Summary

Einem mikrofluidischen Biochip-basierte Elektrochemische für Markierungsfreie DNA-Hybridisierungsanalyse

Published: September 10, 2014
doi:

Summary

Wir präsentieren einen mikrofluidischen Biochip-basierten elektrochemischen DNA-Hybridisierung für Erkennung. Folgende ssDNA-Sonde Funktionalisierung werden die Spezifität, Empfindlichkeit und Nachweisgrenze mit komplementären und nicht-komplementären ssDNA Ziele untersucht. Ergebnisse veranschaulichen den Einfluss der DNA-Hybridisierungsereignisse auf dem elektrochemischen System, mit einer Nachweisgrenze von 3,8 nM.

Abstract

Miniaturisierung von analytischen Laborbedingungen in den Mikromaßstab bietet erhebliche Vorteile in Bezug auf die Reaktionszeit, der Kosten und der Integration von Vorverarbeitungsschritte. Verwendung dieser Vorrichtungen zur Analyse von DNA-Hybridisierungsereignisse ist wichtig, weil es eine Technologie zur Echtzeit-Beurteilung von Biomarkern am Point-of-Care für verschiedene Krankheiten. Wenn die Vorrichtung Grundfläche verringert jedoch die Dominanz der verschiedenen physikalischen Erscheinungen zu. Diese Phänomene beeinflussen die Fertigungsgenauigkeit und Betriebssicherheit der Vorrichtung. Daher besteht ein großer Bedarf zur genauen Herstellung und Betrieb dieser Geräte in einer reproduzierbaren Weise, um die Gesamtleistung zu verbessern. Hier beschreiben wir die Protokolle und die für die Herstellung und den Betrieb eines Mikrofluidbasis elektro Biochips für die genaue Analyse von DNA-Hybridisierungsereignissen Methoden. Der Biochip besteht aus zwei Teilen: einem Mikrofluid-Chip mitdrei parallele Mikrokanäle aus Polydimethylsiloxan (PDMS) hergestellt, und ein 3 x 3 Feld aus elektrochemischen Mikrochip. Die DNA-Hybridisierungsereignisse werden durch elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS)-Analyse nachgewiesen. Die EIS-Analyse ermöglicht die Überwachung Variationen der Eigenschaften des elektrochemischen Systems, das dominant in diesen Längenskalen sind. Mit der Fähigkeit, Änderungen sowohl Ladungstransfer und Diffusionswiderstand mit dem Biosensor zu überwachen, die Selektivität für komplementäre ssDNA Ziele, eine berechnete Nachweisgrenze von 3,8 nm und eine 13% Kreuzreaktivität mit anderen, nicht-komplementäre ssDNA folgenden 20 min zeigen wir, Inkubation. Diese Methode kann die Leistung von miniaturisierten Geräten durch die Aufklärung über das Verhalten der Diffusion auf der Mikroskala Regime und durch Aktivieren der Untersuchung von DNA-Hybridisierungsereignissen zu verbessern.

Introduction

Mikrofluidischen Lab-on-a-Chip (LOC)-Geräte bieten zahlreiche Vorteile in der klinischen Diagnostik, der Umweltüberwachung und der biomedizinischen Forschung. Diese Vorrichtungen verwenden mikrofluidische Kanäle, um eine Fluidströmung zu Bereichen des Chips, wo eine Vielzahl von Verfahren, einschließlich Mischen Reagens, bezogen Affinität bindende, Signaltransduktion und der Zellkulti 1-4 erfolgen steuern. Mikrofluidik bietet viele Vorteile gegenüber herkömmlichen klinischen Diagnosewerkzeuge wie Mikrotiterplatte Leser oder Elektrophorese-Gel-Shift-Assays. Mikrofluidik-Vorrichtungen erfordern 2 bis 3 Grßenordnungen (Nanolitern, im Gegensatz zu Mikroliter) weniger Reagenzien ähnliche Tests durchzuführen. Auch können diese Geräte die Geschwindigkeit, mit der einige biologische Ereignisse aufgrund der kleineren Haft der Arten innerhalb der Kanäle 5,6 zu erhöhen. Drittens können Sensoren in Mikrofluidikeinheiten mittels Lithographie und Ätzverfahren, die markierungsfreie Erken bieten können integriert werdenn. Schließlich sind diese Vorrichtungen kostengünstig in der Herstellung und erfordern wenig Aufwand seitens des Technikers zu bedienen 7-10.

