Summary

التصوير الكالسيوم داخل الخلايا<sup> 2+</sup> إشارات في الجسم المخطط النجمية من الفئران الكبار باستخدام مؤشرات الكالسيوم المشفرة وراثيا

Published: November 19, 2014
doi:

Summary

The properties and functions of astrocyte intracellular Ca2+ signals in the striatum remain incompletely explored. We describe methods to express genetically encoded calcium indicators in striatal astrocytes using adeno-associated viruses of serotype 2/5 (AAV2/5), as well as procedures to reliably image Ca2+ signals within striatal astrocytes in situ.

Abstract

Astrocytes display spontaneous intracellular Ca2+ concentration fluctuations ([Ca2+]i) and in several settings respond to neuronal excitation with enhanced [Ca2+]i signals. It has been proposed that astrocytes in turn regulate neurons and blood vessels through calcium-dependent mechanisms, such as the release of signaling molecules. However, [Ca2+]i imaging in entire astrocytes has only recently become feasible with genetically encoded calcium indicators (GECIs) such as the GCaMP series. The use of GECIs in astrocytes now provides opportunities to study astrocyte [Ca2+]i signals in detail within model microcircuits such as the striatum, which is the largest nucleus of the basal ganglia. In the present report, detailed surgical methods to express GECIs in astrocytes in vivo, and confocal imaging approaches to record [Ca2+]i signals in striatal astrocytes in situ, are described. We highlight precautions, necessary controls and tests to determine if GECI expression is selective for astrocytes and to evaluate signs of overt astrocyte reactivity. We also describe brain slice and imaging conditions in detail that permit reliable [Ca2+]i imaging in striatal astrocytes in situ. The use of these approaches revealed the entire territories of single striatal astrocytes and spontaneous [Ca2+]i signals within their somata, branches and branchlets. The further use and expansion of these approaches in the striatum will allow for the detailed study of astrocyte [Ca2+]i signals in the striatal microcircuitry.

Introduction

الخلايا النجمية هي الخلايا الدبقية في كل مكان وفيرة من الدماغ. ومن الثابت أن الخلايا النجمية خدمة الدعم الحيوي والأدوار التماثل الساكن بما في ذلك التخفيف من K + التركيز في الفضاء خارج الخلية، امتصاص الناقلات العصبية، فضلا عن توفير المواد المغذية. ومع ذلك، تشير الدراسات الحديثة أنها أيضا عرض [كا 2+] ط إشارات، والتي تحدث بشكل عفوي وبنسبة نشاط الخلايا العصبية 1. وجود نجمية [كا 2+] ط إشارات لقد كان يعتقد على نحو متزايد لتحريك تواصلهم مع الخلايا العصبية، وعلى هذا النحو قد تفسر على أنها شكل من أشكال "كا 2+ استثارة" داخل الخلايا النجمية. وتشير البيانات المتاحة على مدى العقدين الماضيين في ضبط الخلايا النجمية والخلايا العصبية التي قد تواصل، ربما بطريقة ثنائية الاتجاه. أولا، تستجيب الخلايا النجمية في كثير من الأحيان مع زيادة في [كا 2+] أنا عندما تفعيلها من خلال الموصلات العصبية وneuromodulators سراحهم من الخلايا العصبية 2. الثانية، [كا 2+] ط زيادات في الخلايا النجمية تسبب اطلاق سراح يشير الجزيئات من الخلايا النجمية التي بدورها قد تؤثر على الخلايا العصبية والأوعية الدموية. تشير الدلائل إلى أن الجزيئات التي صدرت من الخلايا النجمية تؤدي إلى تغيرات في وظائف من نقاط الاشتباك العصبي، والدوائر والسلوك في نهاية المطاف 3-5 عبر نجمية إلى إشارات الخلايا العصبية. ومع ذلك، يظل هذا المجال البحوث تتطور بسرعة، وقيل أن فهم أفضل ومفصل نجمية [كا 2+] هناك حاجة ط لحل بعض الشكوك الحالية 6.

