הכנת תא / תרבויות והיצמדות למנגנון הראשי myogenic מבשר משושלות חוליות בסל
Summary
בתרבות חוץ גופית מערכות הוכיחו הכרחיות להבנה של myogenesis חוליות שלנו. עם זאת, הרבה עדיין לא למד על פיתוח שרירי שלד nonmammalian וצמיחה, במיוחד במינים הבזליים. פרוטוקול יעיל וחזק לבידוד בתאי גזע בוגרים של רקמה זו, התאים המבשר myogenic (MPCs), ושמירה על ההתחדשות העצמית שלהם, שגשוג, ובידול בהגדרת תרבות העיקרית מאפשר זיהוי של מנגנוני פיקוח שימור ומסתעפים לאורך שושלות חוליות.
Abstract
בשל הקושי המובנה והזמן כרוך בלימוד תכנית myogenic in vivo, מערכות התרבות עיקריות נובעות מתאי גזע בוגרים תושב שרירי שלד, התאים המבשר myogenic (MPCs), הוכיחו הכרחיות להבנה של התפתחות שרירי שלד שלנו ושל יונקים צמיחה. במיוחד בקרב המינים הבסיסיים של Vertebrata, עם זאת, הנתונים הם מוגבלים המתאר את המנגנונים המולקולריים שליטה החידוש העצמי, שגשוג, והתמיינות של MPCs. עניין מיוחד הם מנגנונים אפשריים העומדים בבסיס היכולת של בעלי חוליות הבזליים לעבור היפרפלזיה ניכרת postlarval שלד myofiber (חוליות דגים כלומר) והתחדשות מלאה הבאות אובדן סרח (כלומר urodele דו חיים). בנוסף, השימוש בmyoblasts התרבותית יכול לסייע בהבנה של התחדשות והשחזור של תכנית myogenic וההבדלים ביניהם. אללצורך זה, אנו מתארים בפירוט פרוטוקול חזק ויעיל (ווריאציות בו) לבידוד ושמירה על MPCs וצאצאיהם, myoblasts וmyotubes לא בוגר, בתרבית תאים כפלטפורמה להבנת האבולוציה של תכנית myogenic, החל יותר בעלי חוליות בסיס. וניצול של מעמדו אורגניזם המודל של דג הזברה (Danio rerio), אנו מדווחים על היישום של פרוטוקול זה לדגים קטנים של clade cyprinid Danioninae. במקביל, פרוטוקול זה יכול להיות מנוצל כדי להבין גישה השוואתית רחבה יותר על ידי בידוד MPCs מהאמביסטומה המקסיקנית (Ambystomamexicanum) ואפילו המכרסמים מעבדה. פרוטוקול זה הוא כיום בשימוש נרחב בלימוד myogenesis בכמה מיני דגים, ביניהם פורל קשת, דגי סלמון והדניס 1-4.
Introduction
הבנה ניכרת של myogenesis יונקים הושגה באמצעות המחזר של תהליך זה בשתי תרבויות וההיצמדות למנגנון עכבר עיקרי (מאסכאלאס) ושורת תאי שמקורם בעכבר היטב תאר, C2C12 5. החל משנת 1950s 6, תרבויות אלה הביאו להתקדמות רבה בהבנה של תכנית murinemyogenic, ובהרחבה, myogenesis בחוליות אחרות. בנוסף, טכניקות myofiber explant תא בודד הגבירו את ההבנה של יחסי גומלין בין תאי לווין וmyofibers סביב 7-9. בתרביות תאים הן אטרקטיביות במיוחד לחקירות של myogenesis בשל הזמן הקצר ממבשרת לתא מובחן 10, קלות היחסית של transfection לRNAi 14,17,18 התרחבות 11-14, 15,16 וביטוי יתר מהונדס לימודים, במבחנה ואחרי השתלת in vivo 18-20, ואפילו compאריסון לתאי myogenic מבשר וסוכני הוויסות שלהם על פני מיני 21,22. בעוד הבדלים בשל הסביבה המלאכותית של מערכת התרבות תוארו 5,23, במבחנה מערכות אלה הוכיחו להיות הכרחיים לנתיחה של התכנית המורכבת המסדירה את הקמתה של multinucleated, myofibersfrom הבדיל סופני mononucleated תאי שגשוג המכונים myosatellite תאים (MSCs) בקרב היונקים.
