Summary

Трехмерная реконструкция сосудистой архитектуры пассивной очистили ЯСНОСТИ мыши яичника

Published: December 10, 2017
doi:

Summary

Здесь мы представляем адаптация пассивной ЯСНОСТИ и 3D реконструкции метод для визуализации яичников сосудистую и фолликулярной капилляров в яичниках нетронутыми мыши.

Abstract

Яичник является главным органом женской репродуктивной системы и имеет важное значение для производства женских гамет и эндокринной системы, но сложных структурных отношений и трехмерные (3D) сосудистую архитектуры управления яичник не хорошо описаны. Для того, чтобы визуализировать 3D соединения и архитектуры кровеносных сосудов в яичнике нетронутыми, первый важный шаг, чтобы оптически ясно яичника. Для того, чтобы избежать усадки ткани, мы использовали гидрогеля на основе фиксации пассивной ЯСНОСТИ (очистить липидный обмен гибридизированных акриламида грузовик изображений / иммуноокрашивания/в situ гибридизация совместимых тканей гидрогеля) протокола метод для очистки нетронутыми яичника . Иммуноокрашивания, расширенный multiphoton confocal микроскопии и 3D изображение реконструкций затем были использованы для визуализации яичников сосудов и фолликулярной капилляров. Используя этот подход, мы показали значительное положительная корреляция (P < 0.01) между длиной фолликулярной капилляров и объем фолликулярной стены.

Introduction

Фолликул является блок основных структурных и функциональных яичников, и ее развития весьма связано с сосудистую внутри яичника. Кровеносные сосуды поставки питания и гормоны фолликулов и таким образом играют важную роль в обеспечении роста и созревания фолликулов1.

Сочетание технологий, в том числе селективного кровеносный сосуд маркеров, трансгенные мыши модели и фармацевтических разработок, увеличили наши знания о яичников сосудистой сети, ангиогенез и функции кровеносных сосудов фолликулогенез. Завязь известен как активный орган, потому что она моделирует различные ткани и сосудистой сети во время фолликулогенез и овуляции. Такие активные реконструкции в размер и структура судов требуется для биологической функции разработки и набором фолликулов.

Традиционные гистологические и histomorphometric методы, с помощью яичников секций и immunolabeling кровеносных сосудов, ограничиваются двухмерные (2D) изображения2. С развитием технологий трехмерного (3D) реконструкции, 2D изображения срезов ткани могут перекрываться сделать 3D структура, но этот метод все еще имеет некоторые ограничения — секционирование ткани может уничтожить микроструктур, некоторые части ткани часто отсутствуют, и значительный труд участвует в принятии 3D реконструкций из изображений, полученных из кусочков. Целом ткани 3D визуализации с помощью конфокальной микроскопии можно преодолеть многие из этих ограничений, но эти методы ограничены к оценке ангиогенеза в эмбриональных яичников3. Использование цельной ткани, очистка методы, такие как ясность4 может увеличить визуализированных объем с тем, чтобы решить эти проблемы в послеродовой период и взрослых яичников, и такие методы предоставляют оптических Распродажа завязи без каких-либо структурных деформаций. Визуализация 3D архитектуры нетронутыми завязи обеспечивает точный образ базы данных для программного обеспечения для анализа изображений, такие как пакет программного обеспечения Imaris, используемый в этой работе.

Ремоделирование завязи всей взрослой жизни является частью динамической физиологические системы, и это делает завязи отличную модель для расследования положения по ангиогенез. Кроме того оценки роли яичников кровеносных сосудов в патологических условиях женской репродуктивной системы, такие как синдром поликистозных яичников или яичников могут быть изучены через весь яичников ткани изображений. Развитие метода пассивной ЯСНОСТИ и использование программного обеспечения для анализа современных изображений предоставили подробной пространственной информации на отношения между кровеносных сосудов и яичников структур, таких как фолликулов.

