطوير وتطبيق هذا البروتوكول إلى ثقافة الأسماك الصغيرة والبرمائيات. الشكر أيضا نظرا لعدد لا يحصى من الأفراد الذين ساعدوا بلا كلل مع تشريح والتفكك من الأنسجة العضلية من العديد من الأسماك (سواء في الأنواع والعدد)، بما في ذلك الشحن ماثيو، Delci كريستنسن، زاكاري فاولر، بروك فرانزين، ناثان FROEHLICH، كيرا مارشال، بن ماير، إيثان Remily، وSinibaldo روميرو. وأيد هذا العمل من قبل جامعة ألاباما في برمنغهام قسم البيولوجيا الأموال البدء، مركز البحوث البروتياز المعاهد الوطنية للصحة منح # 2P20 RR015566، المعاهد الوطنية للصحة NIAMS غرانت # R03AR055350، وNDSU تقدم إلى الأمام جبهة الخلاص الوطني جرانت # HRD-0811239 لPRB. وقدم الدعم أيضا من قبل مركز بحوث السمنة UAB التغذية الجائزة # P30DK056336، المعاهد الوطنية للصحة NIDDK. محتوياته هي الجهة الوحيدة المسؤولة عن المؤلفين والقيام ليس بالضرورةتمثل وجهة النظر الرسمية من المعاهد الوطنية للصحة.
Materials
| Table 1. Detailed Reagent Information | ||||
| Reagent | Company (Preferred v. Alternate) | Catalog Number (Preferred v. Alternate) | Quantity per Culture | |
| γ-irradiated poly-L-lysine | Sigma-Aldrich (MP Biomedicals) | P5899 (ICN19454405) | 5 mg | |
| DMEM (high glucose) | Sigma-Aldrich (cellgro) | MT-50-003-PB (D7777) | 2 L | |
| Laminin | BD Biosciences (Sigma-Aldrich) | CB-40232 (L2020) | 1 mg | |
| Sodium Bicarbonate (NaHCO3) | Fisher Scientific (Sigma-Aldrich) | BP328-500 (S5761) | 1.51 g | |
| HEPES (C8H18N2O4S) | Fisher Scientific (Sigma-Aldrich) | BP310-1 (H6147) | 9.53 g | |
| Antibiotic/Antimycotic | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SV3007901 (A5955) | 17-20 mL | |
| Gentamicin Sulfate | Lonza (Sigma-Aldrich) | BW17-519Z (G1397) | 2-3 mL | |
| Donor Equine Sera | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SH3007403 (H1270) | 75 mL | |
| Fetal Bovine Sera | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SH3007103 (F2442) | 25 mL | |
| Collagenase (Type IV) | Worthington (Sigma-Aldrich) | LS004189 (C9891) | 0.44 g | |
| Trypsin (from Pancreas) | MP Biomedicals (Sigma-Aldrich) | ICN15357125 (T5266) | 1 g | |
| Table 2. Consumables, Tools and Equipment | ||||
| Consumable | Tools | Equipment | ||
| Cell Culture Plates | Forceps (Coarse) | Serological Pipettor | ||
| Sterile 50 mL Conical Tubes | Forceps (Fine) | pH Meter | ||
| Laboratory Tape | Scalpel Handles | Chilling Incubator (Echotherm) | ||
| 0.2 μm Vacuum Sterilization Systems | Scalpel Blades (#10, #11) | Laminar Flow Hood | ||
| Water-repellant Autoclave Paper | Surgical Scissors | Vacuum Manifold | ||
| Serological Pipettes | Glass Petri Dishes | Microosmolality Meter | ||
| 12-16 G Cannulas with Luer Locks | ||||
| Table 3. Optimized Volumes for Coating Cell Culture Plates | ||||
| Plate Size | cm^2 per Well | Poly-L-lysine* | Laminin** | |
| 6 well | 9.5 | 1.6 mL | 1 | |
| 24 well | 1.9 | 0.32 | 0.2 | |
| 48 well | 0.95 | 0.16 | 0.1 | |
| 96 well | 0.32 | 0.06 | 0.03 | |
| *0.1 mg/mL concentration | ** 0.020 mg/mL concentration | |||
| Table 4. Media for Isolation, Dissociation, and Culture | ||||
| Reagent | Isolation | Wash | Dissociation | Complete |
| Base Medium | 419.25 mL | 395.40 mL | 297.00 mL | 178.00 mL |
| PSF* | 5.00 mL | 4.00 mL | 3.00 mL | 2.00 mL |
| Gentamicin Sulfate** | 0.75 mL | 0.60 mL | – | – |
| Donor Equine Serum | 75.00 mL | – | – | – |
| Fetal Bovine Serum*** | – | – | – | 20.00 mL |
| * PSF: penicillin/streptomycin/fungizone cocktail (100x); ** 50 mg/mL concentration; *** Characterized | ||||
| Table 5. Recommended Dilutions and Plating Volumes | ||||
| Plate Size | cm^2 per Well | Dilution | Plating Volume | |
| 6 well | 9.5 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 1 mL | |
| 24 well | 1.9 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 250 μL | |
| 48 well | 0.95 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 150 μL | |