מחוץ לכיתת היונקים, לעומת זאת, השימור ו / או הסטייה של מנגנוני השליטה myogenesis הם הבינו היטב, במידה רבה בשל הקושי בתאי culturing myogenic מבשר (MPCs) וmyoblasts ממינים שונים. אכן, תרבויות והיצמדות למנגנון עיקריות שרק תוארו בשלוש ציפורים 24-26, זוחל אחד 27, כמה דו חיים 28-30, וכמה דגים 1,3,4,31-33. שורות תאי myogenic רציפים מvertebrates האחר מאשר המכרסמים 34-36 הם אפילו יותר נדירים, עם הקו רק שאינו יונקים myogenic התא שנגזר משליו יפני (japonica Cortunix), QM7 37. למרות ניסיונות רבים בהנצחה, שורת תאי myogenic חוליות נותרת חמקמקה ופרוטוקול עבור transfection יעיל של תאים אלה יצא לאור השנה 15 בלבד. לפיכך, פרוטוקולים ברורים ומותאמים היטב לculturing MPCs וmyoblasts עיקריים ממגוון רחב של בעלי חוליות יש צורך מאוד לא רק להרחיב עוד יותר את הידע של האבולוציה של תכנית myogenic שלנו, אבל כדי להעסיק את כוחה של פיזיולוגיה השוואתית לבצע פריצות דרך ב לטיפול במחלות אנושיות שלד שרירים והפרעות.
בעוד שהספרות מכילה דיווחים רבים של בידוד MPC / היצמדות למנגנון 38-49, מקובל עבור סופרים לתאר את הפרוטוקולים לבידודים כגון בקצרה, לעתים קרובות לא שלמים, פורמטים. יתר על כן, הפרוטוקולים המאלף ביותר ריפוrted פותחו עבור עכברי 50-53, וחלק מאלה מסתמך על בחירת נוגדן 54,55 או transgenes הקרינה 56,57, מה שהופך את הפרוטוקולים הללו לבלתי שמישות או מינים שאינם מכרסמים מעשיים כמוסים מנוצלים על ידי ביולוגים שריר. עם מעט ידוע על piscine, דו חיים, הזוחלים וmyogenesis, פרוטוקול מפורט ויסודי, שתוארה עם הדרכה קולית וויזואלית וביעילות הפגינה במינים שאינם קרובים, יהיה מועיל ביותר בתחום.
תואר לראשונה על ידי פאוול ועמיתיו בשנת 1989 58, הפרוטוקול הבא פותח בתחילה כדי לבודד MPCs וmyoblasts מדגי salmonid (כלומר, פורל קשת, Oncorhynchus mykiss, וסלמון האטלנטי, סאלאר Salmo) וחלק cyprinids גדול יותר (כלומר, דג זהב, Carassiusauratusauratus) . ב2000, Fauconneau וPaboeuf מותאם תרבות והיצמדות למנגנון עיקרי לפורל קשת 59, ואמא minoroptimizationsדה שהפרוטוקול לניצול בכמה דגיגים קטנים יותר של clade Danioninae (דג הזברה, rerio Danio, וDanio הענק, Devario aequipinnatus) 32 בשל כלים גנטיים הרבים הזמינים לעבודת דג הזברה ובכך קרובי משפחתה הקרובים. דגי חוליות הם אורגניזמים אטרקטיביים למחקר בשל אסטרטגיית הצמיחה מסתעפת (לפחות ברוב המינים). salmonids הגדול, כמו רוב הדגים, גדל אבד את הכיוון, עם פוטנציאל צמיחה בלתי מוגבל על ידי אסימפטוטה במועד הפירעון, גם בגיל המבוגר 60-62. שלא כמו דג הזברה, danionins הגדול כגון Danio הענק 63 ופוטנציאל צמיחת תצוגת Danio משופם טיפוסי של דגי חוליות, מה שהופך את צירופם הישיר פלטפורמה אידיאלית להבנה אם בחירת גורל תא MPC משחקת תפקיד בהיפרפלזיה שרירי שלד לעומת היפרטרופיה.