Protocol

Все процедуры с участием животных темы следовали руководящим принципам Комитета по этике животное в Шанхае медицинский колледж, Университет Фудань (номер 20160225-013 утверждения). 1. Подготовка прозрачной мыши яичника Подготовка решений Приготовляют рас…

Representative Results

Мы адаптировали метод пассивного ЯСНОСТИ в простой и быстрый метод для пассивного яичника, очистка при сохранении фолликулярной и сосудистой архитектуры и получения высоких флуоресцентного сигнала от помечены маркерами судов и фолликулов. 3D архитектура фолликулярн…

Discussion

В текущем исследовании мы представляем 3D визуализации для оценки взаимосвязи между капилляров и отдельных растущих фолликулов. В нашей предыдущей работы, используя же протокол 9мы изучили роль крупных сосудистую, взаимодействия между фолликулов и расположение фолликуло?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано грантов из китайского Специального фонда для постдокторантов (№ 2014T70392 до YF), Фонд национального естественных наук Китая (№ 81673766 до YF), новый учитель грунтовка фонд, Zuoxue фонд университета Фудань и развитие Проект пик Шанхай дисциплин интегративной медицины (20150407).

Materials

Acrylamide Vetec v900845 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/vetec/v900845
Alexa Flour 488 (Dilution 1:50)  Life Technologies A11039 https://www.thermofisher.com/antibody/product/Goat-anti-Chicken-IgY-H-L-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-11039
Alexa Flour 594 (Dilution 1:50) Life Technologies A11012 https://www.thermofisher.com/antibody/product/Goat-anti-Rabbit-IgG-H-L-Cross-Adsorbed-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-11012
Bisacrylamide Amresco 172 http://www.amresco-inc.com/BIS-ACRYLAMIDE-0172.cmsx
Black wall glass bottom dish (Willco-Dish) Ted Pella 14032 http://www.tedpella.com/section_html/706dish.htm#black_wall
Boric acid Sinopharm Chemical Reagent 10004818 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=10004818
Disodium hydrogen phosphate dodecahydrate (Na2HPO4 12H2O) Sinopharm Chemical Reagent 10020318 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=10020318
FocusClear Celexplorer FC-102 http://www.celexplorer.com/product_list.asp?MainType=107&BRDarea=1
Parafilm Bemis PM996 http://www.parafilm.com/products
Paraformaldehyde Sinopharm Chemical Reagent 80096618 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=80096618
PECAM1/CD31, platelet-endothelial cell adhesion molecule 1 (Dilution 1:10) Abcam ab28364 http://www.abcam.com/cd31-antibody-ab28364.html
Photoinitiator VA044 Wako va-044/225-02111 http://www.wako-chem.co.jp/specialty/waterazo/VA-044.htm
Sodium azide Sigma S2002 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/s2002?lang=en&region=US
Sodium chloride (NaCl) Sinopharm Chemical Reagent 10019318 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=10019318
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4 2H2O) Sinopharm Chemical Reagent 20040718 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=20040718
Sodium dodecyl sulfate Sinopharm Chemical Reagent 30166428 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=30166428
Sodium hydroxide (NaOH) Sinopharm Chemical Reagent 10019718 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=10019718
Triton X-100 Sinopharm Chemical Reagent 30188928 http://en.reagent.com.cn/enshowproduct.jsp?id=30188928
Tyrosine hydroxylase (TH, Dilution 1:50) Abcam ab76442 http://www.abcam.com/tyrosine-hydroxylase-phospho-s40-antibody-ab51206.html