Markierungsfreien Detektion wird typischerweise unter Verwendung eines optischen oder elektrischen Wandlers. Optische Vorrichtungen besser Sensorleistung aufgrund der geringeren Beeinträchtigung Analyten in der Probe vorliegt. Dennoch ist ihre Leistung in Fällen, in denen die Proben Hintergrund die gleiche Resonanzwellenlänge als Sensor 11 beeinträchtigt werden. Es gibt viele Vorteile bei der Verwendung von elektrischen Signalen, um biologische und chemische Nachweis in mikrofluidischen Systemen durchzuführen. Die Herstellung von sich aus weniger kompliziert, da diese Sensoren in der Regel nur erforderlich strukturierten Elektroden zu bedienen. Zusätzlich können elektrische Signale direkt mit den meisten Messvorrichtung verbunden werden, während eine andere Signal Modalitäten kann ein Wandler erforderlich, um das Signal umzuwandeln 12-15. Elektrische Sensoren häufig Veränderungen in impedanc messenE 16,17, Kapazität 18, 19 oder Redox-Aktivität. Allerdings werden vor neue Herausforderungen gestellt, wie diese Systeme miniaturisiert werden. Die wichtigsten Herausforderungen zu meistern sind: Probenvorbereitung und Mischen von Flüssigkeiten (aufgrund der geringen Probenvolumen und Reynolds-Zahl), physikalische und chemische Effekte (einschließlich Kapillarkräfte, Oberflächenrauhigkeit, chemische Wechselwirkungen zwischen Baumaterialien und Analyten), niedrige signal Rausch-Verhältnis 20-23 und mögliche Interferenz von elektroaktiven Analyten in komplexen biologischen Proben (zB Blut und Speichel) (durch die verringerte Oberfläche und Volumen) gemessen. Weitere Untersuchungen dieser Effekte wird Richtlinien für eine genaue Fertigung und des Betriebs dieser Geräte in einer reproduzierbaren Art und Weise, auf die Gesamtleistung verbessern würde.

DNA-Hybridisierungsdetektion wird weitgehend verwendet, um genetische Erkrankungen 24,25 und verschiedene Formen von Canc diagnostizierenER 26. Jedes Jahr werden mehrere Stämme der Influenza bei Patienten, die Ergebnisse von DNA-Hybridisierungstechniken 27 identifiziert. Das Influenza-Virus allein entfallen 36.000 Todesfälle pro Jahr in den Vereinigten Staaten 28. Solche Beispiele könnten von einer Tisch-Mikrofluid-Vorrichtung, die die gleichen Testverfahren wie einem Plattenleser oder ein Gel-Shift-Assay mit geringen Probenvolumen und zu einem Bruchteil der Kosten, ohne die Empfindlichkeit oder Spezifität führen kann profitieren. Aufgrund der vielen Vorteile der markierungsfreien elektrochemischen Sensor, es wurde ausgiebig für den Nachweis von DNA-Hybridisierungsereignissen 29,30 verwendet. Ein Setup, wo Makro-Skala Elektroden (im Millimeterbereich) in Bechergläser mit der Lösung von Interesse getaucht werden können, verwendet werden, um sehr sensible Daten über die Bindung Kinetik von Einzelstrang-DNA-Sequenzen auf ihre passenden komplementären Sequenzen liefern. Kürzlich gab es ein paar Fortschritte bei der Einbeziehung elektrochemischen Mess in MICRofluidics für die DNA-Hybridisierung. Es wurden Studien durchgeführt über Hybridisierungskinetik 31 und Integration von Sensoren für die Erkennung 15 in mikrofluidischen Kanälen. Allerdings gibt es immer noch einen Bedarf für eine schnelle Hochdurchsatz-Mikrofluid-Gerät, das DNA-Hybridisierungsereignisse parallel analysieren kann, ohne komplizierte Probenvorbereitungsschritte.

Die in dieser Arbeit vorgestellten Vorrichtung ist eine Plattform, die mehrere Wechselwirkungen, die parallel und ohne aufwendige Probenvorbereitungsschritte durchmustert werden können. Unser Protokoll zeigt, wie Mikrofluidik-basierten elektrochemische Biochips sind mit mikroelektromechanische Systeme (MEMS)-Technologie 32,33 mikrofabriziert. Wir beschreiben den Herstellungsprozeß sowohl des mikrofluidischen Chips von Polydimethylsiloxan (PDMS) und die elektrochemische Chip, der eine Anordnung von Elektroden umfasst. Die chemische Funktionalisierung des Biochips mit ssDNA-Sonden wird ebenfalls angesprochen. Schließlich wird die Abilkeit des Biosensors speziell zu erkennen und zu analysieren, ssDNA Ziele demonstriert. Insgesamt ist die mikrofluidische Basis elektro Biochip eine schnelle und hohe Durchsatzanalyse-Technik. Es kann verwendet werden, um Wechselwirkungen zwischen biologischen Molekülen und Durchführung Wandler zu untersuchen, und können in einer Vielzahl von Lab-on-a-Chip-Anwendungen verwendet werden.