כמו כן, אנו מראים כי פרוטוקול זה יכול לשמש גם עם עכברים וaxolotls, עם תשואת תא גבוהה יחסית וviabמדדי ility. סלמנדרות Urodele, כגון האמביסטומה המקסיקנית (Ambystomamexicanum), להחזיק את היכולת יוצאת דופן כדי לחדש רקמות, כוללים גפיים וזנבות 64-66 כולו. מאפיין זה הופך את הדגמים מעניינים דו חיים אלה של בזבוז שריר שלד ואת הזדקנות. באמצעות הפרוטוקול המתואר להלן, בגישה דומה יכולה להתבצע כפי שנעשה במינים דגים רבים, מתן הקשר השוואתי רחב עוד יותר ללימודים כאלה. ביולוגים באמת השוואתיים כפי שרבים מעריכים, ההתקדמות המשמעותית ביותר בביולוגיה בסיסית ויו translational יכולה להתבצע כאשר הנתונים מנותחים בתוך הספקטרום הרחב ביותר (כאן, כל שושלת החוליות).
Protocol
Representative Results
Discussion
תכנית myogenic, במבין מינים שנבדקו, ניתן ללמוד אותם בקלות באמצעות מערכת במבחנה. ואכן, על בידוד, תאים מבשר myogenic (MPCs) בדגים או תאי myosatellite (MSCs) ביונקים בקלות להיכנס לתהליך המוסדר הזה מאוד מעורב ההתפשטות, נסיגת מחזור התא, ובידול מסוף של myoblasts וההיתוך של myoblasts אלה לmyotubes המתהו…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
המחברים מבקשים להאריך הרבה תודות לבני זוג. פפ Planas וחואן קסטיו למומחיותם המקצועית בפיתוח והיישום של פרוטוקול תרבות זו לדגים קטנים ודו חיים. תודה גם לאינספור אנשים שיש להם ללא לאות בסיוע עם הנתיחה והניתוק של רקמת שריר מדגים רבים (שניהם במין ומספר), ובם מתיו טעינה, Delci כריסטנסן, זכריה פאולר, ברוק פרנזן, נתן Froehlich, קירה מרשל, בן מאיר, איתן Remily, וSinibaldo רומרו. עבודה זו נתמכה על ידי אוניברסיטת אלבמה בבירמינגהם מחלקת כספים הזנק ביולוגיה, המרכז לפרוטאז NIH מענק המחקר # 2P20 RR015566, NIH NIAMS גרנט # R03AR055350, וNDSU Advance קדימה NSF גרנט # HRD-0,811,239 לPRB. תמיכה הייתה גם מסופקת על ידי P30DK056336 # הפרס UAB התזונה השמנת יתר מרכז המחקר, NIH NIDDK. תכניו הם באחריות בלעדית של הכותבים ואינם בהכרחמייצג את הדעות הרשמיות של NIH.