في الأعمال السابقة، وقد تبين أن تحميل الجزء الأكبر من العضوية الكالسيوم 2+ الأصباغ مؤشر إلى فشل الخلايا النجمية لكشف موثوق [كا 2+] ط إشارات داخل الخلايا النجمية بكاملها في الثقافة و7-10 في الموقع. وقد نوقشت هذه النتائج من قبل الولايات المتحدة وغيرها 6،11،12. ومؤسسة Emerginز الصورة هي أن [كا 2+] ط إشارات ضمن عمليات نجمية (على سبيل المثال، الفروع والأفرع)، وهي المواقع الأساسية للتفاعل مع الخلايا العصبية والأوعية الدموية، ونادرا ما يتم استكشافها بالتفصيل. في الآونة الأخيرة، واستخدام مؤشرات الكالسيوم المشفرة وراثيا (GECIs) مثل GCaMP3 عصاري خلوي، GCaMP5G وGCaMP6 وغشاء البلازما الإصدارات المربوطة (على سبيل المثال، LCK-GCaMP3) قد يسمح دراسة [كا 2+] ط إشارات في مقصورات صغيرة من الخلايا النجمية مثل هذه عمليات رقيقة، بالقرب من غشاء البلازما وداخل الأراضي كلها 7،8. ومع ذلك، GECIs ديك عيب واحد على العضوية الكالسيوم 2+ مؤشر الأصباغ وهذا هو الشرط للطرق الوراثية لتقديم جينات ترميز بشكل انتقائي على الخلايا النجمية في الجسم الحي لفترات تتراوح بين أسابيع لGECIs أن يكون مناسب التعبير عنها. وعادة ما يتحقق التعبير في الجسم الحي باستخدام الفئران المعدلة وراثيا، الضربة القاضية في الفئران أو مع فيروس أساس تسليم التطبيقالصراصير. في المقالة إن الرب الحالية نفيدكم الأساليب والإجراءات المستخدمة لتقديم GECIs إلى الخلايا النجمية الجسم المخطط باستخدام فيروسات الغدة المرتبطة. ونحن نركز على خلوي GCaMP3 كمثال على ذلك، ولكن يعمل نفس الإجراء الأساسي لأي GECI الآخرين أو البروتين الفلوري مراسلة مقرها.

Protocol

وكانت جميع البروتوكولات الحيوانية وفقا للمعاهد الوطنية الأمريكية للصحة دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية وتمت الموافقة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي في جامعة كاليفورنيا. 1.1) إعداد ممص مكروى وAAV2 / 5 الفيروسات ت…

Representative Results

للتعبير محدد نجمية من خلوي GCaMP3 في المخطط، استخدمنا الغدة المرتبطة الفيروسات (AAV) من 5 المصلي، وGFAP GfaABC 1 D المروج (الشكل 1A)، وهو ما ثبت سابقا أن يقود GCaMP3 قوية ومراسل الجين التعبير في قرن آمون والقشرية الخلايا النجمية 8،14. بعد أسبوعين من حقن مكروي الفير…

Discussion

وقد أتاحت الطرق الموصوفة هنا لنا للتعبير عن خلوي GCaMP3 الخلايا النجمية في الجسم المخطط في الجسم الحي لاحق [كا 2+] ط التصوير في الموقع. هذا الأسلوب له مزايا أكثر باستخدام الفئران المعدلة وراثيا أو الضربة القاضية في، بما في ذلك التعبير القوي للاستهدا?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وقد أيد غالبية العمل والموظفين المشاركين من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح NS060677 وجزئيا من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح MH099559 وMH104069 (لBSK). وأيد بعض الأعمال أيضا من قبل مؤسسة CHDI.

Materials

Syringe Pump Harvard Apparatus 704506
Glass Capillaries World Precision Instruments 1B100-4
Micropipette puller Narishige PC-10
Micropipette grinder Narishige EG-40
pZac2.1 GfaABC1D.cyto-GCaMP3 Addgene 44331 a plasmid sent to UPenn Vector Core for virus packaging
I mL syringe BD 309628
syringe needle BD 305109
AAV2/5 virus UPenn vector core NA
Sudan red IV Sigma-Aldrich 67386
Mineral oil CVS Pharmacy 152355
Cryostat Leica CM3050 S
Stereotaxic instrument David Kopf Instruments 900LS
High Speed Rotary Micromotor Kit FOREDOM K.1070
Paraformaldehyde Santa cruz biotechnology sc-281692
Super Glue Krazy®Glue KG925
Microslicer Ted Pella DTK-Zero 1
Confocal microscopes Olympus FV300 and FV1000
Normal goat serum Vector S-1000
chicken anti-GFP Abcam ab13970
mouse anti-s100β Sigma-Aldrich S2532
mouse anti-NeuN Millipore MAB377
mouse anti-glutamine synthetase Millipore MAB302
goat anti-mouse-Alexa546 Invitrogen A11003
goat anti-chicken-Alexa488 Invitrogen A11039
Microscope Slides Fisher Scientific 12-550-15
Cover Glass Fisher Scientific 12-548-5J
Mounting Medium Vector H-1000

