La detección de óxido nítrico y el radical anión superóxido por espectroscopía de resonancia paramagnética de electrones de las células utilizando atrapadores
Summary
Resonancia de electrones paramagnético (EPR), espectroscopía fue empleado para detectar óxido nítrico a partir de células endoteliales aórticas bovinas y aniones radicales superóxido de los neutrófilos humanos utilizando hierro (II)-N-metil-D-glucamina ditiocarbamato, Fe (mgd)<sub> 2</sub> Y 5,5-dimetil-1-pyroroline-N-óxido, DMPO, respectivamente.
Abstract
El nitrógeno reactivo / especies de oxígeno (ROS / RNS) a bajas concentraciones jugar un papel importante en la regulación de la función celular, de señalización, y la respuesta inmune, pero en concentraciones no regulados son perjudiciales para la viabilidad celular 1, 2. Mientras que los sistemas vivos han evolucionado con los mecanismos de defensa antioxidantes endógenos y la dieta para regular la generación de ROS, ROS se producen continuamente, como subproductos naturales del metabolismo normal del oxígeno y puede causar daño oxidativo a las biomoléculas que resultan en la pérdida de función de las proteínas, ADN división, o de los lípidos peroxidación de los tres, y en última instancia con el estrés oxidativo que conduce a la lesión celular o la muerte 4.
Radical anión superóxido (O 2 • -) es el principal precursor de algunas de las especies más altamente oxidantes conocidos que existen en los sistemas biológicos, tales como peroxinitrito y el radical hidroxilo. La generación de O 2 • – señala el primer signo de ruptura oxidativa, y por lo tanto, ict detección y / o retención en los sistemas biológicos es importante. En esta demostración, O 2 • – fue generada a partir de los neutrófilos polimorfonucleares (PMN). A través de la estimulación quimiotáctica con forbol-12-miristato-13-acetato (PMA), PMN genera O 2 • – a través de la activación de la nicotinamida adenina dinucleótido fosfato (NADPH) oxidasa 5.
El óxido nítrico (NO) sintasa, que se presenta en tres isoformas, como inducible, neuronal y NOS endotelial, o iNOS, nNOS o eNOS, respectivamente, cataliza la conversión de L-arginina a L-citrulina, utilizando NADPH para producir N º 6 . Aquí, NO generado a partir de células endoteliales. Bajo condiciones de estrés oxidativo, NOSe por ejemplo puede cambiar de la producción de NO a O 2 • – en un proceso llamado desacoplamiento, que se cree que está causada por la oxidación del grupo hemo 7 o el factor de co-, tetrahidrobiopterina (BH 4) 8.
Hay sólo unos pocosmétodos fiables para la detección de radicales libres en los sistemas biológicos, pero están limitadas por la especificidad y sensibilidad. Atrapamiento centrifugado se utiliza comúnmente para la identificación de los radicales libres e implica la reacción de adición de un radical a una trampa de giro formando un aducto giro persistente que puede ser detectado por resonancia paramagnética electrónica (EPR), espectroscopía. Los aductos de varios radicales presentan espectro característico que puede ser utilizado para identificar a los radicales que se generan y pueden proporcionar una gran cantidad de información acerca de la naturaleza y la cinética de la producción de radicales 9.
Los nitronas cíclicos, 5,5-dimetil-pirrolina-N-óxido, DMPO 10, la fosforil-sustituido DEPMPO 11, y el éster-sustituido, EMPO 12 y BMPO 13, han sido ampliamente empleado como atrapadores – el giro último trampas exhibe ya las vidas medias de O 2 • – aducto. Hierro (II)-N-metil-D-glucamina ditiocarbamato, Fe (MGD) 2 </> Sub se utiliza comúnmente para atrapar NO debido a la alta tasa de formación de aducto y la alta estabilidad del aducto giro 14.
Protocol
Discussion
Atrapamiento EPR giro ha sido empleado en una amplia gama de aplicaciones biomédicas para la cuantificación y la identificación de los radicales libres. Atrapamiento Spin es altamente sensible, capaz de detectar los radicales en concentraciones que van desde nM a mM tanto por lo que es adecuado para aplicación en los sistemas biológicos. La formación del aducto paramagnético, NO-Fe 2 +-MGD, es la base de NO detección a través de EPR. Fe 2 +-MGD reacciona con rapidez NO 18</su…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue financiado por el NIH Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre subvención RO1 HL81248.
Materials
| Name of the reagent | Company | Catalogue number | Comments (optional) |
| Phenol free DMEM medium High glucose 1X |
GIBCO | 31053 | |
| 0.25% Trypsin- EDTA | GIBCO | 25200 | |
| L-Glutamine | Fisher Scientific | BP379-100 | |
| MEM Non Essential Amino acids | GIBCO | 11140 | |
| Fetal Bovine serum | Atlanta Biologicals | S11550 | |
| Endothelial Growth factor | Millipore | 02-102 | |
| CaI | Enzo Life Sciences | A-23187 | Dissolve in DMSO |
| SIN-1 | Enzo Life Sciences | BML-CN245-0020 | |
| DMPO | Dojindo Laboratories | D048-10 | |
| FeSO4.7H2O | Sigma Aldrich | 215422-250G | Dissolve in PBS with Ca and Mg |
| MGD | Enzo Life Sciences | ALX-400-014-M050 | Dissolve in PBS with Ca2+ and Mg2+ |
| BAEC cells | Cell Systems | 2B2-C75 | |
| DMSO | Fisher Scientific | BP231-100 | |
| DPBS | Sigma Aldrich | D8537 | |
| DPBS with CaCl2 and MgCl2 | Sigma Aldrich | D8662 | |
| Phorbol-myristate acetate (PMA) | Sigma Aldrich | 79346-1MG |
Referências
- Winterbourn, C. C. Reconciling the chemistry and biology of reactive oxygen species. Nat. Chem. Biol. 4, 278-286 (2008).