Materials
| Table 1. Detailed Reagent Information | ||||
| Reagent | Company (Preferred v. Alternate) | Catalog Number (Preferred v. Alternate) | Quantity per Culture | |
| γ-irradiated poly-L-lysine | Sigma-Aldrich (MP Biomedicals) | P5899 (ICN19454405) | 5 mg | |
| DMEM (high glucose) | Sigma-Aldrich (cellgro) | MT-50-003-PB (D7777) | 2 L | |
| Laminin | BD Biosciences (Sigma-Aldrich) | CB-40232 (L2020) | 1 mg | |
| Sodium Bicarbonate (NaHCO3) | Fisher Scientific (Sigma-Aldrich) | BP328-500 (S5761) | 1.51 g | |
| HEPES (C8H18N2O4S) | Fisher Scientific (Sigma-Aldrich) | BP310-1 (H6147) | 9.53 g | |
| Antibiotic/Antimycotic | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SV3007901 (A5955) | 17-20 mL | |
| Gentamicin Sulfate | Lonza (Sigma-Aldrich) | BW17-519Z (G1397) | 2-3 mL | |
| Donor Equine Sera | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SH3007403 (H1270) | 75 mL | |
| Fetal Bovine Sera | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SH3007103 (F2442) | 25 mL | |
| Collagenase (Type IV) | Worthington (Sigma-Aldrich) | LS004189 (C9891) | 0.44 g | |
| Trypsin (from Pancreas) | MP Biomedicals (Sigma-Aldrich) | ICN15357125 (T5266) | 1 g | |
| Table 2. Consumables, Tools and Equipment | ||||
| Consumable | Tools | Equipment | ||
| Cell Culture Plates | Forceps (Coarse) | Serological Pipettor | ||
| Sterile 50 mL Conical Tubes | Forceps (Fine) | pH Meter | ||
| Laboratory Tape | Scalpel Handles | Chilling Incubator (Echotherm) | ||
| 0.2 μm Vacuum Sterilization Systems | Scalpel Blades (#10, #11) | Laminar Flow Hood | ||
| Water-repellant Autoclave Paper | Surgical Scissors | Vacuum Manifold | ||
| Serological Pipettes | Glass Petri Dishes | Microosmolality Meter | ||
| 12-16 G Cannulas with Luer Locks | ||||
| Table 3. Optimized Volumes for Coating Cell Culture Plates | ||||
| Plate Size | cm^2 per Well | Poly-L-lysine* | Laminin** | |
| 6 well | 9.5 | 1.6 mL | 1 | |
| 24 well | 1.9 | 0.32 | 0.2 | |
| 48 well | 0.95 | 0.16 | 0.1 | |
| 96 well | 0.32 | 0.06 | 0.03 | |
| *0.1 mg/mL concentration | ** 0.020 mg/mL concentration | |||
| Table 4. Media for Isolation, Dissociation, and Culture | ||||
| Reagent | Isolation | Wash | Dissociation | Complete |
| Base Medium | 419.25 mL | 395.40 mL | 297.00 mL | 178.00 mL |
| PSF* | 5.00 mL | 4.00 mL | 3.00 mL | 2.00 mL |
| Gentamicin Sulfate** | 0.75 mL | 0.60 mL | – | – |
| Donor Equine Serum | 75.00 mL | – | – | – |
| Fetal Bovine Serum*** | – | – | – | 20.00 mL |
| * PSF: penicillin/streptomycin/fungizone cocktail (100x); ** 50 mg/mL concentration; *** Characterized | ||||
| Table 5. Recommended Dilutions and Plating Volumes | ||||
| Plate Size | cm^2 per Well | Dilution | Plating Volume | |
| 6 well | 9.5 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 1 mL | |
| 24 well | 1.9 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 250 μL | |
| 48 well | 0.95 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 150 μL | |
| 96 well | 0.32 | 1.5-2.0×10^6 cells/mL | 50-100 μL | |
| Table 6. Average number of cells per g tissue | ||||
| Species | Average # cells/g tissue | |||
| Danio rerio | 6,400,000 | |||
| Danio dangila | 1,783,000 | |||
| Devario aequipinnatus | 1,797,000 | |||
| Oncorhynchus mykiss | 66,800 | |||
| Table 7. Recommended Incubation Temperatures | ||||
| Species | Temperature | |||
| Danio/ Devario spp. | 26 – 28 °C | |||
| Oncorhynchus/Salmo spp. | 10* – 18 °C | |||
| Ambystoma mexicanum | 18°C | |||
| * Lower temperatures support lower proliferation rates. | ||||
References
- Rescan, P. Y., Gauvry, L., Paboeuf, G. A gene with homology to myogenin is expressed in developing myotomal musculature of the rainbow trout and in vitro during the conversion of myosatellite cells to myotubes. FEBS Letters. 362 (1), 89-92 (1995).
- Castillo, J., Codina, M., Martinez, M. L., Navarro, I., Gutierrez, J. Metabolic and mitogenic effects of IGF-I and insulin on muscle cells of rainbow trout. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 286 (5), 935-941 (2004).
- Bower, N. I., Johnston, I. A. Paralogs of Atlantic salmon myoblast determination factor genes are distinctly regulated in proliferating and differentiating myogenic cells. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 298 (6), 1615-1626 (2010).