Protocol

1. Mikrofabrikation des mikrofluidischen Chips Bereiten Elektrochemische Chip Muster Goldelektroden Spülen Sie ein leeres 4 '' Silizium-Wafer (Grade-Qualität prime) mit Aceton, Methanol und Isopropanol ("AMI" sauber). Spülen Sie das Isopropanol aus dem Wafer mit deionisiertem Wasser (DI), gefolgt von Trocknen mit N 2 Pistole. Wachsen eine 1 um dicke SiO 2-Passivierungsschicht mit plasmaunterstützte chemische Gasphasenabscheidung (PECVD)-T…

Representative Results

Eine steuerbare und genaue Herstellungsverfahren für die Versuchsvorrichtung ist wesentlich, in der Forschung. Es erlaubt Forschern, reproduzierbare und Hochdurchsatz-Experimenten erhalten. Hier haben wir eine hohe Ausbeute, hohe Reproduzierbarkeit Mikroprozess eines mikrofluidischen Biochip-basierten elektrochemischen (Abbildung 1) gezeigt. Mit einer niedrigen Ausfallrate haben nur wenige Geräte Haft Fragen, die Leckage Lösung führen gezeigt. Um die elektrochemische Aktivität des Biochips zu valid…

Discussion

Unsere Verfahren zeigen die Herstellung eines mikrofluidischen Basis elektro Biochip und seine Verwendung für die DNA-Hybridisierungsereignissen Analyse. Durch eine hohe Ausbeute gesteuert Mikroprozess entwickeln wir ein Gerät der Mikrokanäle mit einer Reihe von elektrochemischen Wandler integriert zusammen. Wir haben gesteuerten Bearbeitungsparameter für die Photolithographie Verfahren der elektrochemischen Chip und der mikrofluidischen Kanal Form durch einen iterativen Ansatz entwickelt. Diese Schritte stellen Lei…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren erkennen die Robert W. Deutsch-Stiftung, die Defense Threat Reduction Agency (DTRA) und der National Science Foundation Frontiers in Schwellen Forschung und Innovation (EFRI) für finanzielle Unterstützung. Die Autoren danken auch dem Maryland und seine Nanocenter FabLab für Reinraumanlage Unterstützung.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Material
4'' Silicon wafer Ultrasil 4-5664 Single side polished; P-type; Boron doped; Orientation 1-0-0; Thickness 500 micron; Resistance 10-20 ohm*cm
Shipley 1813 photoresist ("PR1") Microchem positive photoresist
AZ5214 photoresist ("PR2") Hoechst Celanse positive photoresist
SU-8 50 photoresist ("PR3") Microchem negative photoresist
Gold etchant Transene TFA No dilution
Chromium etchant Transene 1020AC No dilution
PDMS elastomer Dow Corning 3097366 1004
PDMS curing agent Dow Corning 3097358 1004
Biopsy punching tool Healthlink BP20
Tygon flexible tubing Cole Parmer  R 3603 .015"
Tygon flexible adapter Cole Parmer  06417-41 .0625"
1 mL syringe Beckton-Dickenson 301025
Monobasic potassium phosphate Fluka 1551139
Potassium phosphate dibasic anhydrous Sigma RES20765-A7
Sodium chloride Sigma-Aldrich S7653
tris(2-carboxyethyl)phosphine Aldrich C4706
6-mercapto-1-hexanol Aldrich 451088
20x concentrated saline-sodium citrate buffer Sigma 93017
Potassium hexacyanoferrate(III) Aldrich 455946
Sodium ferrocyanide Aldrich CDS001589
Target ssDNA #1 Integrated DNA Technologies (IDT) 100 nmole DNA oligo 5’-/5ThioMC6-D/AAAGCTCCGATAGCGCTCCG
TGGACGTCCC-3’
Complementary ssDNA #1 Integrated DNA Technologies (IDT) 100 nmole DNA oligo 5’-GGGACGTCCACGGAGCGCTA
TCGGAGCTTT-3’
Target ssDNA #2 Integrated DNA Technologies (IDT) 100 nmole DNA oligo 5’-/5ThioMC6-D/ACGCGTCAGGTCATTGACGA
ATCGATGAGT-3’
Complementary ssDNA #2 Integrated DNA Technologies (IDT) 100 nmole DNA oligo 5’-ACTCATCGATTCGTCAATGA
CCTGACCCGT-3’
Target ssDNA #3 Integrated DNA Technologies (IDT) 100 nmole DNA oligo 5’-/5ThioMC6-D/ACCTAGATCCAGTAGTTAGA
CCCATGATGA-3’
Complementary ssDNA #3 Integrated DNA Technologies (IDT) 100 nmole DNA oligo 5’-TCATCATGGGTCTAACTACT
GGATCTAGGT-3’
Instrument
Plasma Enhanced Chemical Vapor Deposition (PECVD) Oxford Instruments PlasmaLab System 100 Chamber pressure 1000 mTorr, Tempreture 200 celsius degrees, RF power 20 W, Gasses: a) N2O flow rate 710 sccm; b) a composition of 5% SiH4 and 95% N2 gasses flow rate 170 sccm, SiO2 growth rate 690 Angstrom/minute.
DC sputtering unit AJA International ATC 1800-V For Chrome: Chamber pressure 10 mTorr, Argon flow rate 20 sccm, Supplied DC power 200 W, Sputter rate 10 nm/min. For Gold: Chamber pressure 10 mTorr, Argon flow rate 20 sccm, Supplied DC power 200 W, Sputter rate 36 nm/min.
E-beam evaporation system Denton Custom-built For Titanium: Chamber pressure <2E-6 Torr, Supplied power to the e-gun 7.5k W, Filament current 150-200 mA, Evaporation rate 6-10 Angstrom/second. For Platinum: Chamber pressure <2E-6 Torr, Supplied power to the e-gun 7.5k W, Filament current 150-200 mA, Evaporation rate 2-3 Angstrom/second. 
Potentiostat CH Instruments 660D
Syringe pump KD Scientific KDS230