| 96 well | 0.32 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 50-100 μL | |
| Table 6. Average number of cells per g tissue | ||||
| Species | Average # cells/g tissue | |||
| Danio rerio | 6,400,000 | |||
| Danio dangila | 1,783,000 | |||
| Devario aequipinnatus | 1,797,000 | |||
| Oncorhynchus mykiss | 66,800 | |||
| Table 7. Recommended Incubation Temperatures | ||||
| Species | Temperature | |||
| Danio/ Devario spp. | 26 – 28 °C | |||
| Oncorhynchus/Salmo spp. | 10* – 18 °C | |||
| Ambystoma mexicanum | 18°C | |||
| * Lower temperatures support lower proliferation rates. | ||||
References
- Rescan, P. Y., Gauvry, L., Paboeuf, G. A gene with homology to myogenin is expressed in developing myotomal musculature of the rainbow trout and in vitro during the conversion of myosatellite cells to myotubes. FEBS Letters. 362 (1), 89-92 (1995).
- Castillo, J., Codina, M., Martinez, M. L., Navarro, I., Gutierrez, J. Metabolic and mitogenic effects of IGF-I and insulin on muscle cells of rainbow trout. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 286 (5), 935-941 (2004).
- Bower, N. I., Johnston, I. A. Paralogs of Atlantic salmon myoblast determination factor genes are distinctly regulated in proliferating and differentiating myogenic cells. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 298 (6), 1615-1626 (2010).
- Funkenstein, B., Balas, V., Skopal, T., Radaelli, G., Rowlerson, A. Long-term culture of muscle explants from Sparus aurata. Tissue & Cell. 38 (6), 399-415 (2006).
- Cornelison, D. D. Context matters: in vivo and in vitro influences on muscle satellite cell activity. Journal of Cellular Biochemistry. 105 (3), 663-669 (2008).
- Harris, M. Quantitative growth studies with chick myoblasts in glass substrate cultures. Growth. 21 (3), 149-166 (1957).
- Cornelison, D. D., Wold, B. J. Single-cell analysis of regulatory gene expression in quiescent and activated mouse skeletal muscle satellite cells. 발생학. 191 (2), 270-283 (1997).
- Yablonka-Reuveni, Z., et al. The transition from proliferation to differentiation is delayed in satellite cells from mice lacking MyoD. 발생학. 210 (2), 440-455 (1999).
- Yablonka-Reuveni, Z., Seger, R., Rivera, A. J. Fibroblast growth factor promotes recruitment of skeletal muscle satellite cells in young and old rats. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 47 (1), 23-42 (1999).
- Le Moigne, A., et al. Characterization of myogenesis from adult satellite cells cultured in vitro. The International Journal of Developmental Biology. 34 (1), 171-180 (1990).
- Tripathi, A. K., Ramani, U. V., Patel, A. K., Rank, D. N., Joshi, C. G. Short hairpin RNA-induced myostatin gene silencing in caprine myoblast cells in vitro. Applied Biochemistry and Biotechnology. 169 (2), 688-694 (2013).
- Ghahramani Seno, ., M, M., et al. Transcriptomic analysis of dystrophin RNAi knockdown reveals a central role for dystrophin in muscle differentiation and contractile apparatus organization. BMC Genomics. 11, 345 (2010).
- Honda, M., Hosoda, M., Kanzawa, N., Tsuchiya, T., Toyo-oka, T. Specific knockdown of delta-sarcoglycan gene in C2C12 in vitro causes post-translational loss of other sarcoglycans without mechanical stress. Molecular and Cellular Biochemistry. (1-2), 323-321 (2009).
- Rochard, P., et al. Mitochondrial activity is involved in the regulation of myoblast differentiation through myogenin expression and activity of myogenic factors. The Journal of Biological Chemistry. 275 (4), 2733-2744 (2000).
- Jackson, M. F., Hoversten, K. E., Powers, J. M., Trobridge, G. D., Rodgers, B. D. Genetic manipulation of myoblasts and a novel primary myosatellite cell culture system: comparing and optimizing approaches. The FEBS Journal. 280 (3), 827-839 (2013).