- Funkenstein, B., Balas, V., Skopal, T., Radaelli, G., Rowlerson, A. Long-term culture of muscle explants from Sparus aurata. Tissue & Cell. 38 (6), 399-415 (2006).
- Cornelison, D. D. Context matters: in vivo and in vitro influences on muscle satellite cell activity. Journal of Cellular Biochemistry. 105 (3), 663-669 (2008).
- Harris, M. Quantitative growth studies with chick myoblasts in glass substrate cultures. Growth. 21 (3), 149-166 (1957).
- Cornelison, D. D., Wold, B. J. Single-cell analysis of regulatory gene expression in quiescent and activated mouse skeletal muscle satellite cells. 발생학. 191 (2), 270-283 (1997).
- Yablonka-Reuveni, Z., et al. The transition from proliferation to differentiation is delayed in satellite cells from mice lacking MyoD. 발생학. 210 (2), 440-455 (1999).
- Yablonka-Reuveni, Z., Seger, R., Rivera, A. J. Fibroblast growth factor promotes recruitment of skeletal muscle satellite cells in young and old rats. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 47 (1), 23-42 (1999).
- Le Moigne, A., et al. Characterization of myogenesis from adult satellite cells cultured in vitro. The International Journal of Developmental Biology. 34 (1), 171-180 (1990).
- Tripathi, A. K., Ramani, U. V., Patel, A. K., Rank, D. N., Joshi, C. G. Short hairpin RNA-induced myostatin gene silencing in caprine myoblast cells in vitro. Applied Biochemistry and Biotechnology. 169 (2), 688-694 (2013).
- Ghahramani Seno, ., M, M., et al. Transcriptomic analysis of dystrophin RNAi knockdown reveals a central role for dystrophin in muscle differentiation and contractile apparatus organization. BMC Genomics. 11, 345 (2010).
- Honda, M., Hosoda, M., Kanzawa, N., Tsuchiya, T., Toyo-oka, T. Specific knockdown of delta-sarcoglycan gene in C2C12 in vitro causes post-translational loss of other sarcoglycans without mechanical stress. Molecular and Cellular Biochemistry. (1-2), 323-321 (2009).
- Rochard, P., et al. Mitochondrial activity is involved in the regulation of myoblast differentiation through myogenin expression and activity of myogenic factors. The Journal of Biological Chemistry. 275 (4), 2733-2744 (2000).
- Jackson, M. F., Hoversten, K. E., Powers, J. M., Trobridge, G. D., Rodgers, B. D. Genetic manipulation of myoblasts and a novel primary myosatellite cell culture system: comparing and optimizing approaches. The FEBS Journal. 280 (3), 827-839 (2013).
- McGrew, M. J., Rosenthal, N. Transgenic analysis of cardiac and skeletal myogenesis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (6), 251-256 (1994).
- Dong, Y., Pan, J. S., Zhang, L. Myostatin suppression of Akirin1 mediates glucocorticoid-induced satellite cell dysfunction. PLoS ONE. 8 (3), (2013).
- Chen, Y., Melton, D. W., Gelfond, J. A., McManus, L. M., Shireman, P. K. MiR-351 transiently increases during muscle regeneration and promotes progenitor cell proliferation and survival upon differentiation. Physiological Genomics. 44 (21), 1042-1051 (2012).
- Shadrach, J. L., Wagers, A. J. Stem Cells for skeletal muscle repair. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1575), 2297-2306 (2011).
- Wu, X., Wang, S., Chen, B., An, X. Muscle-derived stem cells: isolation, characterization, differentiation, and application in cell and gene therapy. Cell and Tissue Research. 340 (3), 549-567 (2010).
- Farini, A., Razini, P., Erratico, S., Torrente, Y., Meregalli, M. Cell based therapy for Duchenne muscular dystrophy. Journal of Cellular Physiology. 221 (3), 526-534 (2009).
- Kim, H. J., Archer, E., Escobedo, N., Tapscott, S. J., Unguez, G. A. Inhibition of mammalian muscle differentiation by regeneration blastema extract of Sternopygus macrurus. Developmental Dynamics: an Official Publication of the American Association of Anatomists. 237 (10), 2830-2843 (2008).