- Winterbourn, C. C., Hampton, M. B. Thiol chemistry and specificity in redox signaling. Free Radic. Biol. Med. 45, 549-561 (2008).
- Clerch, L. B., Massaro, D. J. . Oxygen, Gene Expression, and Cellular Function. , (1997).
- Gutteridge, J. M. C., Halliwell, B. Antioxidants: Molecules, medicines, and myths. Biochem. Biophys. Res. Commun. 393, 561-564 (2010).
- Sumimoto, H. Structure, regulation and evolution of Nox-family NADPH oxidases that produce reactive oxygen species. FEBS J. 275, 3249-3277 (2008).
- Ignarro, L. J. . Editor Nitric Oxide: Biology and Pathobiology. , (2009).
- Moreau, M. Differential effects of alkyl- and arylguanidines on the stability and reactivity of inducible NOS heme-dioxygen complexes. Bioquímica. 45, 3988-3999 (2006).
- Vasquez-Vivar, J. Superoxide generation by endothelial nitric oxide synthase: the influence of cofactors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95, 9220-9225 (1998).
- Villamena, F. A., Zweier, J. L. Detection of reactive oxygen and nitrogen species by EPR spin trapping. Antioxid. Redox Signal. 6, 619-629 (2004).
- Finkelstein, E., Rosen, G. M., Rauckman, E. J. Spin trapping of superoxide and hydroxyl radical: practical aspects. Arch. Biochem. Biophys. 200, 1-16 (1980).
- Frejaville, C. 5-Diethoxyphosphoryl-5-methyl-1-pyrroline N-oxide (DEPMPO): a new phosphorylated nitrone for the efficient in vitro and in vivo spin trapping of oxygen-centered radicals. J. Chem. Soc., Chem. Commun. , 1793-1794 (1994).
- Olive, G., Mercier, A., Le Moigne, F., Rockenbauer, A., Tordo, P. 2-Ethoxycarbonyl-2-methyl-3,4-dihydro-2H-pyrrole-1-oxide: Evaluation of the spin trapping properties. Free Radical. Biol. Med. 28, 403-408 (2000).
- Villamena, F. A., Zweier, J. L. Superoxide radical trapping and spin adduct decay of 5-tert-butoxycarbonyl-5-methyl-1-pyrroline N-oxide (BocMPO): kinetics and theoretical analysis. J. Chem. Soc., Perkin Trans. 2, 1340-1344 (2002).
- Tsuchiya, K. Nitric oxide-forming reactions of the water-soluble nitric oxide spin-trapping agent, MGD. Free Radical Biol. Med. 27, 347-355 (1999).
- Vanin, A. F., Poltorakov, A. P., Mikoyan, V. D., Kubrina, L. N., van Faassen, E. Why iron-dithiocarbamates ensure detection of nitric oxide in cells and tissues. Nitric Oxide. 15, 295-311 (2006).
- RojasWahl, R. U. Decomposition mechanism of 3-N-morpholinosydnonimine (SIN-1): A density functional study on intrinsic structures and reactivities. J. Mol. Model. 10, 121-129 (2004).
- Klempner, M. S., Gallin, J. I. Separation and functional characterization of human neutrophil subpopulations. Blood. 51, 659-669 (1978).
- Pou, S. Spin trapping of nitric oxide by ferro-chelates: kinetic and in vivo pharmacokinetic studies. Biochim. Biophys. Acta. 1427, 216-226 (1999).
- Finkelstein, E., Rosen, G. M., Rauckman, E. J. Spin trapping. Kinetics of the reaction of superoxide and hydroxyl radicals with nitrones. J. Am. Chem. Soc. 102, 4994-4999 (1980).
- Britigan, B. E., Rosen, G. M. Spin-trapping and human neutrophils. Limits of detection of hydroxyl radical. J. Biol. Chem. 264, 12299-12302 (1989).
- Frejaville, C. 5-(Diethoxyphosphoryl)-5-methyl-1-pyrroline N-oxide: A new efficient phosphorylated nitrone for the in vitro and in vivo spin trapping of oxygen-centered radicals. J. Med. Chem. 38, 258-265 (1995).
- Snyrychova, I. Improvement of the sensitivity of EPR spin trapping in biological systems by cyclodextrins: A model study with thylakoids and photosystem II particles. Free Radical Biol. Med. 48, 264-274 (2010).
- Han, Y. Lipophilic beta-cyclodextrin cyclic-nitrone conjugate: Synthesis and spin trapping studies. J. Org. Chem. 74, 5369-5380 (2009).
- Han, Y., Tuccio, B., Lauricella, R., Villamena, F. A. Improved spin trapping properties by beta-cyclodextrin-cyclic nitrone conjugate. J. Org. Chem. 73, 7108-7117 (2008).
- Hardy, M. Detection, characterization, and decay kinetics of ROS and thiyl adducts of mito-DEPMPO spin trap. Chem. Res. Toxicol. 20, 1053-1060 (2007).
- Kim, S. -. U. Fast reactivity of a cyclic nitrone-calix[4]pyrrole conjugate with superoxide radical anion: Theoretical and experimental studies. J. Am. Chem. Soc. 132, 17157-17173 (2010).