- McGrew, M. J., Rosenthal, N. Transgenic analysis of cardiac and skeletal myogenesis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (6), 251-256 (1994).
- Dong, Y., Pan, J. S., Zhang, L. Myostatin suppression of Akirin1 mediates glucocorticoid-induced satellite cell dysfunction. PLoS ONE. 8 (3), (2013).
- Chen, Y., Melton, D. W., Gelfond, J. A., McManus, L. M., Shireman, P. K. MiR-351 transiently increases during muscle regeneration and promotes progenitor cell proliferation and survival upon differentiation. Physiological Genomics. 44 (21), 1042-1051 (2012).
- Shadrach, J. L., Wagers, A. J. Stem Cells for skeletal muscle repair. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1575), 2297-2306 (2011).
- Wu, X., Wang, S., Chen, B., An, X. Muscle-derived stem cells: isolation, characterization, differentiation, and application in cell and gene therapy. Cell and Tissue Research. 340 (3), 549-567 (2010).
- Farini, A., Razini, P., Erratico, S., Torrente, Y., Meregalli, M. Cell based therapy for Duchenne muscular dystrophy. Journal of Cellular Physiology. 221 (3), 526-534 (2009).
- Kim, H. J., Archer, E., Escobedo, N., Tapscott, S. J., Unguez, G. A. Inhibition of mammalian muscle differentiation by regeneration blastema extract of Sternopygus macrurus. Developmental Dynamics: an Official Publication of the American Association of Anatomists. 237 (10), 2830-2843 (2008).
- McGann, C. J., Odelberg, S. J., Keating, M. T. Mammalian myotube dedifferentiation induced by newt regeneration extract. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (24), 13699-13704 (2001).
- Cosgrove, B. D., Sacco, A., Gilbert, P. M., Blau, H. M. A home away from home: challenges and opportunities in engineering in vitro muscle satellite cell niches. Differentiation; Research in Biological Diversity. 78 (2-3), 2-3 (2009).
- Colbert, D. A., Edwards, K., Coleman, J. R. Studies on the organisation of the chicken genome and its expression during myogenesis in vitro. Differentiation; Research in Biological Diversity. 5 (2-3), 91-96 (1976).
- Bowman, L. H., Emerson, C. P. Post-transcriptional regulation of ribosome accumulation during myoblast differentiation. Cell. 10 (4), 587-596 (1977).
- Sun, S. S., McFarland, D. C., Ferrin, N. H., Gilkerson, K. K. Comparison of insulin-like growth factor interaction with satellite cells and embryonic myoblasts derived from the turkey. Comparative Biochemistry and Physiology. Comparative Physiology. 102 (2), 235-243 (1992).
- Marusich, M. F., Simpson, S. B. Changes in cell surface antigens during in vitro lizard myogenesis. 발생학. 97 (2), 313-328 (1983).
- Schrag, J. A., Cameron, J. A. Regeneration of adult newt skeletal muscle tissue in vitro. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 77, 255-271 (1983).
- Hinkle, L., McCaig, C. D., Robinson, K. R. The direction of growth of differentiating neurones and myoblasts from frog embryos in an applied electric field. The Journal of Physiology. 314, 121-135 (1981).
- Yamane, H., Nishikawa, A. Differential muscle regulatory factor gene expression between larval and adult myogenesis in the frog Xenopus laevis: adult myogenic cell-specific myf5 upregulation and its relation to the notochord suppression of adult muscle differentiation. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. , (2013).
- Alexander, M. S., et al. Isolation and transcriptome analysis of adult zebrafish cells enriched for skeletal muscle progenitors. Muscle & Nerve. 43 (5), 741-750 (2011).
- Froehlich, J. M., Galt, N. J., Charging, M. J., Meyer, B. M., Biga, P. R. In vitro indeterminate teleost myogenesis appears to be dependent on Pax3. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. , (2013).
- Gabillard, J. C., Sabin, N., Paboeuf, G. In vitro characterization of proliferation and differentiation of trout satellite cells. Cell and Tissue Research. 342 (3), 471-477 (2010).
- Blau, H. M., Chiu, C. P., Webster, C. Cytoplasmic activation of human nuclear genes in stable heterocaryons. Cell. 32 (4), 1171-1180 (1983).
- Yaffe, D. Retention of differentiation potentialities during prolonged cultivation of myogenic cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 61 (2), 477-483 (1968).
- Yaffe, D., Saxel, O. Serial passaging and differentiation of myogenic cells isolated from dystrophic mouse muscle. Nature. 270 (5639), 725-727 (1977).