- McGann, C. J., Odelberg, S. J., Keating, M. T. Mammalian myotube dedifferentiation induced by newt regeneration extract. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (24), 13699-13704 (2001).
- Cosgrove, B. D., Sacco, A., Gilbert, P. M., Blau, H. M. A home away from home: challenges and opportunities in engineering in vitro muscle satellite cell niches. Differentiation; Research in Biological Diversity. 78 (2-3), 2-3 (2009).
- Colbert, D. A., Edwards, K., Coleman, J. R. Studies on the organisation of the chicken genome and its expression during myogenesis in vitro. Differentiation; Research in Biological Diversity. 5 (2-3), 91-96 (1976).
- Bowman, L. H., Emerson, C. P. Post-transcriptional regulation of ribosome accumulation during myoblast differentiation. Cell. 10 (4), 587-596 (1977).
- Sun, S. S., McFarland, D. C., Ferrin, N. H., Gilkerson, K. K. Comparison of insulin-like growth factor interaction with satellite cells and embryonic myoblasts derived from the turkey. Comparative Biochemistry and Physiology. Comparative Physiology. 102 (2), 235-243 (1992).
- Marusich, M. F., Simpson, S. B. Changes in cell surface antigens during in vitro lizard myogenesis. 발생학. 97 (2), 313-328 (1983).
- Schrag, J. A., Cameron, J. A. Regeneration of adult newt skeletal muscle tissue in vitro. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 77, 255-271 (1983).
- Hinkle, L., McCaig, C. D., Robinson, K. R. The direction of growth of differentiating neurones and myoblasts from frog embryos in an applied electric field. The Journal of Physiology. 314, 121-135 (1981).
- Yamane, H., Nishikawa, A. Differential muscle regulatory factor gene expression between larval and adult myogenesis in the frog Xenopus laevis: adult myogenic cell-specific myf5 upregulation and its relation to the notochord suppression of adult muscle differentiation. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. , (2013).
- Alexander, M. S., et al. Isolation and transcriptome analysis of adult zebrafish cells enriched for skeletal muscle progenitors. Muscle & Nerve. 43 (5), 741-750 (2011).
- Froehlich, J. M., Galt, N. J., Charging, M. J., Meyer, B. M., Biga, P. R. In vitro indeterminate teleost myogenesis appears to be dependent on Pax3. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. , (2013).
- Gabillard, J. C., Sabin, N., Paboeuf, G. In vitro characterization of proliferation and differentiation of trout satellite cells. Cell and Tissue Research. 342 (3), 471-477 (2010).
- Blau, H. M., Chiu, C. P., Webster, C. Cytoplasmic activation of human nuclear genes in stable heterocaryons. Cell. 32 (4), 1171-1180 (1983).
- Yaffe, D. Retention of differentiation potentialities during prolonged cultivation of myogenic cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 61 (2), 477-483 (1968).
- Yaffe, D., Saxel, O. Serial passaging and differentiation of myogenic cells isolated from dystrophic mouse muscle. Nature. 270 (5639), 725-727 (1977).
- Antin, P. B., Ordahl, C. P. Isolation and characterization of an avian myogenic cell line. 발생학. 143 (1), 111-121 (1991).
- Malatesta, M., Giagnacovo, M., Cardani, R., Meola, G., Pellicciari, C. Human myoblasts from skeletal muscle biopsies: in vitro culture preparations for morphological and cytochemical analyses at light and electron microscopy. Methods in Molecular Biology. 976, 67-79 (2013).
- Scott, I. C., Tomlinson, W., Walding, A., Isherwood, B., Dougall, I. G. Large-scale isolation of human skeletal muscle satellite cells from post-mortem tissue and development of quantitative assays to evaluate modulators of myogenesis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. , 10-1007 (2013).
- Baquero-Perez, B., Kuchipudi, S. V., Nelli, R. K., Chang, K. C. A simplified but robust method for the isolation of avian and mammalian muscle satellite cells. BMC Cell Biology. 13, (2012).