Referências

  1. Hong, J., Edel, J. B., deMello, A. J. Micro- and nanofluidic systems for high-throughput biological screening. Drug Discov. Today. 14, 134-146 (2009).
  2. Sun, Y., Kwok, Y. C. Polymeric microfluidic system for DNA analysis. Anal. Chim. Acta. 556, 80-96 (2006).
  3. Xu, Y., Yang, X., Wang, E. Review: aptamers in microfluidic chips. Anal. Chim. Acta. 683, 12-20 (2010).
  4. Yang, W., Woolley, A. T. Integrated multiprocess microfluidic systems for automating analysis. J. Lab. Automat. 15, 198-209 (2010).
  5. Gervais, T., Jensen, K. F. Mass transport and surface reactions in microfluidic systems. Chem. Eng. Sci. 61, 1102-1121 (2006).
  6. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125, 14613-14619 (2003).
  7. Jiang, H., Weng, X. A., Li, D. Q. Microfluidic whole-blood immunoassays. Microfluid. Nanofluid. 10, 941-964 (2011).
  8. Dutse, S. W., Yusof, N. A. Microfluidics-based lab-on-chip systems in DNA-based biosensing: an overview. Sensors. 11, 5754-5768 (2011).
  9. Dittrich, P. S., Manz, A. Lab-on-a-chip: microfluidics in drug discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 5, 210-218 (2006).
  10. Craighead, H. Future lab-on-a-chip technologies for interrogating individual molecules. Nature. 442, 387-393 (2006).
  11. Hunt, H. K., Armani, A. M. Label-free biological and chemical sensors. Nanoscale. 2, 1544-1559 (2010).
  12. Dukkipati, V. R., Pang, S. W. Integrated microfluidic system for DNA analysis. IEEE-NANO 2006. Sixth IEEE Conference on Nanotechnology. 1, 162-165 (2006).
  13. Fang, T. H., et al. Real-time PCR microfluidic devices with concurrent electrochemical detection. Biosens. Bioelectron. 24, 2131-2136 (2009).
  14. Pavlovic, E., et al. Microfluidic device architecture for electrochemical patterning and detection of multiple DNA sequences. Langmuir. 24, 1102-1107 (2008).
  15. Xu, X., Zhang, S., Chen, H., Kong, J. Integration of electrochemistry in micro-total analysis systems for biochemical assays: recent developments. Talanta. 80, 8-18 (2009).
  16. Cai, H., Lee, T. M. -. H., Hsing, I. M. Label-free protein recognition using an aptamer-based impedance measurement assay. Sensor. Actuat. B-Chem. 114, 433-437 (2006).
  17. Iliescu, C., Poenar, D. P., Carp, M., Loe, F. C. A Microfluidic device for impedance spectroscopy analysis of biological samples. Sensor. Actuat. B-Chem. 123, 168-176 (2007).
  18. Prakash, S. B., Abshire, P. Tracking cancer cell proliferation on a CMOS capacitance sensor chip. Biosens. Bioelectron. 23, 1449-1457 (2008).
  19. Yamaguchi, A., et al. Rapid fabrication of electrochemical enzyme sensor chip using polydimethylsiloxane microfluidic channel. Anal. Chim. Acta. 468, 143-152 (2002).
  20. Beebe, D. J., Mensing, G. A., Walker, G. M. Physics and applications of microfluidics in biology. Annu. Rev. Biomed. Eng. 4, 261-286 (2002).
  21. Mariella, R. Sample preparation: the weak link in microfluidics-based biodetection. Biomed. Microdevices. 10, 777-784 (2008).
  22. Bhushan, B. . Springer handbook of nanotechnology. , (2010).
  23. Ghallab, Y. H., Badawy, W. . Lab-on-a-chip: Techniques, circuits, and biomedical applications. , (2010).