References

  1. Agulhon, C., et al. What is the role of astrocyte calcium in neurophysiology. Neuron. 59, 932-946 (2008).
  2. Khakh, B. S., North, R. A. Neuromodulation by extracellular ATP and P2X receptors in the CNS. Neuron. 76, 51-69 (2012).
  3. Gourine, A. V., et al. Astrocytes control breathing through pH-dependent release of ATP. Science. 329, 571-575 (2010).
  4. Florian, C., Vecsey, C. G., Halassa, M. M., Haydon, P. G., Abel, T. Astrocyte-derived adenosine and A1 receptor activity contribute to sleep loss-induced deficits in hippocampal synaptic plasticity and memory in mice. J Neurosci. 31, 6956-6962 (2011).
  5. Shigetomi, E., Jackson-Weaver, O., Huckstepp, R. T., O’Dell, T. J., Khakh, B. S. TRPA1 channels are regulators of astrocyte basal calcium levels and long-term potentiation via constitutive D-serine release. J Neurosci. 33, 10143-10153 (2013).
  6. Tong, X., Shigetomi, E., Looger, L. L., Khakh, B. S. Genetically encoded calcium indicators and astrocyte calcium microdomains. Neuroscientist. 19, 274-291 (2013).
  7. Shigetomi, E., Kracun, S., Sofroniew, M. V., Khakh, B. S. A genetically targeted optical sensor to monitor calcium signals in astrocyte processes. Nat Neurosci. 13, 759-766 (2010).
  8. Shigetomi, E., et al. Imaging calcium microdomains within entire astrocyte territories and endfeet with GCaMPs expressed using adeno-associated viruses. J Gen Physiol. 141, 633-647 (2013).
  9. Shigetomi, E., Khakh, B. S. Measuring near plasma membrane and global intracellular calcium dynamics in astrocytes. J Vis Exp. 26, (2009).
  10. Reeves, A. M., Shigetomi, E., Khakh, B. S. Bulk loading of calcium indicator dyes to study astrocyte physiology: key limitations and improvements using morphological maps. J Neurosci. 31, 9353-9358 (2011).
  11. Li, D. D., Agulhon, C., Schmidt, E., Oheim, M., Ropert, N. New tools for investigating astrocyte-to-neuron communication. Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, (2013).
  12. Davila, D., Thibault, K., Fiacco, T. A., Agulhon, C. Recent molecular approaches to understanding astrocyte function in vivo. Front Cell Neurosci. 7, 272 (2013).
  13. Paxinos, G., Franklin, K. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).
  14. Perea, G., Yang, A., Boyden, E. S., Sur, M. Optogenetic astrocyte activation modulates response selectivity of visual cortex neurons in vivo. Nat Commun. 5, 3262 (2014).
  15. Sofroniew, M. V., Vinters, H. V. Astrocytes: biology and pathology. Acta Neuropathol. 119, 7-35 (2010).
  16. Eid, T., et al. Loss of glutamine synthetase in the human epileptogenic hippocampus: possible mechanism for raised extracellular glutamate in mesial temporal lobe epilepsy. Lancet. 363, 28-37 (2004).
  17. Eid, T., Williamson, A., Lee, T. S., Petroff, O. A., de Lanerolle, N. C. Glutamate and astrocytes–key players in human mesial temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49 Suppl 2, 42-52 (2008).
  18. Tong, X., et al. Astrocyte Kir4.1 ion channel deficits contribute to neuronal dysfunction in Huntington’s disease model mice. Nat Neurosci. 17, 694-703 (2014).
  19. Ortinski, P. I., et al. Selective induction of astrocytic gliosis generates deficits in neuronal inhibition. Nat Neurosci. 13, 584-591 (2010).
  20. Zhang, Y., Barres, B. A. Astrocyte heterogeneity: an underappreciated topic in neurobiology. Curr Opin Neurobiol. 20, 588-594 (2010).
  21. Reimsnider, S., Manfredsson, F. P., Muzyczka, N., Mandel, R. J. Time course of transgene expression after intrastriatal pseudotyped rAAV2/1, rAAV2/2, rAAV2/5, and rAAV2/8 transduction in the rat. Mol Ther. 15, 1504-1511 (2007).
check_url/kr/51972?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Jiang, R., Haustein, M. D., Sofroniew, M. V., Khakh, B. S. Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators. J. Vis. Exp. (93), e51972, doi:10.3791/51972 (2014).

View Video