Referências

  1. Brown, H. M., Russell, D. L. Blood and lymphatic vasculature in the ovary: development, function and disease. Hum Reprod Update. 20 (1), 29-39 (2014).
  2. McFee, R. M., et al. Inhibition of vascular endothelial growth factor receptor signal transduction blocks follicle progression but does not necessarily disrupt vascular development in perinatal rat ovaries. Biol Reprod. 81 (5), 966-977 (2009).
  3. Coveney, D., Cool, J., Oliver, T., Capel, B. Four-dimensional analysis of vascularization during primary development of an organ, the gonad. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (20), 7212-7217 (2008).
  4. Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues. Nat Protoc. 9 (7), 1682-1697 (2014).
  5. Schindelin, J., et al. Fiji: an Open Source platform for biological image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  6. Cao, G., Fehrenbach, M. L., Williams, J. T., Finklestein, J. M., Zhu, J. X., Delisser, H. M. Angiogenesis in platelet endothelial cell adhesion molecule-1-null mice. Am J Pathol. 175 (2), 903-915 (2009).
  7. Manni, L., Holmäng, A., Lundeberg, T., Aloe, L., Stener-Victorin, E. Ovarian expression of alpha (1)- and beta (2)-adrenoceptors and p75 neurotrophin receptors in rats with steroid-induced polycystic ovaries. Auton Neurosci. 118 (1 – 2), 79-87 (2005).
  8. Chourasia, T. K., Chaube, R., Singh, V., Joy, K. P. Annual and periovulatory changes in tyrosine hydroxylase activity in the ovary of the catfish Heteropneustes fossilis. Gen Comp Endocrinol. 166 (1), 111-116 (2010).
  9. Feng, Y., et al. CLARITY reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions. Sci Rep. 7, 44810 (2017).
  10. Tainaka, K., Kuno, A., Kubota, S. I., Murakami, T., Ueda, H. R. Chemical principles in tissue clearing and staining protocols for whole-body cell profiling. Annu Rev Cell Dev Biol. 32, 713-741 (2016).
  11. Liang, H., Schofield, E., Paxinos, G. Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique. J Vis Exp. (108), e53673 (2016).
  12. Yang, B., et al. Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing. Cell. 158 (4), 945-958 (2014).
  13. Phillips, J., Laude, A., Lightowlers, R., Morris, C. M., Turnbull, D. M., Lax, N. Z. Development of passive CLARITY and immunofluorescent labelling of multiple proteins in human cerebellum: understanding mechanisms of neurodegeneration in mitochondrial disease. Sci Rep. 6, 26013 (2016).
  14. Roberts, D. G., Johnsonbaugh, H. B., Spence, R. D., MacKenzie-Graham, A. Optical clearing of the mouse central nervous system using passive CLARITY. J Vis Exp. (112), (2016).
  15. Woo, J., Lee, M., Seo, J. M., Park, H. S., Cho, Y. E. Optimization of the optical transparency of rodent tissues by modified PACT-based passive clearing. Exp Mol Med. 48 (12), e274 (2016).
  16. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  17. Chung, A. S., Ferrara, N. Developmental and pathological angiogenesis. Annu Rev Cell Dev Biol. 27, 563-584 (2011).
  18. Rodgers, R. J., Irving-Rodgers, H. F. Formation of the ovarian follicular antrum and follicular fluid. Biol Reprod. 82 (6), 1021-1029 (2010).
  19. Siu, M. K. Y., Cheng, C. Y. The blood-follicle barrier (BFB) in disease and in ovarian function. Adv Exp Med Biol. 763, 186-192 (2014).
  20. Dodt, H. U., et al. Ultramicroscopy: three-dimensional visualization of neuronal networks in the whole mouse brain. Nat Methods. 4, 331-336 (2007).
  21. Hama, H., et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain. Nat Neurosci. 14, 1481-1488 (2011).
  22. Erturk, A., et al. Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO. Nat Protoc. 7, 1983-1995 (2012).
  23. Kuwajima, T., et al. Clear(T): a detergent- and solvent-free clearing method for neuronal and non-neuronal tissue. Development. 140, 1364-1368 (2013).
  24. Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nat Neurosci. 16, 1154-1161 (2013).
  25. Lai, H. M., et al. Rationalisation and validation of an acrylamide-free procedure in three-dimensional histological imaging. PLOS ONE. 11, e0158628 (2016).
  26. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157, 726-739 (2014).
  27. Tainaka, K., et al. Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization. Cell. 159, 911-924 (2014).
  28. Liu, A. K. L., Lai, H. M., Chang, R. C. C., Gentleman, S. M. Free-of-acrylamide SDS-based tissue clearing (FASTClear): A novel protocol of tissue clearing for three-dimensional visualisation of human brain tissues. Neuropathol Appl Neurobiol. 43, 346-351 (2016).
  29. Xu, N., et al. Fast free-of-acrylamide clearing tissue (FACT)-an optimized new protocol for rapid, high-resolution imaging of three-dimensional brain tissue. Sci Rep. 7, 9895 (2017).
  30. Migone, F. F., Cowan, R. G., Williams, R. M., Gorse, K. J., Zipfel, W. R., Quirk, S. M. In vivo imaging reveals an essential role of vasoconstriction in rupture of the ovarian follicle at ovulation. Proc Natl Acad Sci U S A. 113, 2294-2299 (2016).
  31. Malki, S., Tharp, M. E., Bortvin, A. A whole-mount approach for accurate quantitative and spatial assessment of fetal oocyte dynamics in mice. Biol Reprod. 93 (113), (2015).
check_url/pt/56141?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Hu, W., Tamadon, A., Hsueh, A. J., Feng, Y. Three-dimensional Reconstruction of the Vascular Architecture of the Passive CLARITY-cleared Mouse Ovary. J. Vis. Exp. (130), e56141, doi:10.3791/56141 (2017).

View Video