- Antin, P. B., Ordahl, C. P. Isolation and characterization of an avian myogenic cell line. 발생학. 143 (1), 111-121 (1991).
- Malatesta, M., Giagnacovo, M., Cardani, R., Meola, G., Pellicciari, C. Human myoblasts from skeletal muscle biopsies: in vitro culture preparations for morphological and cytochemical analyses at light and electron microscopy. Methods in Molecular Biology. 976, 67-79 (2013).
- Scott, I. C., Tomlinson, W., Walding, A., Isherwood, B., Dougall, I. G. Large-scale isolation of human skeletal muscle satellite cells from post-mortem tissue and development of quantitative assays to evaluate modulators of myogenesis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. , 10-1007 (2013).
- Baquero-Perez, B., Kuchipudi, S. V., Nelli, R. K., Chang, K. C. A simplified but robust method for the isolation of avian and mammalian muscle satellite cells. BMC Cell Biology. 13, (2012).
- Lu, A., et al. Isolation of myogenic progenitor populations from Pax7-deficient skeletal muscle based on adhesion characteristics. Gene Therapy. 15 (15), 1116-1125 (2008).
- Rouger, K., et al. Progenitor cell isolation from muscle-derived cells based on adhesion properties. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 55 (6), 607-618 (2007).
- Michal, J., et al. Isolation and characterization of canine satellite cells. In vitro cellular & Developmental Biology Animal. 38, 467-480 (2002).
- McFarland, D. C., et al. Isolation and characterization of myogenic satellite cells from the muscular dystrophic hamster. Tissue & Cell. 32 (3), 257-265 (2000).
- Burton, N. M., Vierck, J., Krabbenhoft, L., Bryne, K., Dodson, M. V. Methods for animal satellite cell culture under a variety of conditions. Methods in Cell Science: an Official Journal of the Society for In vitro Biology. 22 (1), 51-61 (2000).
- Pavlath, G. K. Isolation, purification, and growth of human skeletal muscle cells. Methods in Molecular Medicine. 2, 307-317 (1996).
- Rosenblatt, J. D., Lunt, A. I., Parry, D. J., Partridge, T. A. Culturing satellite cells from living single muscle fiber explants. In vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 31 (10), 773-779 (1995).
- Doumit, M. E., Merkel, R. A. Conditions for isolation and culture of porcine myogenic satellite cells. Tissue & Cell. 24 (2), 253-262 (1992).
- Barjot, C., Jbilo, O., Chatonnet, A., Bacou, F. Expression of acetylcholinesterase gene during in vitro differentiation of rabbit muscle satellite cells. Neuromuscular Disorders: NMD. 3 (5-6), 443-446 (1993).
- Pasut, A., Oleynik, P., Rudnicki, M. A. Isolation of muscle stem cells by fluorescence activated cell sorting cytometry. Methods in Molecular Biology. 798, 53-64 (2012).
- Danoviz, M. E., Yablonka-Reuveni, Z. Skeletal muscle satellite cells: background and methods for isolation and analysis in a primary culture system. Methods in Molecular Biology. 798, 21-52 (2012).
- Musaro, A., Barberi, L. Isolation and culture of mouse satellite cells. Methods in Molecular Biology. 633, 101-111 (2010).
- Sherwood, R. I., et al. Isolation of adult mouse myogenic progenitors: functional heterogeneity of cells within and engrafting skeletal muscle. Cell. 119 (4), 543-554 (2004).
- Yi, L., Rossi, F. Purification of progenitors from skeletal muscle. J. Vis. Exp. (49), (2011).
- Tamaki, T., et al. Skeletal muscle-derived CD34+/45- and CD34-/45- stem cells are situated hierarchically upstream of Pax7+ cells. Stem Cells and Development. 17 (4), 653-667 (2008).
- Bosnakovski, D., et al. Prospective isolation of skeletal muscle stem cells with a Pax7 reporter. Stem Cells. 26 (12), 3194-3204 (2008).
- Montarras, D., et al. Direct isolation of satellite cells for skeletal muscle regeneration. Science. 309 (5743), 2064-2067 (2005).
- Powell, R. L., Dodson, M. V., Cloud, J. G. Cultivation and differentiation of satellite cells from skeletal muscle of the rainbow trout Salmo gairdneri. Journal of Experimental Zoology. 250 (3), 333-338 (1989).
- Fauconneau, B., Paboeuf, G. Effect of fasting and refeeding on in vitro muscle cell proliferation in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Cell and Tissue Research. 301 (3), 459-463 (2000).
- Rescan, P. Y. Muscle growth patterns and regulation during fish ontogeny. General and Comparative Endocrinology. 142 (1-2), 111-116 (2005).