- Lu, A., et al. Isolation of myogenic progenitor populations from Pax7-deficient skeletal muscle based on adhesion characteristics. Gene Therapy. 15 (15), 1116-1125 (2008).
- Rouger, K., et al. Progenitor cell isolation from muscle-derived cells based on adhesion properties. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 55 (6), 607-618 (2007).
- Michal, J., et al. Isolation and characterization of canine satellite cells. In vitro cellular & Developmental Biology Animal. 38, 467-480 (2002).
- McFarland, D. C., et al. Isolation and characterization of myogenic satellite cells from the muscular dystrophic hamster. Tissue & Cell. 32 (3), 257-265 (2000).
- Burton, N. M., Vierck, J., Krabbenhoft, L., Bryne, K., Dodson, M. V. Methods for animal satellite cell culture under a variety of conditions. Methods in Cell Science: an Official Journal of the Society for In vitro Biology. 22 (1), 51-61 (2000).
- Pavlath, G. K. Isolation, purification, and growth of human skeletal muscle cells. Methods in Molecular Medicine. 2, 307-317 (1996).
- Rosenblatt, J. D., Lunt, A. I., Parry, D. J., Partridge, T. A. Culturing satellite cells from living single muscle fiber explants. In vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 31 (10), 773-779 (1995).
- Doumit, M. E., Merkel, R. A. Conditions for isolation and culture of porcine myogenic satellite cells. Tissue & Cell. 24 (2), 253-262 (1992).
- Barjot, C., Jbilo, O., Chatonnet, A., Bacou, F. Expression of acetylcholinesterase gene during in vitro differentiation of rabbit muscle satellite cells. Neuromuscular Disorders: NMD. 3 (5-6), 443-446 (1993).
- Pasut, A., Oleynik, P., Rudnicki, M. A. Isolation of muscle stem cells by fluorescence activated cell sorting cytometry. Methods in Molecular Biology. 798, 53-64 (2012).
- Danoviz, M. E., Yablonka-Reuveni, Z. Skeletal muscle satellite cells: background and methods for isolation and analysis in a primary culture system. Methods in Molecular Biology. 798, 21-52 (2012).
- Musaro, A., Barberi, L. Isolation and culture of mouse satellite cells. Methods in Molecular Biology. 633, 101-111 (2010).
- Sherwood, R. I., et al. Isolation of adult mouse myogenic progenitors: functional heterogeneity of cells within and engrafting skeletal muscle. Cell. 119 (4), 543-554 (2004).
- Yi, L., Rossi, F. Purification of progenitors from skeletal muscle. J. Vis. Exp. (49), (2011).
- Tamaki, T., et al. Skeletal muscle-derived CD34+/45- and CD34-/45- stem cells are situated hierarchically upstream of Pax7+ cells. Stem Cells and Development. 17 (4), 653-667 (2008).
- Bosnakovski, D., et al. Prospective isolation of skeletal muscle stem cells with a Pax7 reporter. Stem Cells. 26 (12), 3194-3204 (2008).
- Montarras, D., et al. Direct isolation of satellite cells for skeletal muscle regeneration. Science. 309 (5743), 2064-2067 (2005).
- Powell, R. L., Dodson, M. V., Cloud, J. G. Cultivation and differentiation of satellite cells from skeletal muscle of the rainbow trout Salmo gairdneri. Journal of Experimental Zoology. 250 (3), 333-338 (1989).
- Fauconneau, B., Paboeuf, G. Effect of fasting and refeeding on in vitro muscle cell proliferation in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Cell and Tissue Research. 301 (3), 459-463 (2000).
- Rescan, P. Y. Muscle growth patterns and regulation during fish ontogeny. General and Comparative Endocrinology. 142 (1-2), 111-116 (2005).
- Johnston, I. A., Bower, N. I., Macqueen, D. J. Growth and the regulation of myotomal muscle mass in teleost fish. The Journal of Experimental Biology. 214, 1617-1628 (2011).
- Mommsen, T. P. Paradigms of growth in fish. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 129 (2-3), 207-219 (2001).
- Biga, P. R., Goetz, F. W. Zebrafish and giant danio as models for muscle growth: determinate vs. indeterminate growth as determined by morphometric analysis. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 291 (5), 1327-1337 (2006).