  24. Chee, M., et al. Accessing genetic information with high-density DNA arrays. Science. 25, 610-614 (1996).
  25. Ma, K. -. S., Zhou, H., Zoval, J., Madou, M. DNA hybridization detection by label free versus impedance amplifying label with impedance spectroscopy. Sensor. Actuat. B-Chem. 114, 58-64 (2006).
  26. Ito, T., Hosokawa, K., Maeda, M. Detection of single-base mismatch at distal end of DNA duplex by electrochemical impedance spectroscopy. Biosens. Bioelectron. 22, 1816-1819 (2007).
  27. Kao, L. T. -. H., et al. Multiplexed detection and differentiation of the DNA strains for influenza A (H1N1 2009) using a silicon-based microfluidic system. Biosens. Bioelectron. 26, 2006-2011 (2011).
  28. Li, J., Chen, S., Evans, D. H. Typing and subtyping influenza virus using DNA microarrays and multiplex reverse transcriptase PCR. J. Clin. Microbiol. 39, 696-704 (2001).
  29. Gautier, C., et al. Hybridization-induced interfacial changes detected by non-faradaic impedimetric measurements compared to faradaic approach. J. Electroanal. Chem. 610, 227-233 (2007).
  30. Ma, Y., Jiao, K., Yang, T., Sun, D. Sensitive PAT gene sequence detection by nano-SiO2/p-aminothiophenol self-assembled films DNA electrochemical biosensor based on impedance measurement. Sensor. Actuat. B-Chem. 131, 565-571 (2008).
  31. Kim, J. H. -. S., Marafie, A., Jia, X. -. Y., Zoval, J. V., Madou, M. J. Characterization of DNA hybridization kinetics in a microfluidic flow channel. Sensor. Actuat. B-Chem. 113, 281-289 (2006).
  32. Dykstra, P. H., Roy, V., Byrd, C., Bentley, W. E., Ghodssi, R. Microfluidic electrochemical sensor array for characterizing protein interactions with various functionalized surfaces. Anal. Chem. 83, 5920-5927 (2011).
  33. Ben-Yoav, H., Dykstra, P. H., Bentley, W. E., Ghodssi, R. A Microfluidic-based electrochemical biochip for label-free diffusion-restricted DNA hybridization analysis. Biosens. Bioelectron. 38, 114-120 (2012).
  34. Wink, T., van Zuilen, S. J., Bult, A., van Bennekom, W. P. Self-assembled monolayers for biosensors. Analyst. 122, 43R-50R (1997).
  35. McEwen, G. D., Chen, F., Zhou, A. Immobilization, hybridization, and oxidation of synthetic DNA on gold surface: Electron transfer investigated by electrochemistry and scanning tunneling microscopy. Anal. Chim. Acta. 643, 26-37 (2009).
  36. Arinaga, K., Rant, U., Tornow, M., Fujita, S., Abstreiter, G., Yokoyama, N. The role of surface charging during the coadsorption of mercaptohexanol to DNA layers on gold: Direct observation of desorption and layer reorientation. Langmuir. 22, 5560-5562 (2006).
  37. Katz, E., Willner, I. Probing biomolecular interactions at conductive and semiconductive surfaces by impedance spectroscopy: Routes to impedimetric immunosensors, DNA-sensors, and enzyme biosensors. Electroanalysis. 15, 913-947 (2003).

Play Video

Citar este artigo
Ben-Yoav, H., Dykstra, P. H., Gordonov, T., Bentley, W. E., Ghodssi, R. A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis. J. Vis. Exp. (91), e51797, doi:10.3791/51797 (2014).

View Video