- Johnston, I. A., Bower, N. I., Macqueen, D. J. Growth and the regulation of myotomal muscle mass in teleost fish. The Journal of Experimental Biology. 214, 1617-1628 (2011).
- Mommsen, T. P. Paradigms of growth in fish. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 129 (2-3), 207-219 (2001).
- Biga, P. R., Goetz, F. W. Zebrafish and giant danio as models for muscle growth: determinate vs. indeterminate growth as determined by morphometric analysis. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 291 (5), 1327-1337 (2006).
- Roy, S., Gatien, S. Regeneration in axolotls: a model to aim for! Experimental Gerontology. 43 (11), 968-973 (2008).
- Echeverri, K., Tanaka, E. M. Ectoderm to mesoderm lineage switching during axolotl tail regeneration. Science. 298 (5600), 1993-1996 (2002).
- Tanaka, E. M., Reddien, P. W. The cellular basis for animal regeneration. Developmental Cell. 21 (1), 172-185 (2011).
- Froehlich, J. M., Galt, N. J., Charging, M. J., Meyer, B. M., Biga, P. R. In vitro indeterminate teleost myogenesis appears to be dependent on Pax3. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 49 (5), 371-385 (2013).
- Seger, C., et al. Analysis of Pax7 expressing myogenic cells in zebrafish muscle development, injury, and models of disease. Developmental Dynamics: an Official Publication of the American Association of Anatomists. 240 (11), 2440-2451 (2011).
- Gabillard, J. C., Ralliere, C., Sabin, N., Rescan, P. Y. The production of fluorescent transgenic trout to study in vitro myogenic cell differentiation. BMC Biotechnology. 10, (2010).
- Bond, M. D., Van Wart, H. E. Purification and separation of individual collagenases of Clostridium histolyticum using red dye ligand chromatography. 생화학. 23 (13), 3077-3085 (1984).
- Garikipati, D. K., Rodgers, B. D. Myostatin inhibits myosatellite cell proliferation and consequently activates differentiation: evidence for endocrine-regulated transcript processing. The Journal of Endocrinology. 215 (1), 177-187 (2012).
- Sanchez-Gurmaches, J., Cruz-Garcia, L., Gutierrez, J., Navarro, I. mRNA expression of fatty acid transporters in rainbow trout: in vivo and in vitro regulation by insulin, fasting and inflammation and infection mediators. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Molecular & Integrative Physiology. 163 (2), 177-188 (2012).
- Garikipati, D. K., Rodgers, B. D. Myostatin stimulates myosatellite cell differentiation in a novel model system: evidence for gene subfunctionalization. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 302 (9), 1059-1066 (2012).
- Vraskou, Y., et al. Direct involvement of tumor necrosis factor-α in the regulation of glucose uptake in rainbow trout muscle cells. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 300 (3), 716-723 (1152).
- Cleveland, B. M., Weber, G. M. Effects of insulin-like growth factor-I, insulin, and leucine on protein turnover and ubiquitin ligase expression in rainbow trout primary myocytes. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 298 (2), 341-350 (2010).
- Seiliez, I., et al. Amino acids downregulate the expression of several autophagy-related genes in rainbow trout myoblasts. Autophagy. 8 (3), 364-375 (2012).
- Chapalamadugu, K. C., et al. Dietary carbohydrate level affects transcription factor expression that regulates skeletal muscle myogenesis in rainbow trout. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 153 (1), 66-72 (2009).
- Seiliez, I., et al. Myostatin induces atrophy of trout myotubes through inhibiting the TORC1 signaling and promoting Ubiquitin-Proteasome and Autophagy-Lysosome degradative pathways. General and Comparative Endocrinology. 186, 9-15 (2013).
- Codina, M., et al. Metabolic and mitogenic effects of IGF-II in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) myocytes in culture and the role of IGF-II in the PI3K/Akt and MAPK signalling pathways. General and Comparative Endocrinology. 157 (2), 116-124 (2008).
- Seiliez, I., Sabin, N., Gabillard, J. C. Myostatin inhibits proliferation but not differentiation of trout myoblasts. Molecular and Cellular Endocrinology. 351 (2), 220-226 (2012).
- Averous, J., Gabillard, J. C., Seiliez, I., Dardevet, D. Leucine limitation regulates myf5 and myoD expression and inhibits myoblast differentiation. Experimental Cell Research. 318 (3), 217-227 (2012).
- Fauconneau, B., Paboeuf, G. Sensitivity of muscle satellite cells to pollutants: an in vitro and in vivo comparative approach. Aquatic Toxicology. 53 (3-4), 247-263 (2001).