- Roy, S., Gatien, S. Regeneration in axolotls: a model to aim for! Experimental Gerontology. 43 (11), 968-973 (2008).
- Echeverri, K., Tanaka, E. M. Ectoderm to mesoderm lineage switching during axolotl tail regeneration. Science. 298 (5600), 1993-1996 (2002).
- Tanaka, E. M., Reddien, P. W. The cellular basis for animal regeneration. Developmental Cell. 21 (1), 172-185 (2011).
- Froehlich, J. M., Galt, N. J., Charging, M. J., Meyer, B. M., Biga, P. R. In vitro indeterminate teleost myogenesis appears to be dependent on Pax3. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 49 (5), 371-385 (2013).
- Seger, C., et al. Analysis of Pax7 expressing myogenic cells in zebrafish muscle development, injury, and models of disease. Developmental Dynamics: an Official Publication of the American Association of Anatomists. 240 (11), 2440-2451 (2011).
- Gabillard, J. C., Ralliere, C., Sabin, N., Rescan, P. Y. The production of fluorescent transgenic trout to study in vitro myogenic cell differentiation. BMC Biotechnology. 10, (2010).
- Bond, M. D., Van Wart, H. E. Purification and separation of individual collagenases of Clostridium histolyticum using red dye ligand chromatography. 생화학. 23 (13), 3077-3085 (1984).
- Garikipati, D. K., Rodgers, B. D. Myostatin inhibits myosatellite cell proliferation and consequently activates differentiation: evidence for endocrine-regulated transcript processing. The Journal of Endocrinology. 215 (1), 177-187 (2012).
- Sanchez-Gurmaches, J., Cruz-Garcia, L., Gutierrez, J., Navarro, I. mRNA expression of fatty acid transporters in rainbow trout: in vivo and in vitro regulation by insulin, fasting and inflammation and infection mediators. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Molecular & Integrative Physiology. 163 (2), 177-188 (2012).
- Garikipati, D. K., Rodgers, B. D. Myostatin stimulates myosatellite cell differentiation in a novel model system: evidence for gene subfunctionalization. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 302 (9), 1059-1066 (2012).
- Vraskou, Y., et al. Direct involvement of tumor necrosis factor-α in the regulation of glucose uptake in rainbow trout muscle cells. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 300 (3), 716-723 (1152).
- Cleveland, B. M., Weber, G. M. Effects of insulin-like growth factor-I, insulin, and leucine on protein turnover and ubiquitin ligase expression in rainbow trout primary myocytes. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 298 (2), 341-350 (2010).
- Seiliez, I., et al. Amino acids downregulate the expression of several autophagy-related genes in rainbow trout myoblasts. Autophagy. 8 (3), 364-375 (2012).
- Chapalamadugu, K. C., et al. Dietary carbohydrate level affects transcription factor expression that regulates skeletal muscle myogenesis in rainbow trout. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 153 (1), 66-72 (2009).
- Seiliez, I., et al. Myostatin induces atrophy of trout myotubes through inhibiting the TORC1 signaling and promoting Ubiquitin-Proteasome and Autophagy-Lysosome degradative pathways. General and Comparative Endocrinology. 186, 9-15 (2013).
- Codina, M., et al. Metabolic and mitogenic effects of IGF-II in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) myocytes in culture and the role of IGF-II in the PI3K/Akt and MAPK signalling pathways. General and Comparative Endocrinology. 157 (2), 116-124 (2008).
- Seiliez, I., Sabin, N., Gabillard, J. C. Myostatin inhibits proliferation but not differentiation of trout myoblasts. Molecular and Cellular Endocrinology. 351 (2), 220-226 (2012).
- Averous, J., Gabillard, J. C., Seiliez, I., Dardevet, D. Leucine limitation regulates myf5 and myoD expression and inhibits myoblast differentiation. Experimental Cell Research. 318 (3), 217-227 (2012).
- Fauconneau, B., Paboeuf, G. Sensitivity of muscle satellite cells to pollutants: an in vitro and in vivo comparative approach. Aquatic Toxicology. 53 (3-4), 247-263 (2001).
